Name: Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Odkryj mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo z wykorzystaniem bioluminescencyjnego Staphylococcus aureus Xen36. Ta metoda umożliwia długoterminowe monitorowanie obciążenia bakteryjnego w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy pragną potwierdzić otrzymanie zarówno grantu Biomet Spine od Towarzystwa Ortopedycznego Ameryki Północnej, jak i grantu KL2 National Institutes of Health Clinical and Translational Science Grant, a także grantu HH Lee Surgical Research Grant jako głównych źródeł finansowania tych eksperymentów.

Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z dobrymi praktykami dla zwierząt, określonymi w przepisach federalnych, takich jak Ustawa o Dobrostanie Zwierząt (AWA), Przewodniku po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych z 1996 roku, Polityce PHS dotyczącej humanitarnej opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych, a także polityk i procedur instytucji określonych w Podręczniku Szkolenia w zakresie Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania, a wszystkie prace na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami (ARC) Kanclerza Uniwersytetu Kalifornijskiego w Los Angeles.
1. Wybór szczepu bioluminescencyjnego S. aureus
<ol>
	<li>Użyj bioluminescencyjnego szczepu S. aureus Xen36 jako interesującego inokulum. 
	UWAGA: Szczep ten pochodzi od szczepu rodzicielskiego S. aureus ATCC-49525, który jest klinicznym izolatem od pacjenta z sepsą. S. aureus (złocist) Xen36 w unikalny sposób wykorzystuje operon ABCDE luksów, który jest zoptymalizowany i zintegrowany z natywnym plazmidem gospodarza. 19 W rezultacie, szczep Xen36 jest zdolny do wytwarzania niebiesko-zielonego światła bioluminescencyjnego o szczytowej długości fali emisji 490 nm. Ten sygnał emisyjny jest wytwarzany tylko przez żywe metabolicznie aktywne organizmy bakteryjne.</li>
</ol>
2. Przygotowanie S. złocistek złocisty do inokulacji
<ol>
	<li>Dodaj 200 μg/ml kanamycyny do bulionu Luria plus 1,5% agaru, aby wyizolować S. aureus Xen36 z potencjalnych zanieczyszczeń, wykorzystując gen oporności na kanamycynę związany z lux operon19.</li>
	<li>Bakterie S. aureus Xen36 roznieść na tryptycznych płytkach sojowych (bulion sojowy tryptyczny [TSB] plus 1,5% agaru) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 12-16 godzin.</li>
	<li>Wyizolować pojedyncze kolonie S. aureus Xen36 i hodować indywidualnie w TSB przez 12-16 godzin w temperaturze 37 °C w inkubatorze z wytrząsaniem (200 obr./min).</li>
	<li>Rozcieńczyć otrzymaną kulturę w stosunku 1:50.</li>
	<li>Hodowla przez dodatkowe 2 godziny w temperaturze 37 °C w celu wyizolowania bakterii fazy środkowej</li>.
	<li>Trzykrotnie osadzać, zawieszać i myć bakterie w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).</li>
	<li>Zmierzyć absorbancję przy długości fali 600 nm. Idealny OD600 wynosi od 0,700 do 0,750, co odpowiada 4x105 CFU/ml. Wykonaj seryjne rozcieńczenia, aby uzyskać pożądane inokulum bakteryjne (1 x 103 CFU/2 μL). 
	UWAGA: Stwierdzono, że optymalne stężenie Xen36 dla wystąpienia przewlekłego zakażenia wynosi 1 x 103 CFU. Niższe dawki bakterii były usuwane przez układ odpornościowy gospodarza, a wyższe dawki powodowały rozpad rany. Rozpad rany nie rozróżnia głębokiego zakażenia implantu od powierzchownego zakażenia rany i dlatego w tym modelu unika się go (<silna klasa="xfig">Rysunek 1)20.</li>
</ol>
3. Myszy
<ol>
	<li>Użyj 12-tygodniowego samca myszy C57BL/6J typu dzikiego.</li>
	<li>Myszy domowe w klatkach, maksymalnie 4 na raz.</li>
	<li>Utrzymuj wodę pod ręką przez cały czas. Utrzymuj 12-godzinny cykl światła/ciemności i nie wykonuj eksperymentów podczas ciemnej fazy cyklu.</li>
	<li>Do karmienia należy używać karmy bez lucerny ze względu na potencjalne zakłócenia sygnalizacji fluorescencyjnej.</li>
	<li>Poproś personel badawczy lub weterynaryjny, aby codziennie oceniał myszy, aby zapewnić dobrostan zwierząt przez cały czas trwania eksperymentu.</li>
</ol>
4. Zabiegi chirurgiczne na myszach
<ol>
	<li>Wywołaj znieczulenie, umieszczając myszy w komorze izofluranu (2%) na około 5 minut. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, monitorując oddechy, aby pozostały rytmiczne i wolniejsze niż po przebudzeniu i nie zmieniały się w odpowiedzi na szkodliwe bodźce (np. manipulacja chirurgiczna, szczypanie palców u stóp).</li>
	<li>Przenieś znieczulone myszy do stacji przygotowawczej i usuń włosy z kości krzyżowej do górnej części odcinka piersiowego kręgosłupa za pomocą maszynki do strzyżenia gryzoni.</li>
	<li>Oczyść i wysterylizuj skórę trzykrotnym myciem naprzemiennym roztworem betadyny i alkoholem izopropylowym.</li>
	<li>Przenieś znieczulone i wysterylizowane myszy w pozycji leżącej na sterylne łóżko chirurgiczne, utrzymując znieczulenie, podając wziewny izofluran (2%) przez stożek nosowy.</li>
