Name: Pomiar temperatury ciała myszy za pomocą termometru na podczerwień podczas pasywnej ogólnoustrojowej anafilaksji i oceny alergii pokarmowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-14T14:45:00.000+00:00
Duration: 4 min 34 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru temperatury ciała myszy termometrem na podczerwień w badaniach alergii i anafilaksji. Technika ta eliminuje konieczność znieczulenia, redukuje stres zwierząt i umożliwia obserwację fenotypów behawioralnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania w laboratorium Kawakami były wspierane przez granty NIH: R01 AR064418-01A1, R01 HL124283-01, R21 AI 115534-01 i R41AI124734-01.

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Instytutu Alergii i Immunologii La Jolla.
1. Pomiar temperatury ciała myszy podczas znieczulenia
<ol>
	<li>Umieść mysz w pudełku indukcyjnym do znieczulenia. Znieczulenie za pomocą przepływu tlenu o przepływie 1 l/min z 5% izofluranem. 
	UWAGA: Znieczulenie jest potwierdzone, gdy mysz przestaje się poruszać dobrowolnie i jest unieruchomiona przez ponad 30 sekund. Alternatywnie, monitoruj częstość oddechów, a gdy myszy oddychają w tempie 1 oddechu na każde 2 s lub dłużej, potwierdzono znieczulenie.</li>
	<li>Przytrzymaj mysz za kark palcem wskazującym i kciukiem, a ogon małym palcem, aby odsłonić dolną część brzucha.</li>
	<li>Umieść czujnik termometru na podczerwień poniżej dolnej części brzucha, trzymając mysz ciałem równolegle do podłoża. 
	UWAGA: Zewnętrzna płaska powierzchnia termometru (nie powierzchnia czujnika) powinna znajdować się w odległości około 2–5 mm od powierzchni brzucha. To powtórzenie wyników temperatur mierzonych, gdy myszy nie są znieczulone (opisane w sekcji 2). Ważne jest, aby określić docelowe miejsce brzucha. Celowanie między dwoma górnymi sutkami pozwala na uzyskanie spójnych rezultatów.</li>
	<li>Przytrzymaj spust, aby zmierzyć temperaturę. Upewnij się, że mysz i termometr są stabilnie trzymane.</li>
</ol>
2. Pomiar temperatury ciała myszy bez znieczulenia
<ol>
	<li>Podnieś mysz za środek ogona.</li>
	<li>Odsłoń brzuch myszy.
	<ol>
		<li>Pozwól myszy trzymać się przednimi łapami powierzchni o prostych krawędziach, takiej jak krawędź otwartej klatki lub górna część klatki. 
		UWAGA: Dzięki temu mysz może rozciągnąć górną część ciała i odsłonić brzuch.</li>
		<li>Alternatywnie, pozwól myszy przytrzymać górną prostą krawędź termometru i spraw, aby mysz usiadła na zewnętrznej płaskiej powierzchni termometru brzuchem tuż nad czujnikiem podczerwieni. 
		UWAGA: Za każdym razem, gdy tylne łapy spoczywają na powierzchni termometru, upewnij się, że stopy nie zasłaniają czujnika od strony brzucha. Termometry z przeszkodą w stopie będą mierzyć temperaturę niższą niż temperatura brzucha.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przytrzymaj spust, aby zmierzyć temperaturę. 
	UWAGA: Myszy mają tendencję do poruszania się; Zachowaj ostrożność w konsekwentnym mierzeniu tego samego miejsca ciała, wykonując pomiary temperatury, gdy myszy są stosunkowo mniej ruchliwe.</li>
</ol>
3. Pasywna anafilaksja układowa7
<ol>
	<li>Dzień 0: Uczulić na immunoglobulinę E (IgE).
	<ol>
		<li>Przygotować 200 μl (na mysz) IgE anty-dinitrofenylu (DNP) o stężeniu 100 μg/ml w PBS.</li>
		<li>Wstrzyknąć dootrzewnowo 200 μl anty-dinitrofenylu (DNP) IgE przygotowanej w kroku 3.1.1 lub tylko PBS (tylko PBS to kontrola ujemna). Do wstrzykiwań należy użyć igły 26 G. Wstrzyknięcia należy wykonywać tuż obok linii środkowej, mniej więcej między dwoma najniższymi sutkami.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dzień 1: Wywołanie anafilaksji za pomocą DNP-HSA.
	<ol>
		<li>Przygotuj 100 μl (na mysz) DNP-HSA o stężeniu 10 mg/ml w 0,9% NaCl.</li>
		<li>Znieczulij myszy zgodnie z opisem w kroku 1.1.</li>
		<li>Zmierz temperaturę ciała za pomocą techniki opisanej w kroku 1.</li>
