Name: Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Poznaj metodę implantacji elektrod w myszy VGAT-Cre do generowania modelu padaczki skroniowej. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów epileptogenezy z minimalnym uszkodzeniem neuronów hipokampa.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Johnowi Williamsonowi za pomocne dyskusje na temat tego protokołu. Prace te były wspierane przez NS112549 grantowy NIH/NINDS.

Wykorzystanie zwierząt przebiegało zgodnie z wytycznymi ARRIVE12 i zostało zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Wirginijskiego.
1. Wykonywanie zestawów słuchawkowych z dwiema elektrodami bipolarnymi (Rysunek 1)
<img alt="Układ do elektroprzędzenia, różne konstrukcje igieł, proces wytwarzania włókien, schemat eksperymentu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62929/62929fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Kluczowe etapy produkcji zestawu słuchawkowego EEG. (A) Wygląd elektrod na różnych etapach protokołu (numery po lewej odpowiadają poszczególnym krokom). (B) Zdjęcie gotowego produktu zamontowanego w wykonanym samodzielnie uchwycie pasującym do ramy stereotaktycznej. Należy zauważyć, że uchwyt kończy się zespołem kołnierza z pinem, który pasuje do podstawy zestawu słuchawkowego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62929/62929fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol>
	<li>Odetnij 3,5 cm stalowego drutu powlekanego politetrafluoroetylenem.</li>
	<li>Zdejmij około 1 mm izolacji z obu końców drutu. Nie usuwaj zbyt dużego fragmentu izolacji.</li>
	<li>Umieść dwa piny w uchwycie imadłowym tak, aby dolna część pinu z dłuższym nacięciem była skierowana w dół.</li>
	<li>Nałóż topnik na odsłonięte końce drutu oraz na górne części pinów.</li>
	<li>ZCynuj odsłoniętą część drutu, używając minimalnej ilości lutu potrzebnej do pokrycia powierzchni.</li>
	<li>Nałóż minimalną ilość lutu na górną część pinu, uważając, aby nie wypłynął on po bokach.</li>
	<li>Gdy lut jest w stanie stopionym, wprowadź jeden z odsłoniętych końców drutu do pinu tak głęboko, jak to możliwe. 
	UWAGA: W pinie znajduje się boczny otwór, przez który drut może wypaść – nie dopuść do tego. Cała odsłonięta część drutu musi pozostać wewnątrz pinu.</li>
	<li>Powtórz kroki 1.6–1.7 dla drugiego pinu, wykorzystując drugi odsłonięty koniec drutu.</li>
	<li>Pozostaw piny na 30 s w celu zastygnięcia, wyjmij je z uchwytu imadłowego, a następnie pociągnij za nie, aby upewnić się, że połączenie między drutem a pinami jest mocne i stabilne.</li>
	<li>Opłucz piny w zimnej wodzie, a następnie osusz.</li>
	<li>Zweryfikuj przewodność między pinem 1 a pinem 2 za pomocą omomierza.</li>
	<li>Zbliż piny na końcach drutu; trzymaj je równolegle i blisko siebie. Zaciśnij kleszczyki hemostatyczne na środku drutu. Następnie obracaj kleszczyki, tak aby drut skręcił się ciasno wokół własnej osi. Usuń kleszczyki.</li>
	<li>Zaciśnij pęsetę na skręconym drucie 2 mm poniżej pinów i zegnij drut pod kątem 90˚.</li>
	<li>Zegnij ten sam drut ponownie o 90˚ w stronę przeciwną nad pęsetą, tworząc drugie zgięcie w odległości 1 mm od pierwszego.</li>
	<li>Odetnij skręcony drut pod kątem 45° poniżej zgięcia na wysokości 3,5 mm, używając małych, ostrych nożyczek.</li>
	<li>Przygotuj dwie takie elektrody bipolarne (skręcone z dwoma pinami) dla każdego zestawu słuchawkowego (opcjonalnie, druga służy jako zapasowa w przypadku problemów elektrycznych z pierwszą).</li>
	<li>Przygotuj jedną pojedynczą elektrodę referencyjną, przecinając na pół drut z przylutowanymi pinami na obu końcach (kroki 1.1–1.17, Rysunek 1A).</li>
	<li>Odetnij drut na długości 7 mm.</li>
	<li>Zegnij koniec 1 mm poniżej końcówki.</li>
	<li>Następnie przytrzymaj pęsetą zegniętą końcówkę drutu o długości 1 mm i mocno owiń drut wokół pęsety, aby utworzyć małą pętlę (o średnicy 1 mm).</li>
	<li>Zegnij pętlę prostopadle do prostej części drutu, tak aby końcówka drutu ponownie była skierowana na zewnątrz.</li>
	<li>Zamontuj dwie elektrody bipolarne i pojedynczą elektrodę referencyjną w sześciopinowym postumencie w taki sposób, aby elektrody bipolarne znajdowały się obok siebie w odległości 6 mm, a elektroda referencyjna była umieszczona w środkowym zewnętrznym otworze (Rysunek 1B). 
	UWAGA: Metodą alternatywną jest implantacja elektrod, ich cementacja w miejscu docelowym, a następnie włożenie ich pinów do postumentu.</li>
</ol>
2. Stereotaktyczna implantacja elektrod
<ol>
	<li>Przed operacją należy wysterylizować wszystkie narzędzia chirurgiczne oraz zespół elektrod sześciopinowych w autoklawie. Podczas operacji należy zachować sterylne pole operacyjne i używać sterylnych rękawiczek chirurgicznych. Zaleca się stosowanie sterylnych obłożeń (np. Press n’ Seal) do przykrycia zwierzęcia z wyłączeniem obszaru operacyjnego.</li>