	<li>Maksymalnie zegnij biodra i określ pozycję kolana na poziomie kręgosłupa, aby przybliżyć trzon lędźwiowy 4.</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie skóry o długości 2 cm za pomocą skalpela chirurgicznego z 15 ostrzami.</li>
	<li>Wykonaj badanie palpacyjne wyrostków kolczystych, aby potwierdzić linię środkową i kontynuuj nacięcie aż do kości.</li>
	<li>Wypreparuj podokostnie po prawej stronie wyrostka kolczystego L4, rozciągając się bocznie do wyrostka poprzecznego.</li>
	<li>Przełóż wchłanialny pleciony szew w rozmiarze 5-0 cefalad i ogon do korpusu L4 przez powięź i pozostaw otwarty, w ramach przygotowań do przyszłego zamknięcia.</li>
	<li>Za pomocą igły rdzeniowej 25 G rozwiercić wyrostek kolczysty L4 za pomocą igły rdzeniowej 25 G i wprowadzić implant ze stali nierdzewnej o średnicy 0,1 mm i długości 1 cm w kształcie litery "L" wzdłuż blaszki z długim ramieniem układającym się głowo.</li>
	<li>Zaszczepić implant 1 x 10 3 jtk/2 μl bioluminescencyjnego S. aureus Xen36, uważając, aby cały roztwór stykał się z implantem.</li>
	<li>Odczekaj około 10 sekund przed zawiązaniem wcześniej założonego szwu wchłanialnego po inokulacji, aby upewnić się, że inokulum jest zamknięte na implancie.</li>
	<li>Zamknij skórę w stylu biegowym za pomocą wchłanialnego szwu.</li>
	<li>Lek przeciwbólowy należy podawać we wstrzyknięciu podskórnym buprenorfiny (0,1 mg/kg) natychmiast po odstawieniu, a następnie co 12 godzin przez 3 dni.</li>
	<li>Odzyskaj myszy na poduszce grzewczej i monitoruj powrót do normalnej aktywności.</li>
	<li>Uzyskaj zdjęcia rentgenowskie pooperacyjne w celu potwierdzenia prawidłowego umieszczenia implantu.</li>
</ol>
5. Podłużne obrazowanie bioluminescencyjne in vivo w celu pomiaru obciążenia bakteryjnego
<ol>
	<li>Znieczulenie myszy wziewnym izofluranem (2%). Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, monitorując oddechy, aby pozostały rytmiczne i wolniejsze niż po przebudzeniu i nie zmieniały się w odpowiedzi na szkodliwe bodźce (np. manipulacja chirurgiczna, szczypanie palców u stóp).</li>
	<li>Usuń włosy z kości krzyżowej do górnej części kręgosłupa piersiowego za pomocą maszynki do strzyżenia gryzoni.</li>
	<li>Załaduj myszy na pole widzenia platformy obrazowania bioluminescencyjnego, aby wykonać obrazowanie bioluminescencyjne in vivo (BLI)19.</li>
	<li>Przechwytywanie sygnału bioluminescencyjnego w ciągu 5 minut. Korzystaj z dużych ustawień kategoryzacji z polem widzenia 15 cm (B).</li>
	<li>Powtórz kroki 5.1-5.4 w dniach pooperacyjnych 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 i 35 (lub w innych dniach w oparciu o konkretny projekt eksperymentalny), aby monitorować obciążenie bakteryjne.</li>
	<li>Prezentuj dane BLI za pomocą skali kolorów i nakładki na zdjęcie w skali szarości. Wyizoluj standardowy, jajowaty obszar zainteresowania (ROI) za pomocą oprogramowania BLI, aby określić ilościowo BLI w całkowitym strumieniu (fotony na sekundę) lub średnim maksymalnym strumieniu (fotony/sekunda/centymetr2/steradian).</li>
</ol>
6. Ilościowe określenie bakterii przylegających do implantów i otaczających tkanek
<ol>
	<li>Poddaj eutanazji myszy na POD 35 lub alternatywnej dacie pooperacyjnej z ekspozycją na dwutlenek węgla zgodnie z wytycznymi AVMA. Potwierdź eutanazję z wtórnym zwichnięciem szyjki macicy.</li>
	<li>Wysterylizuj skórę grzbietową zgodnie z krokiem 4.3 i umieść mysz na brzuchu na sterylnym polu operacyjnym.</li>
	<li>Ostro naciąć poprzednie nacięcie za pomocą skalpela chirurgicznego z 15 ostrzami.</li>
	<li>Użyj sterylnych nożyczek, aby tępo wyciąć wyrostek kolczysty L4 i zidentyfikować implant chirurgiczny.</li>
	<li>Za pomocą wkrętaka igłowego delikatnie przekręć i wyjmij implant z jego pozycji w wyrostku kolczystym L4.</li>
	<li>Za pomocą sterylnych kleszczy i nożyczek zbierz około 0,1 g kości wyrostka kolczystego i tkanek miękkich bezpośrednio otaczających implant chirurgiczny i umieść 1 ml PBS w małej stożkowej probówce nosorożca z 4 ostrymi kulkami homogenizującymi.</li>
	<li>Rejestruj masę tkanek miękkich, ważąc stożkową rurkę przed i po zbiorach.</li>
	<li>Umieścić implant w 0,5 ml 0,3% Tween-80 w TSB i sonikować przez 15 minut.</li>
	<li>Powstałą zawiesinę implantu należy wirować przez 2 minuty i hodować przez noc przez 12-16 godzin.</li>
	<li>Homogenizować tkanki miękkie i wyrostki kolczyste umieszczone wcześniej w 1 ml PBS otaczającym implant za pomocą homogenizatora.</li>
	<li>Powstałą zawiesinę tkanek miękkich należy mieszać przez 5 minut i hodować przez noc przez 12-16 godzin.</li>
	<li>Po całonocnej hodowli policz CFU odpowiednio z implantu i otaczających tkanek. Wartość wyrażona jako całkowita ilość jtk/g pobrana dla tkanek miękkich i jtk/ml dla implantu poddanego sonikacji.</li>
</ol>