		<li>Wstrzyknąć dożylnie 100 μl DNP-HSA przygotowanego w kroku 3.2.1. Do wstrzykiwań należy użyć igły 30 G. Wykonaj zastrzyki w zatokę żylną zaoczodołową. Wbić igłę po przyśrodkowej stronie oka pod płytkim kątem, celując za oko.</li>
		<li>Po wstrzyknięciu należy umieścić myszy w oddzielnych klatkach. Upewnij się, że myszy wyzdrowieją ze znieczulenia. Zauważ, że budzą się i stają się dobrowolnie mobilne.</li>
		<li>Mierz temperaturę ciała za pomocą termometru na podczerwień i obserwuj ich aktywność co 10 minut przez 70 minut.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Mysi model alergii pokarmowej8,9
UWAGA: Schemat jest pokazany w Rysunek 2.
<ol>
	<li>Dzień 0: Uczulij myszy za pomocą OVA/ałunu.
	<ol>
		<li>Przygotuj 100 μl (na mysz) OVA (0,5 mg/ml) i ałunu (10 mg/ml) razem w PBS. Wirować na niskim ustawieniu przez 30 min.</li>
		<li>Znieczulij myszy zgodnie z opisem w kroku 1.1.</li>
		<li>Za pomocą igły 26 G wstrzyknąć dootrzewnowo każdej myszy 100 μl mieszaniny OVA/ałunu przygotowanej w kroku 4.1.1. 
		UWAGA: Ponownie zmieszać mieszaninę OVA/ałun, na krótko przed każdym wstrzyknięciem, aby jak najlepiej zapewnić jednorodną mieszaninę. Patrz krok 3.1.3 w celu uzyskania szczegółowych informacji na temat miejsca wstrzyknięcia.</li>
		<li>Po wstrzyknięciu umieść myszy z powrotem w ich oryginalnych klatkach. Upewnij się, że myszy wyzdrowieją ze znieczulenia. Zauważ, że budzą się i stają się dobrowolnie mobilne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dzień 14: Wykonaj drugie uczulenie za pomocą OVA/ałunu.
	<ol>
		<li>Powtórz kroki 4.1.1, 4.1.2 i 4.1.3.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dni 28-46: Rzuć wyzwanie myszom za pomocą OVA co drugi dzień.
	<ol>
		<li>Przygotować 100 μl (na mysz) OVA w stężeniu 250 mg/ml w PBS. 
		UWAGA: Mieszaninę należy przygotować poprzez delikatne kołysanie w przód iw tył ręką, a nie za pomocą wiru, aby zminimalizować tworzenie się pęcherzyków.
		<ol>
			<li>Jeśli używasz inhibitorów alergii pokarmowych, przygotuj inhibitory9. Przygotować 100 μl (na mysz) inhibitora o stężeniu 1 mg/ml w PBS. Pozwala to na dostarczenie 100 μg inhibitora na każdą mysz. 
			UWAGA: Nie przekraczaj 100 μl inhibitora na mysz, ponieważ myszy są w stanie obsłużyć tylko 200 μl całkowitej objętości zgłębnika podczas jednego dnia wyzwania. Ponieważ 100 μl jest również niezbędne do prowokacji OVA, 100 μl jest maksymalną zalecaną objętością do stosowania inhibitora.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Znieczulij myszy zgodnie z opisem w kroku 1.1.</li>
		<li>Doustnie pobrać zgłębnik każdej myszy ze 100 μl roztworu OVA (25 mg OVA w 100 μl PBS pobranego zgłębnika na mysz), który został przygotowany w kroku 4.3.1.
		<ol>
			<li>W przypadku stosowania inhibitorów należy zastosować te same techniki, które opisano w poniższych krokach dla podawania inhibitora (lub kontroli PBS) przygotowanego w kroku 4.3.1.1 na 30 minut przed prowokacją OVA. Po 30 minutach przejdź do następnego kroku.</li>
			<li>Użyj igły do zgłębnika ze strzykawką o pojemności 1 ml. Pobrać 100 μl OVA do strzykawki.</li>
			<li>Włóż igłę do ust, a następnie, kierując igłę w stronę lewej lub prawej strony gardła, delikatnie wsuń igłę przez przełyk. Wstrzyknąć 100 μl OVA. 
			UWAGA: Aby upewnić się, że igła nie znajduje się w tchawicy, przed wstrzyknięciem OVA należy obserwować aktywny oddech. Wkłucie igły będzie również wcześnie przeciwne, jeśli dostanie się ona do tchawicy, a nie do przełyku.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Umieść myszy w ich indywidualnych klatkach. Aby ułatwić obserwację jakości stolca, używaj klatek bez ściółki.</li>
		<li>Zapewnij powrót do zdrowia po znieczuleniu. Obserwuj, że myszy budzą się i stają się dobrowolnie mobilne.</li>
