Name: Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-21T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Poznaj uproszczoną metodę heterotopowego przeszczepu zastawki aortalnej u szczurów pod torebkę nerkową. Technika umożliwia badanie alloreaktywności i immunobiologii przeszczepów zastawek serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Rysunek 1 został utworzony za pomocą biorender.com. Praca ta była częściowo wspierana przez AATS Foundation Surgical Investigator Program dla TKR, Children's Excellence Fund prowadzony przez Wydział Pediatrii Uniwersytetu Medycznego w Południowej Karolinie dla TKR, grant Emerson Rose Heart Foundation dla TKR, filantropię senatora Paula Campbella dla TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) dla JHK i BG, oraz Fundusz Badawczy FLEX Uniwersytetu Medycznego w Południowej Karolinie (Medical University of South Carolina College of Medicine) do MAH.

Badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.
1. Informacje o modelu zwierzęcym (Szczury)
<ol>
	<li>Do wszystkich zabiegów chirurgicznych należy używać mikroskopu operacyjnego (patrz tabela materiałów) o powiększeniu do 20x.</li>
	<li>W razie potrzeby w eksperymencie należy użyć szczepów syngenicznych (takich jak Lewis-Lewis) lub allogenicznych (takich jak Lewis-Brown Norway).</li>
	<li>Użyj szczurów w wieku od 5 do 7 tygodni i masie ciała 100-200 g, które są odpowiednie dla pytania eksperymentalnego.</li>
</ol>
2. Usuwanie sierści, przygotowanie skóry i znieczulenie
<ol>
	<li>Wszystkie operacje należy wykonywać w sterylnych warunkach. 
	UWAGA: Krok ten jest wykonywany w dedykowanej przestrzeni operacyjnej i w sterylnych warunkach.</li>
	<li>Umieść szczury w anestezjologicznej komorze indukcyjnej i wywołaj znieczulenie 5% izofluranem w tlenie. Utrzymuj znieczulenie 3,5% izofluranem w tlenie przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>W przypadku operacji dawcy usuń futro szczura z pępka do wcięcia mostka za pomocą maszynki do strzyżenia futra. W przypadku operacji biorcy należy przyciąć włosy nad polem operacyjnym na tylnej linii pachowej od żeber do miednicy. Następnie przygotuj skórę za pomocą chirurgicznego środka dezynfekującego.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem zabiegu należy uzyskać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, mocno ściskając palce u nóg szczura kleszczami. Jeśli szczur wycofa się z bólu, w razie potrzeby zwiększysz środek znieczulający.</li>
	<li>Monitoruj częstość oddechów i głębokość znieczulenia klinicznie przez cały czas trwania zabiegu; poziom izofluranu jest dostosowywany w razie potrzeby, aby utrzymać częstość oddechów na poziomie 55-65 oddechów/min.</li>
</ol>
3. Operacja dawcy
<ol>
	<li>Przygotuj i znieczul szczura, jak podano w kroku 2. Naciąć skórę od mieczykowatego do wcięcia mostka za pomocą nożyczek preparujących. Wykonaj sternektomię, przecinając żebra z każdej strony po stronie mostka, aż do uzyskania optymalnego dostępu do serca.</li>
	<li>Heparynizować szczura za pomocą wstrzyknięcia 100 j./100 g do lewego przedsionka.</li>
	<li>Złożyć ofiarę dawcy poprzez wykrwawienie.</li>
	<li>Wytnij grasicę, aby poprawić wizualizację wielkich naczyń. Następnie usuń serce en bloc z aortą wstępującą, aż do poziomu tętnicy bezimiennej.</li>
</ol>
4. Przygotowanie ulotek zastawki aortalnej
<ol>
	<li>Umieścić serce dawcy na sterylnej szalce Petriego bezpośrednio po kardiektomii. Wypreparuj serce dawcy w lodowato zimnym buforze do przechowywania w chłodni (patrz tabela materiałów).</li>
	<li>Za pomocą kleszczy i nożyczek sprężynowych Vannas wypreparuj serce dawcy, aż pozostanie tylko korzeń aorty z 1 mm mankietem komorowym proksymalnym do zastawki aortalnej.</li>
	<li>Otwórz zastawkę aortalną, wykonując podłużne cięcie, aby otworzyć zatokę Valsalvy między lewą a niewieńcową zatoką, aby uwidocznić wszystkie trzy listki. 