<ol><li>Verdrengh, M., Tarkowski, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+neutrophils+in+experimental+septicemia+and+septic+arthritis+induced+by+Staphylococcus+aureus%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Role of neutrophils in experimental septicemia and septic arthritis induced by Staphylococcus aureus.</a> Infection and Immunity. 65 (7), 2517-2521 (1997).</li>
<li>Fang, A., Hu, S. S., Endres, N., Bradford, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+infection+after+spinal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Risk factors for infection after spinal surgery.</a> Spine. 30 (12), Phila Pa. 1460-1465 (2005).</li>
<li>Levi, A. D., Dickman, C. A., Sonntag, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+postoperative+infections+after+spinal+instrumentation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Management of postoperative infections after spinal instrumentation.</a> Journal of Neurosurgery. 86 (6), 975-980 (1997).</li>
<li>Weinstein, M. A., McCabe, J. P., Cammisa, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+spinal+wound+infection%3A+a+review+of+2%2C391+consecutive+index+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Spinal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Postoperative spinal wound infection: a review of 2,391 consecutive index procedures.</a> Journal of Spinal Disorders. 13 (5), 422-426 (2000).</li>
<li>Picada, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+deep+wound+infection+in+adults+after+posterior+lumbosacral+spine+fusion+with+instrumentation%3A+incidence+and+management%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Spinal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Postoperative deep wound infection in adults after posterior lumbosacral spine fusion with instrumentation: incidence and management.</a> Journal of Spinal Disorders. 13 (1), 42-45 (2000).</li>
<li>Smith, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rates+of+infection+after+spine+surgery+based+on+108%2C419+procedures%3A+a+report+from+the+Scoliosis+Research+Society+Morbidity+and+Mortality+Committee%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Rates of infection after spine surgery based on 108,419 procedures: a report from the Scoliosis Research Society Morbidity and Mortality Committee.</a> Spine. 36 (7), Phila Pa. 556-563 (2011).</li>
<li>Abbey, D. M., Turner, D. M., Warson, J. S., Wirt, T. C., Scalley, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+postoperative+wound+infections+following+spinal+fusion+with+instrumentation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Spinal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Treatment of postoperative wound infections following spinal fusion with instrumentation.</a> Journal of Spinal Disorders. 8 (4), 278-283 (1995).</li>
<li>Silber, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+postprocedural+discitis%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">Management of postprocedural discitis.</a> Spine Journal. 2 (4), 279-287 (2002).</li>
<li>Pappou, I. P., Papadopoulos, E. C., Sama, A. A., Girardi, F. P., Cammisa, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+infections+in+interbody+fusion+for+degenerative+spinal+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopaedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">Postoperative infections in interbody fusion for degenerative spinal disease.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 444, 120-128 (2006).</li>
<li>Sampedro, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+biofilm+approach+to+detect+bacteria+on+removed+spinal+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">A biofilm approach to detect bacteria on removed spinal implants.</a> Spine. 35 (12), Phila Pa. 1218-1224 (2010).</li>
<li>Pull ter Gunne, A. F., Mohamed, A. S., Skolasky, R. L., van Laarhoven, C. J., Cohen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+presentation%2C+incidence%2C+etiology%2C+and+treatment+of+surgical+site+infections+after+spinal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">The presentation, incidence, etiology, and treatment of surgical site infections after spinal surgery.</a> Spine. 35 (13), Phila Pa. 1323-1328 (2010).</li>
<li>Olsen, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+surgical+site+infection+in+spinal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Risk factors for surgical site infection in spinal surgery.</a> Journal of Neurosurgery. 98, 2 Suppl 149-155 (2003).</li>
<li>Ofluoglu, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implant-related+infection+model+in+rat+spine%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Orthopaedic+and+Trauma+Surgery%22%5BJournal%5D)">Implant-related infection model in rat spine.</a> Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 127 (5), 391-396 (2007).</li>
<li>Guiboux, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+prophylactic+antibiotics+in+spinal+instrumentation.+A+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">The role of prophylactic antibiotics in spinal instrumentation. A rabbit model.</a> Spine. 23 (6), Phila Pa. 653-656 (1998).</li>
<li>Stavrakis, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+Animal+Models+of+Postoperative+Spine+Infection+and+Potential+Future+Advances%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Medicine+%28Lausanne%29%22%5BJournal%5D)">Current Animal Models of Postoperative Spine Infection and Potential Future Advances.</a> Frontiers in Medicine (Lausanne). 2, 34(2015).</li>
<li>Pribaz, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+chronic+post-arthroplasty+infection%3A+noninvasive+in+vivo+bioluminescence+imaging+to+monitor+bacterial+burden+for+long-term+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Mouse model of chronic post-arthroplasty infection: noninvasive in vivo bioluminescence imaging to monitor bacterial burden for long-term study.</a> Journal of Orthopaedic Research. 30 (3), 335-340 (2012).</li>
<li>Bernthal, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+post-arthroplasty+Staphylococcus+aureus+joint+infection+to+evaluate+in+vivo+the+efficacy+of+antimicrobial+implant+coatings%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings.</a> PLoS One. 5 (9), 12580(2010).</li>
<li>Niska, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+bacterial+burden%2C+inflammation+and+bone+damage+longitudinally+using+optical+and+muCT+imaging+in+an+orthopaedic+implant+infection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Monitoring bacterial burden, inflammation and bone damage longitudinally using optical and muCT imaging in an orthopaedic implant infection in mice.</a> PLoS One. 7 (10), 47397(2012).</li>
<li>Francis, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+bioluminescent+Staphylococcus+aureus+infections+in+living+mice+using+a+novel+luxABCDE+construct%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Monitoring bioluminescent Staphylococcus aureus infections in living mice using a novel luxABCDE construct.</a> Infection and Immunity. 68 (6), 3594-3600 (2000).</li>
<li>Dworsky, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+in+vivo+mouse+model+of+implant+related+spine+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Novel in vivo mouse model of implant related spine infection.</a> Journal of Orthopaedic Research. 35 (1), 193-199 (2017).</li>
<li>Hegde, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity+of+telavancin+against+heterogeneous+vancomycin-intermediate+Staphylococcus+aureus+%28hVISA%29+in+vitro+and+in+an+in+vivo+mouse+model+of+bacteraemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Antimicrobial+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Activity of telavancin against heterogeneous vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (hVISA) in vitro and in an in vivo mouse model of bacteraemia.</a> Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65 (4), 725-728 (2010).</li>
<li>Crandon, J. L., Kuti, J. L., Nicolau, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+efficacies+of+human+simulated+exposures+of+telavancin+and+vancomycin+against+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus+with+a+range+of+vancomycin+MICs+in+a+murine+pneumonia+model%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrobial+Agents+and+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Comparative efficacies of human simulated exposures of telavancin and vancomycin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus with a range of vancomycin MICs in a murine pneumonia model.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 54 (12), 5115-5119 (2010).</li>
<li>Reyes, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+telavancin+in+a+murine+model+of+bacteraemia+induced+by+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Antimicrobial+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Efficacy of telavancin in a murine model of bacteraemia induced by methicillin-resistant Staphylococcus aureus.</a> Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 58 (2), 462-465 (2006).</li>
<li>Sakoulas, G., Eliopoulos, G. M., Alder, J., Eliopoulos, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+daptomycin+in+experimental+endocarditis+due+to+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrobial+Agents+and+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">Efficacy of daptomycin in experimental endocarditis due to methicillin-resistant Staphylococcus aureus.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 47 (5), 1714-1718 (2003).</li>
<li>Hu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinatory+antibiotic+therapy+increases+rate+of+bacterial+kill+but+not+final+outcome+in+a+novel+mouse+model+of+Staphylococcus+aureus+spinal+implant+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Combinatory antibiotic therapy increases rate of bacterial kill but not final outcome in a novel mouse model of Staphylococcus aureus spinal implant infection.</a> PLoS One. 12 (2), 0173019(2017).</li>
<li>Poelstra, K. A., Barekzi, N. A., Grainger, D. W., Gristina, A. G., Schuler, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+spinal+implant+infection+model+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">A novel spinal implant infection model in rabbits.</a> Spine. 25 (4), Phila Pa. 406-410 (2000).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Zakażenia kręgosłupa związane z implantami zwiastują złe wyniki u pacjentów 1,2,3,4,5. W przeciwieństwie do wielu innych obszarów ciała, zainfekowanego sprzętu w kręgosłupie często nie można usunąć ze względu na ryzyko niestabilności i upośledzenia neurologicznego. To wyjątkowe wyzwanie w środowisku bakterii biofilmu opornych na antybiotykoterapię ogólnoustroj...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated from:
Benjamin V. Kelley1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
to:
Benjamin V. Kelley1 
Christopher Hamad1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Zeinab Mamouei1 
Rene Chun1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Brandon Gettleman3 
Autreen Golzar2 
Adrian Lin2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles 
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated.

Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Celem tej metody jest opisanie nowego mysiego modelu infekcji implantu kręgosłupa (SII). Model ten został zaprojektowany, aby zapewnić niedrogie i dokładne narzędzie do elastycznej oceny wpływu zmiennych gospodarza, patogenu i/lub implantu in vivo. Testowanie potencjalnych terapii i strategii leczenia zakażeń implantów kręgosłupa w tym modelu ma na celu ukierunkowanie rozwoju badań przed zastosowaniem w większych modelach zwierzęcych i badaniach klinicznych.
Zakażenie związane z implantem po operacji kręgosłupa jest wyniszczającym powikłaniem i niestety występuje u około 3-8% pacjentów poddawanych planowej operacji kręgosłupa1,2,3,4,5 i do 65% pacjentów poddawanych operacji wielopoziomowej lub rewizyjnej6. Leczenie zakażeń implantów kręgosłupa często wymaga wielu hospitalizacji, wielu operacji i długotrwałej antybiotykoterapii. Zakażenia domowe zwiastują słabe wyniki leczenia pacjentów, w tym upośledzenie neurologiczne, niepełnosprawność i zwiększone ryzyko śmiertelności. Zarządzanie SII jest niezwykle kosztowne, kosztuje ponad 900 000 USD na pacjenta7.
Staphylococcus aureus jest najpowszechniejszym zjadliwym patogenem SII8,9,10,11. Bakterie mogą wysiewać sprzęt bezpośrednio podczas operacji, przez ranę w okresie pooperacyjnym lub później poprzez rozsiewanie krwiopochodne. W obecności metalowych implantów S. aureus tworzy biofilm, który chroni bakterie przed antybiotykoterapią i komórkami odpornościowymi. Podczas gdy usunięcie zainfekowanego sprzętu może pomóc w skutecznym wyeliminowaniu infekcji, często nie jest to możliwe w przypadku kręgosłupa bez spowodowania destabilizacji i ryzyka naruszenia neurologicznego12.
W przypadku braku eksplantacji zainfekowanego sprzętu, potrzebne są nowe podejścia do zapobiegania, wykrywania i leczenia SII. Historycznie rzecz biorąc, istniała ograniczona liczba modeli zwierzęcych SII, aby skutecznie ocenić bezpieczeństwo i skuteczność nowych terapii. Poprzednie modele zwierzęce SII wymagały dużej liczby zwierząt i zbierania punktów danych wymagających eutanazji, w tym liczenia kolonii, histologii i hodowli13,14,15. Ze względu na brak podłużnego monitorowania in vivo, modele te dostarczają tylko jednego punktu danych na zwierzę, a zatem są drogie i nieefektywne.
Poprzednia praca badająca mysi model infekcji endoprotezoplastyki stawu kolanowego ustaliła wartość i dokładność nieinwazyjnego obrazowania optycznego in vivo do długotrwałego monitorowania obciążenia infekcją16. Wykrywanie bioluminescencji pozwala na ilościowe określenie obciążenia bakteryjnego w czasie podłużnym u jednego zwierzęcia w sposób humanitarny, dokładny i skuteczny. Co więcej, wcześniejsze badania wykazały wysoką korelację między bioluminescencją in vivo a CFU przylegającymi do implantów17. Możliwość śledzenia infekcji w czasie doprowadziła do bardziej zniuansowanego zrozumienia infekcji związanych z implantami. Ponadto monitorowanie w ten sposób infekcji podłużnej pozwoliło na dokładną ocenę skuteczności antybiotykoterapii i nowych środków przeciwdrobnoustrojowych16,17,18.
Korzystając z tych narzędzi, opracowaliśmy i zweryfikowaliśmy model pooperacyjnego zakażenia implantu kręgosłupa. W przedstawionej metodzie wykorzystujemy inokulum bioluminescencyjnego S. aureus Xen36 do stworzenia mysiego modelu SII in vivo w celu podłużnego monitorowania obciążenia bakteryjnego16,17,18. Ten nowatorski model stanowi cenne narzędzie do skutecznego testowania potencjalnych strategii wykrywania, zapobiegania i leczenia SII przed ich zastosowaniem w większych modelach zwierzęcych i badaniach klinicznych.