		<li>Zmierz temperaturę ciała myszy w punktach czasowych 10, 20, 40 i 60 minut, stosując technikę opisaną w sekcji 2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Finkelman, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaphylaxis%3A+lessons+from+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Anaphylaxis: lessons from mouse models.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 120 (3), Quiz 516-507 506-515 (2007).</li>
<li>Lee, J. K., Vadas, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21668816">Anaphylaxis: mechanisms and management.</a> Clinical and Experimental Allergy: Journal of the British Society for Allergy and Clinical Immunology. 41 (7), 923-938 (2011).</li>
<li>Newsom, D. M., Bolgos, G. L., Colby, L., Nemzek, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+body+surface+temperature+measurement+and+conventional+methods+for+measuring+temperature+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of body surface temperature measurement and conventional methods for measuring temperature in the mouse.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (5), 13-18 (2004).</li>
<li>Wong, J. P., Saravolac, E. G., Clement, J. G., Nagata, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+murine+hypothermia+model+for+study+of+respiratory+tract+influenza+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Development of a murine hypothermia model for study of respiratory tract influenza virus infection.</a> Laboratory Animal Science. 47 (2), 143-147 (1997).</li>
<li>Quimby, J. M., Olea-Popelka, F., Lappin, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+rectal+and+microchip+transponder+thermometry+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital rectal and microchip transponder thermometry in cats.</a> Journal of American Association for Laboratory Animal Science. 48 (4), 402-404 (2009).</li>
<li>Mei, J., Riedel, N., Grittner, U., Endres, M., Banneke, S., Emmrich, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature+measurement+in+mice+during+acute+illness%3A+implantable+temperature+transponder+versus+surface+infrared+thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Body temperature measurement in mice during acute illness: implantable temperature transponder versus surface infrared thermometry.</a> Scientific Reports. 8 (1), 3526(2018).</li>
<li>Doyle, E., Trosien, J., Metz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocols+for+the+induction+and+evaluation+of+systemic+anaphylaxis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Protocols for the induction and evaluation of systemic anaphylaxis in mice.</a> Methods in Molecular Biology. 1032, 133-138 (2013).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mast+cells+are+required+for+experimental+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Mast cells are required for experimental oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Clinical Investigations. 112 (11), 1666-1677 (2003).</li>
<li>Ando, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histamine-releasing+factor+enhances+food+allergy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Histamine-releasing factor enhances food allergy.</a> The Journal of Clinical Investigations. 127 (12), 4541-4553 (2017).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+IL-4%2FIL-13+signaling+to+alleviate+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Targeting IL-4/IL-13 signaling to alleviate oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 123 (1), 53-58 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisany protokół został opracowany w celu pomiaru temperatury ciała bez użycia znieczulenia. Pomimo względnej łatwości, z jaką można uzyskać odczyty temperatury, istnieje kilka zastrzeżeń, które uwzględniają tę technikę, oprócz bardziej oczywistych efektów, takich jak stres związany z obsługą i różne temperatury otoczenia.
Po pierwsze, aby utrzymać spójne odczyty temperatury przez cały czas trwania eksperymentu, miejsce, w którym mierzona jest temperatura, musi być z góry określone za pomocą a...