	UWAGA: Nacięcie powinno sięgać całej długości zatoki Valsalvy. Rzeczywiste wymiary zależą od wielkości szczura.</li>
	<li>Wytnij każdą ulotkę zastawki aortalnej indywidualnie. W szczególności użyj kleszczy, aby chwycić krawędź ulotki i użyj nożyczek sprężynowych Vannas, aby wyciąć ulotkę, przecinając od jednego spoidła w dół do pierścienia, a następnie w kierunku następnego spoidła. 
	UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność, aby chwycić tylko krawędź ulotki, aby zminimalizować uszkodzenie komórek śródbłonka zastawkowego.</li>
	<li>Próbki po wycięciu ulotki należy przechowywać w lodowato zimnym roztworze buforowym do przechowywania, aż będą gotowe do wszczepienia szczurowi-biorcy. Wszczepić wszystkie ulotki w ciągu 4 godzin od przechowywania w chłodni.</li>
</ol>
5. Operacja odbiorcy
<ol>
	<li>Przygotuj i znieczul szczura zgodnie z opisem w kroku 2. Do wykonania zabiegu należy użyć poduszki grzewczej utrzymywanej w temperaturze 36-38 °C.</li>
	<li>Buprenorfinę (0,03 mg/kg mc. należy podawać podskórnie) wszystkim szczurom-biorcom przed zabiegiem chirurgicznym i co 6-12 godzin po operacji, w razie potrzeby w celu złagodzenia bólu.</li>
	<li>Umieść szczura w prawej bocznej pozycji leżącej, aby uzyskać dostęp do lewej nerki. 
	UWAGA: Lewa nerka jest preferowana ze względu na jej bardziej ogonowe położenie w stosunku do prawej nerki.</li>
	<li>Naciąć skórę na boku wzdłużnie na ponad 1 cal za pomocą nożyczek. 
	UWAGA: Nacięcie musi pozostać mniejsze niż rozmiar nerki, aby zapewnić wystarczające napięcie, aby zapobiec cofaniu się nerki do jamy brzusznej podczas zabiegu.</li>
	<li>Podobnie naciąć leżącą poniżej ścianę brzucha.</li>
	<li>Eksternalizacja nerki
	<ol>
		<li>Używając kciuka i palca wskazującego, wywieraj lekki nacisk grzbietowo i brzusznie, używając zakrzywionych kleszczy, aby podnieść ogonowy biegun nerki przez nacięcie brzucha i skóry. W podobny sposób eksternalizuj czaszkowy koniec nerki.</li>
		<li>Alternatywnie, nerka może być uzewnętrzniona poprzez uchwycenie tłuszczu okołonerkowego i pociągnięcie w górę z lekkim napięciem. 
		UWAGA: Uważaj, aby nie chwytać bezpośrednio nerki ani naczyń nerkowych.</li>
		<li>Po uzewnętrznieniu nerki utrzymuj ją wilgotną z ciepłą solą fizjologiczną spływającą na nerkę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utwórz kieszeń podtorebkową.
	<ol>
		<li>Lekko uciskaj torebkę nerkową za pomocą jednego zestawu kleszczy, tak aby torebkę nerkową można było wyraźnie odróżnić od leżącego pod nią miąższu. Jednocześnie, używając innego zestawu kleszczy, ostrożnie chwyć kapsułkę i delikatnie pociągnij w górę, aby utworzyć otwór w kapsułce. 
		UWAGA: Ze względu na delikatną naturę kapsułki, do wykonania tego nacięcia wymagana jest minimalna siła.</li>
		<li>Kontynuuj używanie kleszczy, aby przedłużyć nacięcie, aż zostanie utworzona przestrzeń ~2 mm, aby pomieścić ulotkę zastawki aortalnej.</li>
		<li>Rozwiń płytką kieszeń podtorebkową, która jest nieco większa niż ulotka zastawki, podnosząc krawędź nacięcia za pomocą jednego zestawu kleszczy i przesuwając sondę pod torebką nerkową.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeszczep zastawkę aortalną do kieszonki podtorebkowej.