	<li>Do zabiegów chirurgicznych należy wykorzystać 8-tygodniowe myszy VGAT-Cre (dobrane pod względem wieku, obu płci), 4 tygodnie po odsadzeniu. Przed operacją należy zapisać masę ciała zwierzęcia, aby umożliwić pomiar utraty masy ciała po zabiegu.</li>
	<li>Należy użyć certyfikowanego parownika izofluranu lub niskoprzepływowego systemu anestezjologicznego wyposażonego w precyzyjną pompę strzykawkową, zintegrowany cyfrowy parownik oraz podkładkę grzewczą z systemem sprzężenia zwrotnego. 
	UWAGA: Systemy niskoprzepływowe umożliwiają podawanie znieczulenia z niskim natężeniem przepływu, proporcjonalnym do wielkości zwierzęcia, do komory indukcyjnej lub poprzez lejek nosowy zamocowany na ramie stereotaktycznej (70 ml/min, stężenie izofluranu w powietrzu wynosi 4% podczas indukcji i 2% podczas operacji). Zastosowanie mniejszej ilości środka znieczulającego jest korzystne nie tylko dla zwierzęcia podczas zabiegów operacyjnych, ale także zmniejsza ryzyko narażenia personelu laboratoryjnego na działanie izofluranu.</li>
	<li>Umieść znieczulone zwierzę na podgrzewanej podkładce rozgrzanej do 37 °C aby utrzymać ciepłotę ciała zwierzęcia podczas operacji. W przypadku zastosowania systemu regulacji temperatury z pętlą sprzężenia zwrotnego, lekko nasmarowaną sondę temperaturową należy wprowadzić do odbytnicy zwierzęcia w celu monitorowania temperatury w trakcie zabiegu.</li>
	<li>Zamocuj zwierzę w ramie stereotaktycznej, delikatnie wprowadzając pręty uszne do uszu, a przednie górne zęby do uchwytu siekaczy. Nałóż stożek na nos w celu zapewnienia prawidłowego podawania anestetyku. Upewnij się, że głowa jest wypoziomowana, wycentrowana i nie przesuwa się podczas lekkiego sprawdzania stabilności.</li>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie 0,5 ml roztworu normosol w celu nawodnienia.</li>
	<li>Należy zastosować środek nawilżający do oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki.</li>
	<li>Głębokość znieczulenia monitorowano, sprawdzając brak odruchu wycofania po uciśnięciu palca kończyny tylnej, a następnie w trakcie operacji obniżono stężenie izofluranu do 1,5%–2,0%.</li>
	<li>Usuń owłosienie w obrębie i wokół pola operacyjnego poprzez wyrywanie, użycie strzyżarki (golenie) lub kremu do depilacji, a następnie zdezynfekuj skórę, stosując trzy cykle naprzemiennego nakładania jodyny i etanolu, kończąc jodyną. Usuwanie owłosienia poza bezpośrednie miejsce operacji jest zalecane tylko wtedy, gdy istnieją możliwości utrzymania znieczulenia w tej lokalizacji. W razie potrzeby użyj nasączonych alkoholem patyczków bawełnianych, aby usunąć owłosienie z obszaru bezpośrednio otaczającego głowę. Podaj podskórnie 0,05 ml miejscowego środka przeciwbólowego – bupiwakainy (0,25%).</li>
	<li>Wykonaj nacięcie czaszki za pomocą skalpela, a następnie wytnij fragment skóry ostrymi nożyczkami chirurgicznymi, odsłaniając kości czaszki. Odsuwając skórę, za pomocą patyczka higienicznego oczyść czaszkę ze wszystkich mięśni i tkanek podskórnych zasłaniających widok. 
	UWAGA: Aby zatrzymać przypadkowe krwawienie, należy uciskać miejsce krwawienia sterylnym patyczkiem bawełnianym aż do momentu ustania krwawienia.</li>
	<li>Oczyścić czaszkę nadtlenkiem wodoru za pomocą sterylnych patyczków bawełnianych, aby uczynić widocznymi szwy czaszkowe oraz punkty bregma i lambda.</li>
	<li>Dokładnie osusz czaszkę, a następnie za pomocą aplikatora nanieś jedną kroplę samotrawiącego adhesywu stomatologicznego. Wetrzeć go w czaszkę, odczekać 60 s i utwardzić za pomocą stomatologicznej lampy UV przez 40 s. Powierzchnia o połysku świadczy o tym, że adhesyw został skutecznie usieciowany z czaszką. 
	UWAGA: Ten etap jest kluczowy dla zapewnienia stabilnego przymocowania zestawu nagłownego.</li>
	<li>Używając wiertła o średnicy 0,031" (0,79 mm), należy wywiercić po obu stronach dwa otwory trepanacyjne do implantacji głębokich elektrod hipokampalnych (prędkość obrotowa ok. 5000 obr./min). Należy wywiercić jeden dodatkowy otwór trepanacyjny dla elektrody referencyjnej nad móżdżkiem, za punkt lambda. 
	UWAGA: Podczas wiercenia należy powoli opuszczać wiertło i unikać przedostania się do tkanki mózgowej.</li>
	<li>Współrzędne elektrod są następujące (od punktu bregma w mm): elektrody hipokampa: 3 mm tylnie, 3 mm bocznie i 3 mm głębokości; elektroda referencyjna w móżdżku: 6 mm tylnie, 0 mm bocznie i 0 mm głębokości (podtwardówkowo).</li>
	<li>Aby zwiększyć dokładność, należy użyć wiertarki zamontowanej w aparacie stereotaksycznym i wyzerować osie X/Y manipulatora stereotaksycznego w punkcie styku z bregmą – stanowi ona punkt odniesienia dla współrzędnych.</li>
	<li>Złóż zestaw słuchawkowy, wkładając wszystkie elektrody do sześciopinowego gniazda, upewniając się, że piny zostały całkowicie w nich osadzone. Zamontuj gniazdo w uchwycie elektrod na ramie stereotaktycznej (Rycina 1B).</li>