Pomiar temperatury ciała był istotną częścią monitorowania skutków objawów anafilaktycznych w modelach zwierzęcych1,2. Różnice temperatur były tradycyjnie mierzone za pomocą termometrów z sondą doodbytniczą u myszy3,4. Dzięki tym pomiarom badacze wiarygodnie przedstawili różnice w temperaturze między zmiennymi; Jednak ta metoda jest czasochłonną procedurą i powoduje niepokój u myszy, co może zwiększyć temperaturę ciała. Sondowanie doodbytnicze może również powodować rozdarcie błony śluzowej i infekcję3. Ponadto myszy powinny być znieczulone w celu humanitarnego włożenia sondy doodbytniczej do pomiaru temperatury3. Jest to powolny proces i uniemożliwia pomiar kolejnych temperatur w krótkim czasie. Co więcej, fenotypy aktywności myszy nie mogą być obserwowane w tym czasie, dopóki środek znieczulający nie zostanie całkowicie zużyty, co jest kolejnym czasochłonnym procesem. Ostatnio inne niezawodne metody pomiaru temperatury ciała wykorzystują podskórnie wszczepiane pasywne znaczniki transponderów podczerwieni lub nadajniki radiowe, które zawierają czujnik temperatury3,5,6. Chociaż niektóre badacze uznają je za idealną praktykę, metody te nie są powszechnie stosowane ze względu na wysokie koszty początkowe i stres dla myszy z powodu chirurgicznego wszczepienia czujnika temperatury pod skórę lub inną częścią ciała.
Aby wykazać, że różnica temperatur jest dokładnym odzwierciedleniem objawów w modelu choroby1,2, myszy muszą być przytomne podczas pomiaru temperatury i być w stanie powrócić do swojej normalnej aktywności fenotypowej bezpośrednio przed i po pomiarze. W tym celu poszukiwaliśmy metody, za pomocą której można by to osiągnąć.
Naszym celem było dokładne i niedrogie mierzenie temperatury ciała myszy, bez potrzeby znieczulenia i bez ograniczeń aktywności, aby umożliwić obserwację fenotypów behawioralnych w trakcie i po czasie pomiaru temperatury. Aby osiągnąć ten cel, okazało się, że potrzebna jest technika mniej inwazyjna niż standardowe sondy temperatury doodbytniczej. Termometry na podczerwień są używane od dziesięcioleci w medycynie klinicznej, zwłaszcza w pediatrii, w celu uzyskania dokładnych odczytów temperatury. Była to alternatywna metoda, która pozwoliła klinicystom szybko i dokładnie uzyskać pomiary temperatury u niemowląt i wybrednych dzieci, które są aktywnie mobilne. Wdrożyliśmy tę samą technikę u myszy i opracowaliśmy skuteczną metodę uzyskiwania temperatury bez znieczulenia. Co ważne, pokazujemy, że metoda ta jest w stanie odtworzyć dobrze znane wyniki pasywnej ogólnoustrojowej anafilaksji w odniesieniu do zmian temperatury, a jednocześnie jest w stanie obserwować aktywność myszy przez cały czas trwania pomiaru. Co więcej, używamy tej samej metody do oceny temperatury ciała myszy z alergią pokarmową, jednocześnie badając inne objawy, aby wykazać, że temperatura ciała jest rzeczywiście dokładnym odzwierciedleniem poziomu aktywności i ogólnego fenotypu myszy.