	<ol>
		<li>Wyjmij ulotkę aorty z chłodni i umieść ją w polu operacyjnym.</li>
		<li>Unosząc brzeg torebki włóknistej, wsuń płatek aorty do kieszonki podtorebkowej kleszczami. 
		UWAGA: Upewnij się, że tkanka jest wystarczająco daleko od nacięcia, aby była mocno zamocowana pod kapsułką. Należy zachować ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia leżącego pod spodem miąższu lub dalszego rozerwania torebki włóknistej.</li>
		<li>Nacięcie w torebce nerkowej można pozostawić otwarte.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Delikatnie popchnij nerkę z powrotem do jej anatomicznej pozycji, używając przeciwbieżnego nacisku zastosowanego na krawędziach nacięcia.</li>
	<li>Zamknij nacięcie brzucha za pomocą sterylnego szwu chirurgicznego. Zamknij skórę zszywkami.</li>
	<li>Opieka pooperacyjna
	<ol>
		<li>Po operacji umieść szczura w czystej klatce na poduszce grzewczej z dostępem do jedzenia i wody.</li>
		<li>Codziennie monitoruj zwierzę, aby ocenić rutynowe gojenie się ran i oznaki bólu lub niepokoju. Usuń zszywki po 7-10 dniach.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Pobieranie tkanek do analizy
<ol>
	<li>W wybranych punktach końcowych po przeszczepie należy poddać zwierzę eutanazji przez wykrwawienie. W szczególności należy wykonać laparotomię pośrodkową i przeciąć aortę brzuszną poniżej 5% izofluranu w tlenie.</li>
	<li>Zmobilizuj nerkę i wytnij ją, przecinając nożyczkami tętnicę nerkową, żyłę i moczowód. 
	UWAGA: Uważaj, aby nie chwycić obszaru zawierającego przeszczepioną ulotkę.</li>
	<li>Umieść nerkę na noc w formalinie, zanurz ją w parafinie i podziel na sekcje w celu uzyskania pożądanego zabarwienia. Ustawić próbkę tak, aby torebka nerkowa była skierowana do przodu, a miąższ nerki był skierowany do tyłu.</li>
</ol>

<ol><li>Van Der Linde, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Birth+prevalence+of+congenital+heart+disease+worldwide%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis.</a> Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).</li>
<li>Jacobs, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reoperations+for+pediatric+and+congenital+heart+disease%3A+An+analysis+of+the+Society+of+Thoracic+Surgeons+%28STS%29+congenital+heart+surgery+database%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%3A+Pediatric+Cardiac+Surgery+Annual%22%5BJournal%5D)">Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database.</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).</li>
<li>Syedain, Z. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pediatric+tri-tube+valved+conduits+made+from+fibroblast-produced+extracellular+matrix+evaluated+over+52+weeks+in+growing+lambs%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs.</a> Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).</li>
<li>Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contemporary+experience+with+surgical+treatment+of+aortic+valve+disease+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).</li>
<li>Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State+of+the+art%3A+Tissue+engineering+in+congenital+heart+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery.</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).</li>
<li>Feins, E. N., Emani, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expandable+valves%2C+annuloplasty+rings%2C+shunts%2C+and+bands+for+growing+children%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%3A+Pediatric+Cardiac+Surgery+Annual%22%5BJournal%5D)">Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children.</a> Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).</li>
<li>Lintas, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TCT-795+Human+cell+derived+off-the-shelf+tissue+engineered+heart+valves+for+next+generation+transcatheter+aortic+valve+replacement%3A+a+proof-of-concept+study+in+adult+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep.</a> Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271(2017).</li>
<li>Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+heart+valves%3A+A+call+for+mechanistic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+B%3A+Reviews%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies.</a> Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).</li>
<li>Bernstein, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+growth+after+pediatric+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac growth after pediatric heart transplantation.</a> Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).</li>
<li>Delmo Walter, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+growth+and+remodeling+of+transplanted+hearts+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22Europeon+Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children.</a> Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).</li>
<li>Simon, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+the+pulmonary+autograft+after+the+Ross+operation+in+childhood%5BTitle%5D)+AND+%22Europeon+Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood.</a> Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).</li>
<li>Oei, F. B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+size-matching+heterotopic+aortic+valve+implantation+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat.</a> Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).</li>
<li>Oei, F. B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+valve+dysfunction+resulting+from+cellular+rejection+in+a+novel+heterotopic+transplantation+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model.</a> Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).</li>
<li>El Khatib, H., Lupinetti, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antigenicity+of+fresh+and+cryopreserved+rat+valve+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts.</a> Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).</li>
<li>Yankah, A. C., Wottge, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allograft+conduit+wall+calcification+in+a+model+of+chronic+arterial+graft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Surgery%22%5BJournal%5D)">Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection.</a> Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).</li>