	<li>Ustaw elektrody nad odpowiadającymi im otworami trepanacyjnymi. Implantuj stereotaktycznie skręcone dwubiegunowe elektrody z drutu ze stali nierdzewnej w prawym i lewym hipokampie oraz elektrodę referencyjną w móżdżku, powoli opuszczając zestaw nagłówkowy i prowadząc elektrody do otworów trepanacyjnych.</li>
	<li>Gdy elektroda skręcana do hipokampa znajduje się bezpośrednio nad otworem, wyzeruj oś Z i powoli opuść ją do poziomu -3,0 mm.</li>
	<li>Przykryć powierzchnię czaszki i elektrody cementem stomatologicznym, wypełniając przestrzeń między powierzchnią czaszki a podstawą pedestalu. Brzegi skóry powinny przylegać do cementu stomatologicznego w taki sposób, aby żadna tkanka podskórna nie pozostała odsłonięta. Odczekać do wyschnięcia i utwardzenia cementu. Następnie odłączyć uchwyt elektrod od ramienia stereotaktycznego i zdjąć uchwyt z pedestalu.</li>
	<li>Wstrzyknąć 0,1 ml ketoprofenu (1 mg/ml, s.c.) w celu zapewnienia analizji oraz drugą dawkę 0,5 ml normosolu (s.c.) w celu nawodnienia, a następnie wyjąć zwierzę z uchwytu stereotaktycznego.</li>
	<li>Umieść izotermiczną podkładkę wstępnie podgrzaną do 37 °C wewnątrz pustej klatki w wiwariacie, przykrytej ręcznikiem papierowym. Gdy zwierzę całkowicie się obudzi, należy umieścić je w czystej klatce z podścieliskiem i miękkim pokarmem, a następnie przenieść z powrotem do wiariatu. Od tego momentu zwierzęta są utrzymywane pojedynczo, aby zapobiec przegryzaniu zestawów słuchawkowych. Nie stosuje się klatek z drucianymi prętami, aby uniknąć zaklinowania zestawów słuchawkowych; zamiast tego butelki z wodą są przywiązane do dolnej części wieka klatki, a karma znajduje się w podścielisku.</li>
	<li>Przez 7Would hours po operacji podawać zwierzęciu miękki pokarm oraz monitorować utratę masy ciała i ocenę kondycji ciała (BCS). W przypadku odwodnienia zwierząt (utrata masy ciała, zwiększony turgor skóry, zapadnięte oczy) można podać podskórnie 0,5 ml roztworu Normosol. Ketoprofen można podawać podskórnie raz dziennie przez kolejne 2 dni po operacji (należy stosować schemat analgezji zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC). Pozostawić zwierzęta w klatkach do pełnego powrotu do zdrowia na okres od 4 do 7 dni przed przeniesieniem do systemu rejestracji EEG.</li>
</ol>
3. Protokół elektrycznego wywoływania napadów (kindling)
<ol>
	<li>Podłącz myszy do systemu rejestracji EEG za pomocą elastycznego kabla pasującego do gniazd na głowie myszy i komutatora (patrz Tabela materiałów listy). Pozostaw zwierzęta na jedną dobę w celu aklimatyzacji przed przystąpieniem do poniższego protokołu stymulacji elektrycznej. Codziennie monitoruj ich ogólny stan zdrowia oraz proces aklimatyzacji; usuń zwierzęta z systemu w przypadku wystąpienia objawów choroby, stresu i/lub ciągłego spadku masy ciała przekraczającego 25%</li>
	<li>Podłącz oba przewody z elektrody stymulującej do wyjścia stymulatora prądu stałego. 
	UWAGA: Bardzo pomocne jest zastosowanie płytki drukowanej, która umożliwia przełączanie tych elektrod z rejestratora EEG na stymulator.</li>
	<li>Ustaw stymulator tak, aby emitował impulsy o czasie trwania 1 ms z częstotliwością 50 Hz przez 2 s.</li>
	<li>Ustaw wyjście stymulatora na 20 mikroamperów (µA) i dostarczyć 1Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia. tętno</li>
	<li>Monitoruj EEG pod kątem charakterystycznego wyładowania następczego w postaci wysokonapięciowych iglic, które utrzymują się po ustąpieniu impulsu stymulacji elektrycznej.</li>
	<li>Jeśli nie zaobserwowano wyładowania, należy zwiększyć wartość wstrzykiwanego prądu w 20 µA przyrosty aż do wywołania wyładowania wtórnego. Ilość wymaganego prądu stanowi Próg Wyładowania Wtórnego (ADT).</li>
	<li>Typowe ADT mają wielkość 20-50 µAJeśli nie zaobserwowano wyładowań nawet po zwiększeniu do 200 µAnastępnie wymagana jest diagnostyka połączeń elektrycznych i okablowania zestawu słuchawkowego za pomocą omomierza o wysokiej czułości. Jeśli problem dotyczy elektrody stymulującej, należy spróbować przeprowadzić stymulację za pomocą pozostałych elektrod głębinowych.</li>
	<li>Zwierzęta poddawane są procesowi kindle’owania poprzez stymulację 2 lub 6 razy dziennie prądem o natężeniu stanowiącym 1,5-krotność wartości ADT dla danej myszy.</li>
	<li>Monitoruj odpowiedź behawioralną na stymulację, która narasta od zmiany stanu do obustronnych napadów toniczno-klonicznych z upadkiem. Ocenę przeprowadź z wykorzystaniem zmodyfikowanej skali Racine'a.11Aby uniknąć wywołania śmiertelnych napadów tonicznych, należy przerwać proces kindlingu, jeśli kolejne bodźce prowadzą do wzrostu nasilenia i czasu trwania napadów, aż do osiągnięcia 6 stopnia w zmodyfikowanej skali Racine'a (bieganie i skakanie).</li>
</ol>