<table><tbody><tr><td>Waga analityczna ME104</td><td>Mettler Toledo</td><td>30029067</td><td>nośność 120 g, odczyt 0,1 mg, podświetlany wyświetlacz LCD, regulacja wewnętrzna, metalowa podstawa</td></tr><tr><td>BD Bacto Tryptyczny bulion sojowy</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>BD 211825</td><td>BD Bacto Tryptyczny bulion sojowy (podłoże sojowo-kazeinowe)</td></tr><tr><td>Spektrofotometr UV-VIS Biomate 3S</td><td>Thermo Scientific</td><td>840-208300</td><td>Spektrofotometr; Termo naukowy; BioMate 3S; Sześciopozycyjny uchwyt na kuwetę; Szerokość pasma spektralnego: 1,8 nm; Lampa ksenonowa o długiej żywotności; Przechowuj do 40 metod testowych; 16 x 13 x 9 cali H; 19 funtów; Przewód zasilający 100/240V US</td></tr><tr><td>Bioshield 720+ wahliwy wirnik kubełkowy</td><td>Thermo Scientific</td><td>75003183</td><td>Rotor, Łyżka wahadłowa; Termo naukowy; BIOShield 720 o dużej prędkości; Pojemność: 4 x 180 ml (0,72 l); Kąt: 90 st. ; Max. prędkość / RCF: 6300 obr./min / 7188 x g; Max. promień: 16,2 cm</td></tr><tr><td>Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator)</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>CPX952217R</td><td>*podobny model, nasz model został wycofany* Podgrzewana ultradźwiękowa kąpiel czyszcząca Branson Ultrasonics MH Series, 120 V, 0,75 gal</td></tr><tr><td>Homogenizator Bullet Blender Storm</td><td>Next Advance</td><td>BBY24M</td><td>Bullet Blender Storm to najpotężniejszy członek rodziny Bullet Blender. Homogenizuj do 24 najtrudniejszych próbek (kość udowa myszy, skóra, chrząstka, guz itp.) w ciągu zaledwie kilku minut. Chłodzenie powietrzem i handel; Minimalizuje nagrzewanie się próbki. Wykorzystuje nakrętkę 1,5 ml RINO&reg; rurki lub zatrzaski Eppendorf&reg; Bezpieczny zamek i handel; Rury.</td></tr><tr><td>Germinator 500</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauki</td><td>66118-10</td><td>Germinator 500 jest przeznaczony wyłącznie do odkażania metalowych narzędzi do mikropreparacji. Ma być wykorzystywany wyłącznie do celów badawczych. Germinator 500 nie powinien być stosowany jako substytut tradycyjnych metod sterylizacji końcowej . Skuteczna sterylizacja nie może być zapewniona ze względu na brak rutynowych metod monitorowania skuteczności sterylizacji dla sterylizacji kulek szklanych. Germinator 500 został zaprojektowany i zbudowany, aby przejść walidację testu zawieszenia zarodników suchego sterylizatora: USP XXIII, część 1211.</td></tr><tr><td>Inkubator CO2 Heracell 150i</td><td>Thermo Scientific 51026282</td><td></td> Pojedynczy system obrazowania <td>150L</td></tr><tr><td>IVIS Lumina X5</td><td>Perkin Elmer</td><td>CLS148590</td><td>Wysokowydajny system obrazowania optycznego 2D IVIS Lumina X5 łączy w sobie bioluminescencję i fluorescencję o wysokiej czułości ze światłem rentgenowskim o wysokiej rozdzielczości w kompaktowy system, który zmieści się na Twoim blacie stołu. Dzięki rozszerzonemu polu widzenia 5 myszy do obrazowania optycznego 2D oraz naszej unikalnej linii akcesoriów przyspieszających konfigurację i etykietowanie, uzyskanie wiarygodnych danych nigdy nie było łatwiejsze ani szybsze&mdash; i odpowiedzi&mdash; na temat anatomicznych i molekularnych aspektów choroby.</td></tr><tr><td>MAXQ 4450 Digtial Wytrząsarka stołowa do inkubacji</td><td>Thermo Scientific</td><td>SHKE4450</td>, <td>inkubowana; Termo naukowy; Cyfrowy; MaxQ 4450; Prędkość od 15 do 500 obr./min +/-1 obr./min; 5 st. C powyżej otoczenia do 80 st. C; 120V 50/60Hz</td></tr><tr><td>- PBS - Buforowane fosforany soli fizjologicznej</td><td>Bioreodczynniki Fisher</td><td>BP24384</td><td>PBS - Sól fizjologiczna buforowana fosforanami, 1X Roztwór, pH 7,4</td></tr><tr><td>Wirówka Sorvall Legend Micro 21, wentylowana</td><td>Thermo Scientific</td><td>75002436</td><td>Rotor 24 x 1,5/2,0 ml z pokrywą hermetyczną ClickSeal</td></tr><tr><td>Wirówka SORVALL LEGEND X1R 120V Thermo</td><td>Scientific 75004261</td><td></td><td>Wirówka, stołowa; Termo naukowy; Sorvall Legend X1R (Chłodnica), pojemność 1L; Max. Prędkość/RCF 15,200 obr./min/25,830 x g; Chłodzenie bez freonu -10C do +40C; 120V 60Hz</td></tr><tr><td>Staphylococcus aureus - Xen36</td><td>Perkin Elmer</td><td>119243</td><td>Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescencyjne bakterie chorobotwórcze do odkrywania leków in vivo i in vitro. Ten produkt pochodzi ze szczepu rodzicielskiego z American Type Culture Collection, używanego na licencji. Staph. aureus-Xen36 posiada stabilną kopię operonu Photorhabdus luminescens lux na natywnym plazmidzie.</td></tr><tr><td>TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V</td><td>Heidolph Tuttnauer</td><td>23210401</td><td>Sterylizator, stołowy; Heidolph; Tuttnauer; wzoru 2540E; Samodzielna konstrukcja ze zbiornikiem wielokrotnego napełniania kontroluje czystość wody do sterylizacji; 120V 50/60Hz; 1400w. Z elektronicznym sterowaniem</td></tr><tr><td>Tween 80</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP338-500</td><td>Tween 80, Fisher BioReagents, Niejonowy detergent do selektywnej ekstrakcji białek</td></tr><tr><td>Mieszalnik wirowy VX-200</td><td>Labnet Internation</td><td>S0200</td><td>Mieszalnik dotykowy lub ciągły 120 V, 230 V: 0 - 2 850 obr./min, 120 V: 0 - 3 400 obr./min</td></tr><tr><td>0,9% Chlorek sodu</td><td>Pfizer Injectables/Hospira</td><td>00409-4888-10</td><td>0,9% Chlorek sodu do wstrzykiwań, USP</td></tr></tbody></table>

mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Infekcje implantów kręgosłupa zwiastują słabe wyniki, ponieważ diagnoza jest trudna, a chirurgiczne wyeliminowanie jest sprzeczne z mechaniczną stabilnością kręgosłupa. Celem tej metody jest opisanie nowatorskiego mysiego modelu zakażenia implantu rdzeniowego (SII), który został stworzony w celu zapewnienia niedrogiego, szybkiego i dokładnego narzędzia in vivo do testowania potencjalnych terapii i strategii leczenia zakażeń implantów kręgosłupa.
W tej metodzie prezentujemy model chirurgii kręgosłupa z dostępu tylnego, w którym drut k-wire ze stali nierdzewnej jest wbity w wyrostek kolczysty L4 12-tygodniowych myszy C57BL/6J typu dzikiego i zaszczepiony 1 x 103 CFU bioluminescencyjnego szczepu bakterii Staphylococcus aureus Xen36. Myszy są następnie obrazowane podłużnie pod kątem bioluminescencji in vivo w dniach pooperacyjnych 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 i 35. Sygnały obrazowania bioluminescencyjnego (BLI) ze znormalizowanego pola widzenia są określane ilościowo w celu zmierzenia obciążenia bakteryjnego in vivo.
Aby określić ilościowo bakterie przylegające do implantów i tkanek wokół implantu, myszy są poddawane eutanazji, a implant i otaczające go tkanki miękkie są pobierane. Bakterie są odłączane od implantu za pomocą sonikacji, hodowane przez noc, a następnie zliczane są jednostki tworzące kolonie (CFU). Wyniki uzyskane za pomocą tej metody obejmują podłużną liczbę bakterii mierzoną za pomocą bioluminescencji S. aureus in vivo (średni maksymalny strumień) i liczby CFU po eutanazji.
Podczas gdy wcześniejsze modele zwierzęce infekcji kręgosłupa za pomocą narzędzi obejmowały inwazyjną analizę tkanek ex vivo, mysi model SII przedstawiony w tym artykule wykorzystuje nieinwazyjne, optyczne obrazowanie in vivo in vivo bakterii bioluminescencyjnych, aby zastąpić statyczne badanie tkanek. Zastosowania modelu są szerokie i mogą obejmować wykorzystanie alternatywnych bioluminescencyjnych szczepów bakterii, włączenie innych typów genetycznie zmodyfikowanych myszy do jednoczesnego badania odpowiedzi immunologicznej gospodarza oraz ocenę obecnych lub badanie nowych metod diagnostycznych i terapeutycznych, takich jak antybiotyki lub powłoki implantów.