<li>Moustapha, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aortic+valve+grafts+in+the+rat%3A+Evidence+for+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascualr+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).</li>
<li>Légaré, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+allograft+heart+valve+failure+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascualr+Surgery%22%5BJournal%5D)">Prevention of allograft heart valve failure in a rat model.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).</li>
<li>Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T+lymphocytes+mediate+leaflet+destruction+and+allograft+aortic+valve+failure+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Burgin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+Subcapsular+Allograft+Transplants+as+a+Model+to+Test+Virus-Derived+Chemokine-Modulating+Proteins+as+Therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics.</a> Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).</li>
<li>Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+allograft+survival+in+immunocompetent+recipients+is+age+dependent+and+organ+specific%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific.</a> Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).</li>
<li>Cunha, G. R., Baskin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+sub-renal+capsule+transplantation+in+developmental+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%22%5BJournal%5D)">Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology.</a> Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).</li>
<li>Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelium-deficient+corneal+allografts+display+immune+privilege+beneath+the+kidney+capsule%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Opthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule.</a> Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).</li>
<li>Mandel, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((transplantation+of+organ+cultured+fetal+pig+pancreas+in+non-obese+diabetic+%28NOD%29+mice+and+primates+%28Macaca+fascicularis%29%5BTitle%5D)+AND+%22Xenotransplantation%22%5BJournal%5D)">transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis).</a> Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).</li>
<li>Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+subcapsular+transplantation+of+clusters+of+hepatocytes+in+conjunction+with+pancreatic+islets%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets.</a> Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).</li>
<li>Shultz, L. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcapsular+transplantation+of+tissue+in+the+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Subcapsular transplantation of tissue in the kidney.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).</li>
<li>Vanden Berg, C. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+subcapsular+transplantation+of+PSC-derived+kidney+organoids+induces+neo-vasculogenesis+and+significant+glomerular+and+tubular+maturation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo.</a> Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).</li>
<li>Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathology+of+explanted+cryopreserved+allograft+heart+valves%3A+Comparison+with+aortic+valves+from+orthotopic+heart+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovasular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants.</a> Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).</li>
<li>Valante, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+aortic+valve+after+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The aortic valve after heart transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).</li>
<li>O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+aortic+valve+replacement+with+viable+cryopreserved+and+fresh+allograft+valves%2C+with+a+note+on+chromosomal+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).</li>
<li>Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allogeneic+neonatal+neuronal+retina+grafts+display+partial+immune+privilege+in+the+subcapsular+space+of+the+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney.</a> The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).</li>
<li>Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antigenicity+of+aortic+valve+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Antigenicity of aortic valve allografts.</a> Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).</li>
<li>Steinmuller, D., Weiner, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evocation+and+persistence+of+transplantation+immunity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Evocation and persistence of transplantation immunity in rats.</a> Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).</li>
<li>Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+of+onset+and+duration+of+transplantation+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Time of onset and duration of transplantation immunity.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).</li>
<li>Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aortic+valve+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aortic valve allograft rejection.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).</li>
<li>Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+for+the+in+vivo+assessment+of+biological+and+tissue-engineered+valvular+and+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Methods+%28Part+C%29%22%5BJournal%5D)">A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts.</a> Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).</li>
</ol>

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Znaczenie i potencjalne zastosowania Podczas gdy mechaniczne i bioprotetyczne zastawki serca są rutynowo stosowane u dorosłych pacjentów wymagających wymiany zastawki, zastawki te nie mają potencjału do wzrostu i dlatego są nieoptymalne dla pacjentów pediatrycznych. Przeszczep zastawki serca jest eksperymentalną operacją mającą na celu dostarczenie rosnących zamienników zastawek serca dla noworodków i niemowląt z wrodzonymi wadami serca. Jednak w przeciwieństwie do immunobiologii transplantacyjnej k...