<ol><li>Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nationwide+trends+in+medical+expenditures+among+adults+with+epilepsy%3A+2003-2014%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Neurological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Nationwide trends in medical expenditures among adults with epilepsy: 2003-2014.</a> Journal of the Neurological Sciences. 384, 113-120 (2018).</li>
<li>Hauser, W. A., Hesdorffer, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epilepsy%3A+Frequency%2C+Causes%2C+and+Consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Foundation+of+America%22%5BJournal%5D)">Epilepsy: Frequency, Causes, and Consequences.</a> Epilepsy Foundation of America. , (1990).</li>
<li>Galanopoulou, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+new+epilepsy+treatments%3A+issues+in+preclinical+methodology%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Identification of new epilepsy treatments: issues in preclinical methodology.</a> Epilepsia. 53 (3), 571-582 (2012).</li>
<li>Kehne, J. H., Klein, B. D., Raeissi, S., Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+National+Institute+of+Neurological+Disorders+and+Stroke+%28NINDS%29+Epilepsy+Therapy+Screening+Program+%28ETSP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemical+Research%22%5BJournal%5D)">The National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) Epilepsy Therapy Screening Program (ETSP).</a> Neurochemical Research. 42 (7), 1894-1903 (2017).</li>
<li>Buckmaster, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laboratory animal models of temporal lobe epilepsy.</a> Comparative Medicine. 54 (5), 473-485 (2004).</li>
<li>Levesque, M., Avoli, M., Bernard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy+following+systemic+chemoconvulsant+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of temporal lobe epilepsy following systemic chemoconvulsant administration.</a> Journal of Neuroscience Methods. 260, 45-52 (2016).</li>
<li>Loscher, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+review+of+current+animal+models+of+seizures+and+epilepsy+used+in+the+discovery+and+development+of+new+antiepileptic+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Seizure%22%5BJournal%5D)">Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs.</a> Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).</li>
<li>Buckmaster, P. S., Haney, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+outcomes+of+pilocarpine+treatment+in+a+mouse+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).</li>
<li>Wang, L., Liu, Y. H., Huang, Y. G., Chen, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-course+of+neuronal+death+in+the+mouse+pilocarpine+model+of+chronic+epilepsy+using+Fluoro-Jade+C+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Time-course of neuronal death in the mouse pilocarpine model of chronic epilepsy using Fluoro-Jade C staining.</a> Brain Research. 1241, 157-167 (2008).</li>
<li>Dey, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potassium+leak+channel+silences+hyperactive+neurons+and+ameliorates+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A potassium leak channel silences hyperactive neurons and ameliorates status epilepticus.</a> Epilepsia. 55 (2), 203-213 (2014).</li>
<li>Straub, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+kindled+VGAT-Cre+mice+as+a+new+animal+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Characterization of kindled VGAT-Cre mice as a new animal model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsia. 61 (10), 11(2020).</li>
<li>Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+the+ARRIVE+guidelines+for+reporting+animal+research%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research.</a> PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).</li>
<li>Vong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin+action+on+GABAergic+neurons+prevents+obesity+and+reduces+inhibitory+tone+to+POMC+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Leptin action on GABAergic neurons prevents obesity and reduces inhibitory tone to POMC neurons.</a> Neuron. 71 (1), 142-154 (2011).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, (2016).</li>
<li>Lothman, E. W., Bertram, E. H., Bekenstein, J. W., Perlin, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-sustaining+limbic+status+epilepticus+induced+by+%27continuous%27+hippocampal+stimulation%3A+electrographic+and+behavioral+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Self-sustaining limbic status epilepticus induced by 'continuous' hippocampal stimulation: electrographic and behavioral characteristics.</a> Epilepsy Research. 3 (2), 107-119 (1989).</li>
<li>Lothman, E. W., Williamson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+electrical+stimulus+parameters+on+afterdischarge+thresholds+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of electrical stimulus parameters on afterdischarge thresholds in the rat hippocampus.</a> Epilepsy Research. 13 (3), 205-213 (1992).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroencephalography+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Electroencephalography and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2018).</li>
<li>Wenker, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postictal+death+is+associated+with+tonic+phase+apnea+in+a+mouse+model+of+sudden+unexpected+death+in+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Postictal death is associated with tonic phase apnea in a mouse model of sudden unexpected death in epilepsy.</a> Annals of Neurology. 89 (5), 1023-1035 (2021).</li>
<li>Morimoto, K., Fahnestock, M., Racine, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kindling+and+status+epilepticus+models+of+epilepsy%3A+rewiring+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain.</a> Progress in Neurobiology. 73 (1), 1-60 (2004).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów do ujawnienia.