<table><tbody><tr><td>Bezdotykowy termometr na podczerwień</td><td>SinoPie</td><td>DT-8861</td><td></td></tr><tr><td>Antydinitrofenyl (DNP) IgE</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8406-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>Igła PrecisionGlide 30 G</td><td>BD</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>Igła PrecisionGlide 26 G&nbsp;</td><td></td> Strzykawka BD <td>305111</td><td></td></tr><tr><td>1 ml</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Dinitrofenyl - albumina surowicy ludzkiej</td><td>Biosearch Technologies</td><td>D-5059-10</td><td></td></tr><tr><td>Albumina jaja kurzego z białka jaja kurzego</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5503-50G</td><td></td></tr><tr><td>Imject Alum</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>77161</td><td></td></tr><tr><td>Igły do karmienia zwierząt, jednorazowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-208-87</td><td></td></tr></tbody></table>

pomiar temperatury ciała myszy za pomocą termometru na podczerwień podczas pasywnej ogólnoustrojowej anafilaksji i oceny alergii pokarmowej

Mouse Body Temperature Measurement Using Infrared Thermometer During Passive Systemic Anaphylaxis and Food Allergy Evaluation

Pomiar temperatury ciała myszy ma ogromne znaczenie dla badania alergii i objawów anafilaktycznych. Sondy doodbytnicze do odczytów temperatury są powszechne i udowodniono, że są dokładne i nieocenione pod tym względem. Jednak ta metoda pomiaru temperatury wymaga znieczulenia myszy w celu wprowadzenia sondy bez obrażeń zwierzęcia. Ogranicza to możliwość jednoczesnej obserwacji innych fenotypów myszy. Aby zbadać inne fenotypy podczas pomiaru temperatury, sondy doodbytnicze nie są idealne i pożądana jest inna metoda. Tutaj wprowadzamy nieinwazyjną metodę pomiaru temperatury, która rezygnuje z konieczności znieczulenia myszy, zachowując przy tym równą niezawodność sond doodbytniczych w pomiarze temperatury ciała. Używamy termometru na podczerwień, który wykrywa temperaturę powierzchni ciała w zakresie od 2 do 150 mm. Ta metoda pomiaru temperatury ciała jest skuteczna w niezawodnym odtwarzaniu trendów zmian temperatury podczas eksperymentów z anafilaksją systemu pasywnego u myszy. Pokazujemy, że temperatury powierzchni ciała są o około 2,0 °C niższe niż pomiary sondą doodbytniczą, ale stopień spadku temperatury podąża za tym samym trendem. Co więcej, używamy tej samej techniki do obserwacji myszy w modelu alergii pokarmowej, aby jednocześnie ocenić temperaturę i poziom aktywności.

Bierna anafilaksja systemiczna: Do wstrzyknięć dożylnych (iv) wykorzystano 10-tygodniowe samice myszy BALB/c po znieczuleniu. Przed wstrzyknięciem zmierzono temperaturę ciała zwierząt (Video 1) zgodnie z opisem w kroku 1. Rycina 1 przedstawia trendy temperatury obu populacji po wstrzyknięciu dożylnym. U myszy uczulonej na IgE odnotowano maksymalny spadek temperatury o 3,0 °C w 20. minucie, natomiast u myszy kontrolnej (PBS) maksymalny spadek ...

Tutaj prezentujemy nową metodę dokładnego pomiaru różnic temperatur ciała w modelach myszy z pasywną anafilaksją układową (PSA) i alergią pokarmową za pomocą termometru na podczerwień. Procedura ta została dokładnie odwzorowana w poprzednich wynikach PSA.

Pomiar temperatury ciała myszy za pomocą termometru na podczerwień podczas pasywnej ogólnoustrojowej anafilaksji i oceny alergii pokarmowej

Mouse body temperature measurement is of paramount importance for investigating allergies and anaphylactic symptoms. Rectal probes for temperature ...