Wrodzone wady serca są najczęstszą wrodzoną niepełnosprawnością u ludzi, dotykającą 7 na 1 000 żywo urodzonych dzieci każdego roku1. W przeciwieństwie do dorosłych pacjentów, u których rutynowo wszczepia się różne mechaniczne i bioprotetyczne zastawki, pacjenci pediatryczni nie mają obecnie dobrych możliwości wymiany zastawki. Te konwencjonalne implanty nie mają potencjału, aby rosnąć u dzieci biorców. W rezultacie, w miarę wzrostu dzieci, konieczne są chorobliwe reoperacje związane z wymianą implantów zastawek serca na coraz większe wersje, przy czym dzieci dotknięte chorobą często wymagają do pięciu lub więcej operacji na otwartym sercu w ciągu swojego życia2,3. Badania wykazały, że wolność od interwencji lub śmierci jest znacznie mniejsza dla niemowląt niż dla starszych dzieci, przy czym 60% niemowląt z protezami zastawek serca stoi w obliczu ponownej operacji lub śmierci w ciągu 3 lat od pierwszej operacji4. Dlatego istnieje pilna potrzeba dostarczenia zastawki serca, która może rosnąć i utrzymywać funkcję u pacjentów pediatrycznych.
Przez dziesięciolecia próby wprowadzenia coraz większej liczby zamienników zastawek serca koncentrowały się na inżynierii tkankowej i komórkach macierzystych. Jednak próby przetłumaczenia tych zastawek do kliniki nie powiodły się5,6,7,8. Aby rozwiązać ten problem, proponuje się przeszczep zastawki serca jako bardziej kreatywną operację dostarczania rosnących zamienników zastawek serca, które mają zdolność do samonaprawy i unikania trombogenezy. Zamiast przeszczepiać całe serce, przeszczepiana jest tylko zastawka serca, która następnie rośnie wraz z dzieckiem biorcy, podobnie jak w przypadku konwencjonalnych przeszczepów serca lub autografu płucnego Rossa9,10,11. Po operacji dzieci biorców będą otrzymywać immunosupresję do czasu, gdy przeszczepiona zastawka będzie mogła zostać wymieniona na mechaniczną protezę dla dorosłych, gdy wzrost zastawki nie jest już potrzebny. Jednak biologia transplantacji przeszczepów zastawek serca pozostaje niezbadana. Dlatego do zbadania tego nowego rodzaju przeszczepu potrzebne są modele zwierzęce.
Kilka modeli szczurów zostało wcześniej opisanych do heterotopowego przeszczepu zastawki aortalnej do aorty brzusznej12,13,14,15,16,17,18. Jednak modele te są zbyt skomplikowane i często wymagają przeszkolonych chirurgów, aby skutecznie operować. Dodatkowo są kosztowne i czasochłonne19. Opracowano nowy model szczura w celu stworzenia prostszego modelu zwierzęcego do badania immunobiologii przeszczepów zastawek serca. Pojedyncze płatki zastawki aortalnej są wycinane i wprowadzane do przestrzeni podtorebkowej nerki. Nerka jest szczególnie przydatna do badania odrzucenia przeszczepu, ponieważ jest wysoce unaczyniona z dostępem do krążących komórek odpornościowych20,21. Podczas gdy kilka innych wykorzystało model podtorebkowy nerki do zbadania biologii przeszczepu innych przeszczepów allogenicznych, takich jak trzustka, wątroba, nerka i rogówka22,23,24,25,26,27, jest to pierwszy opis przeszczepu tkanki serca w tej pozycji. W tym miejscu opisano technikę przeszczepiania, która stanowi znaczący krok naprzód w badaniu immunologii transplantacyjnej przeszczepu zastawki serca.