Raport ten opisuje protokół, w którym elektryczne rozpalanie myszy prowadzi do epilepsji. Ponieważ elektroda stymulująca jest umieszczona w hipokampie, jest to ogniskowa padaczka limbiczna, która modeluje padaczkę skroniową (TLE) u pacjentów. Krytycznym krokiem w tym protokole jest użycie myszy VGAT-Cre, które ze względu na wprowadzenie kasety rekombinazy IRES-Cre do genu Vgat , wykazują upośledzone hamujące prądy GABA11. C57BL/6 nie rozwija padaczki po rozpaleniu za pomocą tego protokołu...

Epilepsja to poważne zaburzenie neurologiczne o znacznych obciążeniach ekonomicznych i ludzkich. NINDS szacuje, że 3 miliony Amerykanów cierpi na epilepsję. Około 0,6 miliona z tych pacjentów cierpi na padaczkę skroniową (TLE)1. Niestety, leczenie TLE kończy się niepowodzeniem u jednej trzeciej pacjentów z powodu nieskuteczności, rozwoju oporności na leki lub nietolerancji działań niepożądanych2. Nie ulega wątpliwości, że istnieje znacząca potrzeba opracowania nowych terapii dla TLE, a wniosek ten podzielają Komitet Nauk Podstawowych Amerykańskiego Towarzystwa Padaczkowego, Grupa Robocza Międzynarodowej Ligi Przeciwko Padaczce ds. Przedklinicznego Odkrywania Leków na Padaczkę oraz Krajowa Rada Doradcza ds. Zaburzeń Neurologicznych i Udaru Mózgu3,4.
Obecne modele zwierzęce padaczki płata skroniowego używają albo chemokonulsantów (np. kainian, pilokarpina), albo przedłużonej stymulacji elektrycznej w celu wywołania długotrwałego stanu padaczkowego5,6,7. Wiele zwierząt umiera podczas zabiegu (10%-30% u szczurów, do 90% u myszy8). Zwierzęta, które przeżyły i rozwinęła się padaczka, wykazują rozległą śmierć neuronów w całym mózgu9,10. Ta śmierć uruchamia kaskadę reakcji, zaczynając od aktywacji mikrogleju, astrocytów i naciekających monocytów. Reakcje neuronalne obejmują reorganizację obwodów (np. kiełkowanie włókien omszałych), narodziny nowych neuronów, które nie integrują się prawidłowo z obwodami (np. ektopowe komórki ziarniste) oraz wewnętrzne zmiany, które prowadzą do nadpobudliwości (np. regulacja w górę kanałów Na +). Model padaczki bez istotnej śmierci neuronów ułatwi poszukiwanie nowych leków przeciwpadaczkowych.
Podczas testowania hipotezy GABA dotyczącej epilepsji, odkryto, że leczenie myszy VGAT-Cre łagodnym protokołem elektrycznego rozpalania doprowadziło do spontanicznych napadów motorycznych i elektrograficznych11. Ogólnie rzecz biorąc, elektryczne rozpalanie gryzoni nie prowadzi do spontanicznych napadów, które definiują epilepsję, chociaż może w przypadku nadmiernego rozpalania11. Myszy VGAT-Cre wyrażają rekombinazę Cre pod kontrolą genu pęcherzykowego transportera GABA (VGAT), który ulega ekspresji w neuronach hamujących GABA-ergiczne. Stwierdzono, że insercja Cre zaburzała ekspresję VGAT na poziomie mRNA i białka, upośledzając w ten sposób przekaźnictwo synaptyczne GABA-ergiczne w hipokampie. Stwierdzono, że rozpalone myszy VGAT-Cre mogą być przydatne do badania mechanizmów związanych z epileptogenezą i do badań przesiewowych nowych metod terapeutycznych11. Niniejszy raport zawiera szczegółowe informacje na temat metod wykorzystywanych do generowania modelu.

<table><tbody><tr><td>16-kanałowy zewnątrzkomórkowy różnicowy wzmacniacz prądu przemiennego (115 V / 60 Hz)</td> <td>AD Instruments</td><td>AM3500-115-60</td><td>Alternatywny wzmacniacz EEG</td></tr><tr><td>363 / CP KOŁNIERZ WTYKOWY, TULEJA PINÓW</td><td>P1 Technologies</td><td>363SLEEVPIN0NL</td><td>Do uchwytu elektrody</td></tr><tr><td>, 363-363 5CM - 100CM Z SIATKĄ 6TCM</td><td>P1 Technologies</td><td>363363XXXXCM004</td><td>mysz do komutatora</td></tr><tr><td>Kamery CCTV Qcwox HD Sony IR LED</td><td>Sony</td><td>QC-SP316</td><td></td></tr><tr><td>Komutator SL6C/SB (pojedyncza szczotka)</td><td>P1 Technologies</td><td>8BSL6CSBC0MT</td><td>dawniej Plastics One, Inc.</td></tr><tr><td>Wzmacniacz prądu</td><td>A-M Systems</td><td>Model 2100</td><td></td></tr><tr><td>Cement dentystyczny</td><td>Stoelting</td><td>51459</td><td></td></tr><tr><td>Wiertła, #75, OD&nbsp; 0.310" LOC 130 PT</td><td>Kyocera</td><td>105-0210.310</td><td></td></tr><tr><td>E363/0 STYK GNIAZDOWY SKOŚNY</td><td>P1 Technologies</td><td>8IE3630XXXXE</td><td>piny do złącza</td></tr><tr><td>iBond Klej samotrawiący</td><td>Kulzer</td><td>CE0197</td><td></td></tr><tr><td>MS363 COKÓŁ 2298 6 PIN BIAŁY</td><td>P1 Technologies</td><td>8K000229801F</td><td>Złącze zestawu słuchawkowego EEG</td></tr><tr><td>Ohomierz</td><td>Simpson</td><td>260</td><td>Wysoka czułość</td></tr><tr><td>PowerLab 16/35 i LabChart Pro</td><td>AD Instruments</td><td>PL3516/P</td><td>Alternatywne oprogramowanie EEG</td></tr><tr><td>SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corp.</td>Jednostka anestezjologiczna <td>SS-01</td><td>i Monitorowanie RightTemp</td></tr><tr><td>Wiertarka stereotaktyczna i zestaw mikrosilnika</td><td>Foredom Electric Co.</td><td>K.1070</td><td></td></tr><tr><td>Ramka stereotaktyczna</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 940</td><td></td></tr><tr><td>Drut pokryty teflonem do elektrody głębokościowej, OD 0,008'A-M</td> <td>Systems</td><td>791400</td><td></td></tr><tr><td>Myszy VGAT-Cre na tle kongenicznym C57BL/6J</td><td>Laboratorium Jacksona</td><td>000664</td><td></td></tr></tbody></table>

przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy vgat-cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej

Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy

Odkryto, że elektryczne rozpałkowanie myszy VGAT-Cre doprowadziło do spontanicznych napadów motorycznych i elektrograficznych. Niedawny artykuł koncentrował się na tym, w jaki sposób unikalne myszy VGAT-Cre były wykorzystywane do rozwoju spontanicznych nawracających napadów padaczkowych (SRS) po rozpaleniu i prawdopodobnym mechanizmie - wstawieniu Cre do genu VGAT - zakłócił jego ekspresję i zmniejszył ton GABA-ergyczny. Niniejsze badanie rozszerza te obserwacje na większą kohortę myszy, koncentrując się na kluczowych kwestiach, takich jak czas trwania SRS po rozpaleniu oraz wpływ płci i wieku zwierzęcia. W niniejszym raporcie opisano protokoły następujących kluczowych kroków: wykonanie zestawów słuchawkowych z elektrodami głębokości hipokampa do stymulacji elektrycznej i do odczytu elektroencefalogramu; operacja polegająca na bezpiecznym przymocowaniu zestawu słuchawkowego do czaszki myszy, aby nie spadł; oraz kluczowe szczegóły protokołu elektrycznego rozpalania, takie jak czas trwania impulsu, częstotliwość pociągu, czas trwania pociągu i ilość wstrzykiwanego prądu. Protokół rozpalania jest solidny, ponieważ niezawodnie prowadzi do epilepsji u większości myszy VGAT-Cre, zapewniając nowy model do testowania nowych leków przeciwpadaczkowych.