Przedstawiona tutaj procedura została wykorzystana do oceny skuteczności schematów antybiotykoterapii w modelu in vivo SII u myszy. W szczególności porównano skuteczność terapii łączonej z zastosowaniem wankomycyny i rifampicyny z monoterapią wankomycyną oraz nieleczonymi kontrolami zakażonymi.
Przed operacją myszy zostały randomizowane do grupy terapii skojarzonej, monoterapii lub zainfekowanej grupy kontrolnej. Przeprowadzono analizę mocy statystycznej w celu obliczenia wielkości próby. Do w...

Protokół opisuje nowatorski model infekcji implantu kręgosłupa in vivo, gdzie implant z drutu k-wire ze stali nierdzewnej jest infekowany bioluminescencyjnym Staphylococcus aureus Xen36. Obciążenie bakteryjne jest monitorowane podłużnie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i potwierdzane liczbą jednostek tworzących kolonie po eutanazji.

Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The ...

Infekcja pooperacyjna jest wyniszczającym powikłaniem operacji kręgosłupa. Ten mysi model infekcji implantu rdzeniowego pozwala naukowcom badać wpływ gospodarza, implantu i czynników terapeutycznych na infekcję. Technika ta określa ilościowo podłużne obciążenie bakteryjne w czasie rzeczywistym, w sposób humanitarny i skuteczny, in vivo.Używając zamrożonego wywaru S.aureus zen 36, rozprowadź bakterie na płytkach bulionowych Luria zawierających 200 mikrogramów na mililitr kanamycyny i inkubuj przez 12 do 16 godzin w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Pod koniec inkubacji indywidualnie hoduje się pojedyncze kolonie z kultury S.aureus zen 36 w tryptycznym bulionie sojowym zawierającym 200 mikrogramów na mililitr kanamycyny przez 12 do 16 godzin w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 200 obrotach na minutę. Następnego dnia rozcieńczyć kulturę w świeżym bulionie w stosunku jeden do 50 i hodować bakterie przez dodatkowe dwie godziny, aby umożliwić izolację bakterii w środkowej fazie logarytmicznej.Pod koniec inkubacji osadzać komórki bakteryjne przez odwirowanie i myć komórki trzy razy w jednym mililitrze świeżego PBS na pranie. Po ostatnim praniu zmierz absorbancję przy 600 nanometrach. Ide

in-vivo-mouse-model-of-spinal-implant-infection

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisano małoinwazyjny protokół stabilizacji kręgosłupa myszy oraz wykonywania powtarzalnego obrazowania rdzenia kręgowego in vivo z wykorzystaniem mikroskopii dwufotonowej. Metoda ta łączy urządzenie do stabilizacji kręgosłupa z reżimem anestezjologicznym w celu zminimalizowania ruchów wywołanych oddychaniem i uzyskania surowych danych obrazowych, które nie wymagają wyrównania ani innego przetwarzania końcowego.