<table><tbody><tr><td>0,9% chlorek sodu, USP</td><td>Baxter</td><td>NDC 0338-0048-04</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Poliglaktyna 910</td><td>Ethicon</td><td>J415H</td><td></td></tr><tr><td>7,5% Powidon-jod</td><td>CareFusion</td><td>29904-004</td><td></td></tr><tr><td>70% ETOH</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP82031GAL</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna anestezjologiczna</td><td>Aparat Harvard</td><td>75-2030</td><td>Hermetyczna komora indukcyjna do szczury</td></tr><tr><td>Maszyna anestezjologiczna</td><td>Aparat Harvarda</td><td>75-0238</td><td>Mobilny system anestezjologiczny z pasywną</td></tr><tr><td>maską anestezjologiczną</td><td>Aparat Harvard</td><td>59-8255</td><td>Maska anestezjologiczna dla szczurów</td></tr><tr><td>Brązowe szczury norweskie (BN / Crl)</td><td>Charles River</td><td>Szczep Code 091</td><td>Samiec, 5-7 tygodni, 100-200 g</td></tr><tr><td>Chlorowodorek buprenorfiny, 0,3 mg / ml</td><td>PAR Farmaceutyczny</td><td>NDC 42023-179-05</td><td>0,03 mg/kg, podawane podskórnie</td></tr><tr><td>Elektryczne maszynki do strzyżenia włosów</td><td>WAHL</td><td>79434</td><td></td></tr><tr><td>Elektryczna poduszka grzewcza</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-0492</td><td>Utrzymywane w temperaturze 36-38 &deg; C</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Agent Pharmaceuticals</td><td>NDC 25021-400-10</td><td>100U/100g wstrzyknięcie do lewego przedsionka</td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa, 1 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-841-33</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do tęczówki zakrzywione</td><td>World Precision Instruments</td><td>15917</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do tęczówki proste</td><td>World Precision Instruments</td><td>15916</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran, USP</td><td>Piramal Intensywna terapia</td><td>NDC 66794-017-25</td><td>Indukowany przy 5% izoflurancji tlenu i utrzymywany przy 3,5% izofluranu w tlenie</td></tr><tr><td>Lewis Rats (LEW/ Crl)</td><td>Charles River</td><td>Szczep Code 004</td><td>Mężczyzna, 5-7 tygodni, 100-200 g</td></tr> Mikro <tr><td>kleszcze</td><td>World Precision Instruments</td><td>500233</td><td>Dumont #5</td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>World Precision Instruments</td><td>501930</td><td>Nożyczki</td></tr> <tr>sprężynowe Vannas<td>Sterownik igieł</td><td>World Precision Instruments</td><td>500226</td><td>Ryder Needle Driver</td></tr><tr><td>Mikroskop operacyjny</td><td>AmScope</td><td>SM-3BZ-80S</td><td>3.5x - 90x Mikroskop stereoskopowy</td></tr><tr><td>Szalka Petriego</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875714</td><td></td></tr><tr><td>Wazelina maść okulistyczna</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Zszywki do skóry</td><td>Ethicon</td><td>PXR35</td><td>Proximate 35</td></tr><tr><td>Sterylne waciki bawełniane</td><td>Puritan</td><td>25-806 1WC</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne gąbki z gazy</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-902</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>World Precision Instruments</td><td>1962C</td><td>Nożyczki Metzenbaum</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Buffer (Servator B)</td><td>S.A.L.F S.p.A.</td><td>6484A1</td><td>Przechowywany w temperaturze 4 stopni; Z</td></tr></tbody></table>

uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

Istnieje pilna kliniczna potrzeba wymiany zastawek serca, które mogą rozwinąć się u dzieci. Przeszczep zastawki serca jest proponowany jako nowy rodzaj przeszczepu, który może zapewnić trwałe zastawki serca zdolne do wzrostu somatycznego bez konieczności stosowania antykoagulacji. Jednak immunobiologia przeszczepów zastawek serca pozostaje niezbadana, co podkreśla potrzebę badań nad tym nowym typem przeszczepu na modelach zwierzęcych. Opisano wcześniejsze modele szczurów do heterotopowego przeszczepu zastawki aortalnej do aorty brzusznej, chociaż są one technicznie trudne i kosztowne. Aby sprostać temu wyzwaniu, opracowano model przeszczepu nerki podtorebkowej u gryzoni, który jest praktyczną i prostszą metodą badania immunobiologii przeszczepu zastawki serca. W tym modelu pobiera się pojedynczy płatek zastawki aortalnej i wprowadza go do przestrzeni podtorebkowej nerki. Nerka jest łatwo dostępna, a przeszczepiona tkanka jest bezpiecznie przechowywana w przestrzeni podtorebkowej, która jest dobrze unaczyniona i może pomieścić tkanki o różnych rozmiarach. Ponadto, ponieważ pojedynczy szczur może dostarczyć trzy płatki aorty dawcy, a pojedyncza nerka może zapewnić wiele miejsc dla przeszczepionej tkanki, do danego badania potrzeba mniej szczurów. W tym miejscu opisano technikę przeszczepiania, która stanowi znaczący krok naprzód w badaniu immunologii transplantacyjnej przeszczepu zastawki serca.