Zwierzęta 
Model został pierwotnie opracowany z wykorzystaniem myszy VGAT-Cre (Slc32a1tm2(cre)Lowl/J)13 na zmieszanym tle genetycznym. Zastosowano go jednak również u szczepu VGAT-Cre, który jest kongeniczny z C57BL/6J. Nie zaobserwowano różnic w rozwoju epilepsji pomiędzy tymi szczepami. Oba szczepy wykazują ekspresję rekombinazy Cre pod kontrolą promotora pęcherzykowego transportera GABA. Myszy te zostały wygenerowane poprzez wprowadzenie kasety IRES-Cre (knock-in)...

Ten raport opisuje metody generowania modelu padaczki skroniowej na podstawie elektrycznego rozpalenia transgenicznych myszy VGAT-Cre. Rozpalone myszy VGAT-Cre mogą być przydatne w określaniu, co powoduje padaczkę i w badaniach przesiewowych nowych terapii.

Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique ...

Protokół ten generuje nowy model padaczki skroniowej, w której u myszy rozwinęły się spontaniczne napady, i okazał się bardzo przydatny do badania mechanizmów epileptogenezy, a także do badań przesiewowych nowych terapii. Ta procedura u myszy VGAT-Cre niezawodnie prowadzi do spontanicznych, nawracających napadów elektrograficznych i ruchowo-ruchowych, nie powodując rozległej śmierci komórek hipokampa, która często występuje po stanie padaczkowym wywołanym chemoconvulsantami lub ciągłą stymulacją elektryczną. Aby rozpocząć produkcję zestawów słuchawkowych, odetnij drut ze stali nierdzewnej pokrytej politetrafluoroetylenem o długości 3,5 centymetra i zdejmij około jednego milimetra warstwy izolacyjnej z obu końców drutu.Umieść dwa kołki na uchwycie imadła, tak aby dolna część kołka miała dłuższą szczelinę skierowaną w dół. Następnie nałóż topnik na odizolowane końce drutu i wierzchołki kołków. Ocynuj odizolowaną część drutu i górną część pinów wystarczającą ilością lutu, aby pokryć go bez przelewania się na boki.Umieść jeden z odizolowanych końców drutu w kołku tak głęboko, jak to możliwe, podczas gdy lut się topi. Powtórz proces dla drugiego pinu z drugim odizolowanym końcem drutu. Po schłodzeniu kołków i przez 10 sekund wyjmij kołki z uchwytu imadła, a następnie pociągnij za kołki, aby upewnić się, że połączenie między drutem a kołkami jest mocne i trzyma się.Opłucz szpilki w zimnej wodzie, a następnie wysusz. Później użyj omomierza, aby sprawdzić przewodność między pinem pierwszym a pinem drugim. Zbliż do siebie kołki na końcu drutu, aby utrzymać je równolegle i zamknąć.Zaciśnij hemostat do środka drutu i obróć hemostat, aby mocno skręcić drut wokół siebie. Po wyjęciu hemostatu zaciśnij kleszcze na skręconym drucie dwa milimetry poniżej kołków, aby zgiąć drut pod kątem 90 stopni. Popchnij drut o 90 stopni z powrotem przez kleszcze, tworząc jeszcze jedno zgięcie w odległości jednego milimetra od pierwszego.Użyj małych, ostrych nożyczek, aby przeciąć skręcony drut pod kątem 45 stopni i 3,5 milimetra poniżej zagięcia. Przygotuj dwie dwubiegunowe lub dwupinowe skręcone elektrody dla każdego zestawu słuchawkowego. Aby przygotować jedną elektrodę referencyjną, przetnij drut z bolcem przylutowanym na obu końcach na dwie części.Następnie przetnij drut na siedem milimetrów i zegnij koniec drutu o jeden milimetr poniżej końcówki. Przykryj wygiętą jednomilimetrową końcówkę drutu kleszczami i mocno obróć drut wokół kleszczy, aby utworzyć małą pętlę o średnicy jednego milimetra. Następnie zegnij pętlę prostopadle do prostej części drutu, aby końcówka drutu była ponownie skierowana na zewnątrz.Zamontuj wszystkie elektrody w sześciopinowym cokole obok siebie, zachowując sześciomilimetrową odległość między dwiema elektrodami bipolarnymi. Umieść elektrodę odniesienia w środkowym otworze zewnętrznym. Przed przystąpieniem do operacji zapisz wagę ośmiotygodniowych myszy VGAT-Cre.Następnie umieść zwierzę w komorze indukcyjnej w celu wywołania znieczulenia. Umieść znieczuloną mysz na poduszce grzewczej w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Jeśli używasz systemu temperatury sterowanego sprzężeniem zwrotnym, włóż sondę temperatury do odbytnicy zwierzęcia w celu monitorowania temperatury podczas operacji.Aby rozpocząć operację, przekieruj strumień znieczulenia wziewnego do stożka nosowego i zamontuj zwierzę w ramie stereotaktycznej, delikatnie umieszczając przednie górne zęby w siekaczu i przesuwając stożek na jego nos. Następnie umieść nauszniki w uszach i przymocuj do ramy stereotaktycznej. Upewnij się, że głowa zwierzęcia jest wypoziomowana i wyśrodkowana i nie można jej przesunąć przy lekkim sondowaniu.Po dosiądzeniu zwierzęcia wstrzyknij myszom 0,5 mililitra Normosolu w celu nawodnienia i nałóż lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Monitoruj głębokość znieczulenia, szczypiąc łapę tylnej kończyny. Jeśli u zwierzęcia