Metodologia ta pomaga odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie alergii i immunologii, w szczególności te, które dotyczą fenotypów, które mogą być związane ze zmianami temperatury ciała. Głównymi zaletami tej techniki jest to, że jest niedroga, nieinwazyjna i nie wymaga znieczulenia. Implikacje tej techniki pozwalają naukowcom zmniejszyć stres i ból myszy podczas pomiaru temperatury, jednocześnie eliminując efekty znieczulenia i/lub wizualizować fenotypy behawioralne.Aby zmierzyć temperaturę ciała myszy po znieczuleniu, potwierdź sedację przez częstość oddechów lub unieruchomienie i chwyć mysz za kark palcem wskazującym i kciukiem, a ogon małym palcem. Trzymając mysz równolegle do powierzchni stołu laboratoryjnego, umieść czujnik termometru na podczerwień poniżej dolnej części brzucha, tak aby zewnętrzna płaska powierzchnia termometru znajdowała się w odległości od dwóch do pięciu milimetrów od powierzchni brzucha między dwoma górnymi sutkami. Następnie naciśnij spust termometru, aby zmierzyć temperaturę zwierzęcia, uważając, aby mysz i termometr były stabilne.Aby zmierzyć temperaturę ciała myszy bez znieczulenia, podnieś mysz za środek ogona i odsłoń brzuch. Pozwól myszy przytrzymać się przednimi łapami powierzchni o prostej krawędzi i przytrzymaj spust, aby zmierzyć temperaturę. Alternatywnie, pozwól myszy przytrzymać górną prostą krawędź termometru i spraw, aby mysz usiadła na zewnętrznej płaskiej powierzchni termometru brzuchem tuż nad czujnikiem podczerwieni podczas pomiaru temperatury.W przypadku biernego uczulenia na ogólnoustrojową anafilaksję należy użyć jednomililitrowej strzykawki wyposażonej w igłę o rozmiarze 26, aby wstrzyknąć 200 mikrolitrów świeżo przygotowanego anty-dinitrofenolu lub DNP, IgE w PBS, do otrzewnej każdego biorcy zwierzęcia tuż obok linii środkowej między najniższymi i drugimi dolnymi sutkami. 24 godziny po wstrzyknięciu zmierzyć temperaturę ciała każdego biorcy, jak wykazano, i załadować strzykawkę o pojemności jednego mililitra wyposażoną w igłę o rozmiarze 30 ze 100 mikrolitrami świeżo przygotowanej albuminy surowicy ludzkiej DNP. Aby wywołać bierną ogólnoustrojową anafilaksję, należy wprowadzić igłę po przyśrodkowej stronie oka pod płytkim kątem, kierując się za oko i wstrzyknąć dożylnie całą objętość roztworu do zatoki żylnej zadoczodołowej.Następnie umieść samą mysz w klatce regeneracyjnej z monitorowaniem aż do pełnego leżenia i mierz temperaturę ciała i aktywność co 10 minut przez 70 minut. Myszy uczulone na IgE wykazują maksymalny spadek temperatury o trzy stopnie Celsjusza po 20 minutach, podczas gdy myszy kontrolne PBS wykazują maksymalny spadek o 1,1 stopnia Celsjusza w tym samym okresie po prowokacji. Obserwacje behawioralne można również przeprowadzić u zwierząt nieznieczulonych, aby ocenić związek między obserwowanymi spadkami temperatury a aktywnością myszy.W tym reprezentatywnym prowokacyjnym badaniu alergii pokarmowej u myszy grupa kontrolna PBS wykazała znaczny spadek temperatury 10 minut po prowokacji w porównaniu z grupą leczoną inhibitorem 2CA. Ocena wyników aktywności i spadków temperatury w wyniku tego wyzwania związanego z alergią pokarmową ujawniła statystycznie istotną korelację między tymi dwoma zestawami danych. Po tej procedurze można przeprowadzić inne eksperymenty obejmujące pomiary temperatury ciała myszy, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące fenotypów behawioralnych, które są związane ze zmianą temperatury ciała.

mouse-body-temperature-measurement-using-infrared-thermometer-during

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Eksperymentalne modele mysie astmy alergicznej oferują nowe możliwości badania patogenezy choroby oraz opracowywania nowych terapii. Modele te są odpowiednie do pomiaru czynników kontrolujących alergiczną odpowiedź immunologiczną, zapalenie dróg oddechowych i patofizjologię płuc.