Obrazowanie in vivo rdzenia kręgowego myszy z wykorzystaniem mikroskopii dwufotonowej

W tym filmie rozwijamy mysi model in vivo do inwazji okołonerwowej poprzez wstrzykiwanie komórek raka trzustki do nerwu kulszowego. Model ten pomaga określić ilościowo zakres inwazji i zbadać interakcje między komórkami rakowymi a nerwami.

Mysi model inwazji okołonerwowej: generowanie modelu in vivo do symulacji inwazji okołonerwowej w nerwie kulszowym myszy

Ten film demonstruje technikę generowania mysiego modelu infekcji ran skóry. Po zakażeniu myszy – zmodyfikowanych do ekspresji białka fluorescencyjnego w neutrofilach – genetycznie zmodyfikowanym bioluminescencyjnym Staphylococcus aureus – bakterią chorobotwórcze. Obciążenie bakteryjne w miejscu zakażenia i dynamikę rekrutacji neutrofili można badać za pomocą obrazowania całego zwierzęcia.

Model zakażenia rany skóry myszy do badania odpowiedzi immunologicznej na patogen bakteryjny

Źródło: Pietruczyk, E. A., et al. Laminektomia i implantacja okienka rdzenia kręgowego u myszy. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film pokazuje wszczepienie okienka rdzenia kręgowego znieczulonej myszy do obrazowania in vivo. Protokół stabilizuje odsłonięty rdzeń kręgowy za pomocą borokrzemianowego szkła osłonowego i wydrukowanej w 3D płyty tylnej. Metoda ta umożliwia mikroskopię dwufotonową o wysokiej rozdzielczości w celu zbadania dynamiki bariery krew-mózg i interakcji nerwowo-naczyniowych.

Implantacja okienka rdzenia kręgowego u myszy do obrazowania in vivo

Połączone obrazowanie optyczne i μCT w mysim modelu infekcji implantu ortopedycznego, wykorzystujące bioluminescencyjny zmodyfikowany szczep Staphylococcus aureus, zapewniło możliwość nieinwazyjnego i podłużnego monitorowania dynamiki infekcji bakteryjnej, jak również odpowiadającej jej reakcji zapalnej i zmian anatomicznych w kości.

Połączone obrazowanie optyczne in vivo i μCT w celu monitorowania infekcji, stanu zapalnego i anatomii kości w zakażeniu implantu ortopedycznego u myszy

Opisujemy in vivo mysi model inwazji okołonerwowej poprzez wstrzykiwanie syngenicznych komórek raka trzustki do nerwu kulszowego. Model pozwala na ilościowe określenie zakresu inwazji nerwów i wspiera badanie komórkowych i molekularnych mechanizmów inwazji okołonerwowej.

Mysi model nerwu kulszowego in vivo inwazji okołonerwowej

Opracowaliśmy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym myszy poprzez resekcję wyrostków kolczystych L3–L5 wraz z więzadłami nad- i międzykolcowymi oraz odłączeniem mięśni przykolcowych.

Mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa

Infekcja stawu okołoprotezowego (PJI) spowodowana przez niebezpieczne patogeny jest powszechna w ortopedii klinicznej. Istniejące modele zwierzęce nie są w stanie dokładnie symulować rzeczywistej sytuacji PJI. W tym miejscu stworzyliśmy mysi model PJI związany z biofilmem Candida albicans, aby badać i opracowywać nowe terapie PJI.

Model zakażenia Candida albicans stawu okołoprotezowego u myszy

Obecny protokół opisuje rozwój powtarzalnego mysiego modelu glejaka rdzenia kręgowego poprzez wstrzykiwanie komórek nowotworowych do przestrzeni międzykręgowej, oferując bardziej efektywne i mniej inwazyjne podejście do badań i rozwoju terapeutycznego.

Chirurgiczny przeszczep komórek nowotworowych do rdzenia kręgowego myszy

Niniejszy protokół opisuje model mysi wykorzystujący podskórną implantację grzbietową do badania zakażeń związanych z implantami, umożliwiając kompleksowe badanie mechanizmów patofizjologicznych i wspierając rozwój kryteriów diagnostycznych z ukierunkowanymi strategiami terapeutycznymi.

Zwierzęcy model zakażeń związanych z implantami u myszy

Protokół ten opisuje unikalny eksperymentalny model zakażeń związanych z implantami, który umożliwia jednoczesną inkubację dwóch implantów z bakteriami w identycznych warunkach u jednej myszy. Umożliwia również precyzyjną ocenę tworzenia się biofilmu na powierzchniach implantów przy użyciu zoptymalizowanych porównawczych metod analitycznych, demonstrując zaawansowane techniki oceny właściwości przeciwdrobnoustrojowych biomateriałów.

Unikalny model mysi do ilościowej oceny tworzenia biofilmu na implantach chirurgicznych w ropniu podskórnym

Odkryj mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo z wykorzystaniem bioluminescencyjnego Staphylococcus aureus Xen36. Ta metoda umożliwia długoterminowe monitorowanie obciążenia bakteryjnego w czasie rzeczywistym.

Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

Przeglądaj więcej filmów