nie ma odruchu wycofania, przystąp do usuwania włosów na skórze głowy myszy wokół obszaru operacyjnego.Po zakończeniu trzykrotnie zdezynfekuj czysty obszar skóry naprzemiennie stosując etanol i jod, kończąc jodem, i wstrzyknij podskórnie 0,05 mililitra 0,25% bupiwakainy. Wykonaj nacięcie na czaszce za pomocą skalpela, a następnie wytnij część skóry nożyczkami chirurgicznymi, odsłaniając czaszkę. Odepchnij skórę na bok przed oczyszczeniem czaszki ze wszystkich tkanek leżących pod spodem za pomocą bawełnianego wacika.Oczyść czaszkę nadtlenkiem wodoru za pomocą sterylnych wacików bawełnianych i spraw, aby szwy czaszki, bregma i lambda były widoczne. Za pomocą wiertła zamontowanego stereotaktycznie przesuń końcówkę wiertła na bregmę w zerowych współrzędnych X, Y i Z. Następnie podnieś i przesuń wiertło do lambdy, aby określić jego współrzędne w celu określenia, czy głowica jest wypoziomowana.Po dokładnym wysuszeniu czaszki nałóż jedną kroplę samotrawiącego kleju dentystycznego za pomocą aplikatora. Odczekaj 60 sekund przed utwardzeniem kleju dentystycznego za pomocą dentystycznego światła UV przez 40 sekund. Błyszcząca powierzchnia wskazuje, że klej został skutecznie usieciowany z czaszką.Za pomocą wiertła o średnicy 0,031 cala ostrożnie wywierć dwa otwory z zadziorami obustronnie w czaszce z prędkością 5 000 obrotów na minutę lub obroty, unikając wiercenia w mózgu. Zastosuj kroplę soli fizjologicznej, aby usprawnić wiercenie otworów na żareny. W celu wszczepienia elektrod o głębokości hipokampa należy wywiercić trzy milimetry z tyłu i trzy milimetry z boku od bregmy.Wywierć jeden otwór na elektrodę odniesienia nad móżdżkiem za lambdą sześć milimetrów z tyłu i zero milimetrów z boku od bregmy. Następnie zamontuj sześciopinowy cokół ze zmontowanymi elektrodami w uchwycie elektrody na ramie stereotaktycznej. Wyrównując elektrody nad odpowiednimi otworami zadziorów, powoli opuść i poruszaj zestawem słuchawkowym, aby zlokalizować dwie dwubiegunowe końcówki elektrod tuż nad lewym i prawym otworem zadziorów hipokampa, a jeśli to konieczne, wyreguluj elektrodę referencyjną tak, aby unosiła się nad otworem nad móżdżkiem.Gdy elektrody skrętne hipokampa znajdą się tuż nad otworami, wyzeruj oś Z i powoli opuść elektrodę do minus trzech milimetrów do prawego i lewego hipokampa i wprowadź elektrodę odniesienia do otworu nad móżdżkiem. Przygotowałem cement dentystyczny, mieszając proszek i płyn w misce do mieszania. Następnie pokryj powierzchnię czaszki, elektrody i przestrzeń między powierzchnią czaszki a dnem cokołu cementem dentystycznym.Gdy cement wyschnie i stwardnieje, odłącz uchwyt elektrody od ramienia stereotaktycznego, podnieś ramię i zdejmij uchwyt z cokołu. Po podaniu myszy podskórnie ketoprofenu i Normozolu, należy wyjąć zwierzę z ramy stereotaktycznej, aby przenieść zwierzę na podgrzewaną podkładkę w klatce wiwarium. Po pełnym wybudzeniu włóż pojedyncze zwierzę z powrotem do klatki wiwarium, karm je miękkim pokarmem i monitoruj utratę wagi codziennie do 72 godzin po operacji.Na reprezentatywnym wykresie skrzypcowym pokazano liczbę stymulacji wymaganych przez myszy do kryterium stanu rozpalenia. Myszy zazwyczaj osiągały stan rozpalenia lub doświadczały pięciu obustronnych toniczno-klonicznych napadów motorycznych po 15 stymulacjach. Stwierdzono, że opóźnienie spontanicznych nawracających napadów (SRS) wynosi 10,7, a średnia częstotliwość napadów wynosiła 1,3 napadu dziennie.Wiarygodna dystrybucja SRS wykazała, że myszy cierpiały na epilepsję przez około 23 dni. Na reprezentatywnych obrazach można zobaczyć liczbę neuronów anty-NeuN dodatnich lub zgonów neuronów w różnych podpolach hipokampa i kory śródwęchowej. Ważne jest, aby dwie elektrody bipolarne płynnie wchodziły w dwa otwory zadziorów, więc muszą znajdować się tuż nad otworami zadziorów.Ważne jest również, aby ostrożnie nałożyć cement dentystyczny i pozwolić mu całkowicie stwardnieć przed wyjęciem uchwytu elektrody. Ta technika pozwala nam generować myszy z padaczką i stale je monitorować za pomocą zapisu EEG, a także nagrywania wideo, jednocześnie. Dzięki eksperymentom, które przeprowadzamy, możemy testować nowe strategie leczenia, takie jak terapia genowa, w celu zmniejszenia częstotliwości, czasu trwania i nasilenia napadów.

preparation-implantation-electrodes-for-electrically-kindling-vgat

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Częściowo izolowana kora („podcięcie”) stanowi wydajny model zwierzęcy potraumatycznej epileptogenezy. W niniejszym materiale demonstrujemy sposób wykonania nowego urządzenia chirurgicznego oraz jego zastosowanie w celu tworzenia bardziej precyzyjnych i spójnych uszkodzeń niezbędnych do wygenerowania tego modelu.