Mysi model astmy indukowanej alergenem

Ten film demonstruje protokół wykrywania specyficznej dla surowicy immunoglobuliny E za pomocą systemu chemiluminescencji opartego na kartridżu mikroprzepływowym. IgE w surowicy oddziałują z odrębnymi alergenami unieruchomionymi w strefie reakcji wkładu, które są następnie wykrywane za pomocą przeciwciał anty-IgE sprzężonych z peroksydazą i substratu chemiluminescencyjnego, co pozwala na jednoczesne wykrywanie wielu IgE specyficznych dla alergenu.

Oparty na kartridżu mikroprzepływowym system wykrywania swoistej dla alergenu E immunoglobuliny E

Elektroniczne pomiary von Freya są skuteczną i ulepszoną alternatywą dla klasycznych filamentów von Freya, ponieważ pozwalają na szybki i precyzyjny pomiar zmian w progach mechanicznego wycofywania gryzoni do stale stosowanych bodźców ciśnieniowych przed i po zdarzeniu zapalnym.

Pomiar zmian wrażliwości dotykowej w tylnej łapie myszy za pomocą elektronicznego aparatu von Freya

Reakcje alergiczne, charakteryzujące się aktywacją komórek tucznych i bazofilów, są napędzane przez sieciowanie IgE i uwalnianie mediatorów prozapalnych. Ilościową ocenę reakcji alergicznych można uzyskać, stosując barwnik Evans Blue do monitorowania zmian przepuszczalności naczyń krwionośnych po prowokacji alergenem.

Pomiar miejscowej anafilaksji u myszy

Opisano przygotowanie antygenowych nanocząsteczek liposomalnych i ich zastosowanie w stymulowaniu aktywacji komórek B in vitro i in vivo. Spójne i silne odpowiedzi przeciwciał doprowadziły do opracowania nowego modelu alergii na orzeszki ziemne. Protokół generowania liposomów antygenowych można rozszerzyć na różne antygeny i modele immunizacji.

Liposomy antygenowe do wytwarzania przeciwciał specyficznych dla choroby

Ten artykuł przedstawia protokół wykrywania specyficznej dla surowicy immunoglobuliny E za pomocą mikroprzepływowego systemu chemiluminescencji opartego na kartridżu oraz ocenę jego przydatności w diagnostyce alergii.

Zastosowanie technologii mikroprzepływowej Biochip do wykrywania immunoglobuliny E (sIgE) swoistej dla alergenu w surowicy

Test aktywacji bazofili jest uzupełniającym testem diagnostycznym in vitro do oceny reakcji alergicznych zależnych od IgE, opartym na wykryciu aktywacji bazofili w obecności określonego bodźca poprzez pomiar markerów aktywacji za pomocą cytometrii przepływowej.

Test aktywacji bazofili do diagnozy alergii

Myszy i szczury są chirurgicznie wszczepiane za pomocą zdalnych transponderów temperatury, a następnie przyzwyczajane do środowiska testowego i procedury. Zmiany temperatury mięśni są mierzone w odpowiedzi na bodźce farmakologiczne lub kontekstowe w klatce domowej lub podczas zalecanej aktywności fizycznej (np. chodzenie na bieżni ze stałą prędkością).

Pomiar termogenezy mięśni szkieletowych u myszy i szczurów

Tutaj prezentujemy protokół pomiaru aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej po posiłku u ludzi i zwierząt laboratoryjnych.

Termografia w podczerwieni do wykrywania zmian w aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej

Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru temperatury ciała myszy termometrem na podczerwień w badaniach alergii i anafilaksji. Technika ta eliminuje konieczność znieczulenia, redukuje stres zwierząt i umożliwia obserwację fenotypów behawioralnych.

Pomiar temperatury ciała myszy za pomocą termometru na podczerwień podczas pasywnej ogólnoustrojowej anafilaksji i oceny alergii pokarmowej (Wideo) | JoVE Journal

Pomiar temperatury ciała myszy za pomocą termometru na podczerwień podczas pasywnej ogólnoustrojowej anafilaksji i oceny alergii pokarmowej

Przeglądaj więcej filmów