Przygotowanie modelu podcięcia w badaniu epileptogenezy potraumatycznej u gryzoni

Opisano procedurę optogenetycznej manipulacji aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej przy jednoczesnym monitorowaniu elektroencefalogramu, elektromiogramu oraz stężenia mleczanu w mózgu. Rejestracje eksperymentalne są przeprowadzane u myszy z podłączonymi przewodami podczas spontanicznych cykli snu i czuwania. Sprzęt do optogenetyki został zbudowany w naszym laboratorium; sprzęt pomiarowy jest dostępny w sprzedaży.

Symultaniczna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Ten film demonstruje technikę wszczepiania zespołu elektrod do mózgu myszy. Zespół zawiera elektrody bipolarne do rejestrowania aktywności z hipokampa i elektrodę odniesienia do uzyskiwania podstawowej aktywności z móżdżku. Znieczuloną mysz umieszcza się na stereotaktycznej ramie, a zespół elektrod wszczepia się w docelowy obszar mózgu. Następnie zwierzę może dojść do siebie przed wykonaniem zapisu elektrofizjologicznego.

Wszczepienie zespołu elektrod do mózgu myszy w celu zapisu elektrofizjologicznego

Badania wykazały, że katodowa przezczaszkowa stymulacja prądem stałym może powodować efekt tłumiący napady oporne na leki. W tym badaniu opracowano konfigurację eksperymentalną in vitro, w której oceniano stymulację prądem stałym i rejestrację wieloelektrodową aktywności podobnej do napadu w przygotowaniu wycinków mózgu myszy. Ocenie poddano parametry stymulacji prądem stałym.

Stymulacja prądem stałym i wieloelektrodowa rejestracja aktywności podobnej do napadów w przygotowaniu do wycinka mózgu myszy

Ten artykuł demonstruje skuteczność akupunktury, modeli epilepsji i analizy snu u gryzoni. Opisano procedurę akupunktury i identyfikację punktów akupunkturowych. Pilokarpina lub pentylenotetrazol (PTZ) jest stosowany w celu wywołania padaczki. Do analizy snu wykorzystuje się elektrokortykogram (ECoG), elektromiogram (EMG), temperaturę mózgu i zapisy aktywności lokomotorycznej.

Manipulacja elektrokortykogramem padaczkowym (ECoG) i snem u szczurów i myszy za pomocą akupunktury

Ten szczegółowy protokół opisuje umieszczanie elektrod stymulacji przezczaszkowej na kości skroniowej w celu zbadania krótko- i długoterminowych efektów przezczaszkowej stymulacji elektrycznej u swobodnie poruszających się szczurów.

Przewlekła przezczaszkowa stymulacja elektryczna i zapis wewnątrzkorowy u szczurów

Ten manuskrypt opisuje metodę wywoływania stanu padaczkowego poprzez ogólnoustrojowe wstrzykiwanie pilokarpiny oraz monitorowania spontanicznych nawracających napadów u żywych zwierząt za pomocą bezprzewodowego systemu telemetrii wideo i elektroencefalogramu. Protokół ten może być wykorzystany do badania patofizjologicznych mechanizmów przewlekłej padaczki, epileptogenezy i ostrych napadów.

Pilokarpinowy model padaczki skroniowej i monitorowanie EEG z wykorzystaniem systemu radiotelemetrycznego u myszy

Ilustrujemy, jak przeprowadzić rejestrację i elektryczną modulację aktywności padaczkowej indukowanej przez 4-aminopirydynę w wycinkach mózgu gryzoni za pomocą układów mikroelektrod. Niestandardowa komora rejestracyjna utrzymuje żywotność tkanek podczas długotrwałych sesji eksperymentalnych. Mapowanie elektrod na żywo i wybór par stymulujących odbywa się za pomocą niestandardowego graficznego interfejsu użytkownika.

Rejestracja i modulacja aktywności padaczkowej w wycinkach mózgu gryzoni sprzężonych z układami mikroelektrod

Modele ostrych napadów są ważne dla badania mechanizmów leżących u podstaw zdarzeń padaczkowych. Co więcej, możliwość generowania zdarzeń padaczkowych na żądanie zapewnia wysoce efektywną metodę badania dokładnej sekwencji zdarzeń leżących u podstaw ich inicjacji. W tym miejscu opisujemy ostre modele napadów korowych 4-aminopirydyny ustalone w tkance mysiej i ludzkiej.

Wytwarzanie i inicjacja na żądanie ostrej aktywności ictal w tkankach gryzoni i ludzkich

Wyzwaniem badań nad padaczką jest opracowanie nowych metod leczenia dla pacjentów, u których klasyczna terapia jest niewystarczająca. Korzystając z nowego protokołu - za pomocą wszczepialnego systemu dostarczania leków - jesteśmy w stanie kontrolować napady padaczkowe u znieczulonych myszy poprzez elektroforetyczne dostarczanie GABA do ogniska padaczkowego.

Elektroforetyczne dostarczanie kwasu γ-aminomasłowego (GABA) do ogniska padaczkowego zapobiega napadom padaczkowym u myszy

Ciało migdałowate odgrywa kluczową rolę w padaczce skroniowej, która wywodzi się z tej struktury i z niej się rozprzestrzenia. Ten artykuł zawiera szczegółowy opis wytwarzania głębokich elektrod mózgowych z funkcjami zarówno rejestrującymi, jak i stymulującymi. Wprowadza model padaczki przyśrodkowego płata skroniowego wywodzącej się z ciała migdałowatego.

Użycie elektrody bipolarnej do stworzenia mysiego modelu padaczki skroniowej poprzez elektryczne rozppalenie ciała migdałowatego

Poznaj metodę implantacji elektrod w myszy VGAT-Cre do generowania modelu padaczki skroniowej. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów epileptogenezy z minimalnym uszkodzeniem neuronów hipokampa.

Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej (Wideo) | JoVE Journal

Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej

Przeglądaj więcej filmów