Schematyczny rysunek projektu eksperymentalnego dla modelu szczurzego przedstawiono na Rysunku 1. Ponadto na Rysunku 2 pokazano wypreparowaną z serca dawcy nasadę aorty oraz pojedynczą płatkę zastawki aorty przygotowaną do implantacji. Następnie na Rysunku 3A przedstawiono reprezentacyjny obraz położenia płatki zastawki aorty pod torebką nerkową przed implantacją, a na Rysunkach 3B-<str...

Ten protokół opisuje prostą i efektywną metodę przeszczepiania płatków zastawki aortalnej pod torebkę nerkową, aby umożliwić badanie alloreaktywności zastawek serca.

Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

Przeszczep zastawki serca jest proponowany jako nowy rodzaj przeszczepu, który może zapewnić trwałe zastawki serca, zdolne do wzrostu somatycznego bez konieczności stosowania antykoagulacji. Ta technika jest praktyczna i prostsza niż poprzednie metody badania immunobiologii przeszczepu zastawki serca. Po znieczuleniu szczura użyj nożyczek preparujących, aby naciąć skórę od mieczykowatego do wcięcia mostka.I wykonaj sternektomię, przecinając żebra z każdej strony, bocznie do mostka, aż do uzyskania optymalnego dostępu do serca. Wstrzyknąć heparynę do lewego przedsionka. Po poświęceniu wytnij grasicę, aby poprawić wizualizację wielkich naczyń.Następnie usuń serce na bloku z aortą wstępującą aż do poziomu tętnicy bezimiennej. Po umieszczeniu serca dawcy na sterylnej szalce Petriego bezpośrednio po kardiektomii, w lodowatym buforze do przechowywania w chłodni, użyj kleszczy i nożyczek Vannas Spring Scissors do wypreparowania serca, aż pozostanie tylko korzeń aorty z jednomilimetrowym mankietem komorowym proksymalnie do zastawki aortalnej. Aby otworzyć zastawkę aortalną, wykonaj podłużne cięcie, aby otworzyć zatokę Valsalvy między lewą a niewieńcową zatoką, aby uwidocznić wszystkie trzy płatki.Aby wyciąć każdą ulotkę zastawki aortalnej indywidualnie, użyj kleszczy, aby chwycić krawędź ulotki i użyj nożyczek sprężynowych Vannas, aby wyciąć ulotkę, przecinając od jednego spoidła w dół do pierścienia, a następnie w kierunku następnego spoidła. Wycięte ulotki należy przechowywać w lodowato zimnym roztworze buforowym do przechowywania, dopóki nie będą gotowe do wszczepienia szczurowi-biorcy, ale wszystkie ulotki należy wszczepić w ciągu czterech godzin od przechowywania w chłodni. Gdy szczur biorca zostanie całkowicie znieczulony, utrzymuj temperaturę ciała na poziomie od 36 do 38 stopni Celsjusza przez cały czas trwania operacji za pomocą poduszki grzewczej.Następnie umieść szczura w prawej bocznej pozycji leżącej, aby uzyskać dostęp do lewej nerki. Buprenorfinę należy podawać szczurowi biorcy podskórnie przed zabiegiem chirurgicznym. I użyj nożyczek, aby naciąć skórę na boku wzdłuż na jeden cal.Podobnie naciąć leżącą poniżej ścianę brzucha. Za pomocą kciuka i palca wskazującego lekko uciskaj grzbietowo i brzusznie, używając zakrzywionych kleszczy. Podnieś biegun ogonowy nerki przez nacięcie brzucha i skóry.W podobny sposób eksternalizuj czaszkowy koniec nerki. Alternatywnie, nerka może być uzewnętrzniona poprzez uchwycenie tłuszczu okołonerkowego i pociągnięcie w górę z lekkim napięciem. Po eksternalizacji utrzymuj nerkę wilgotną za pomocą ciepłego wacika z soli fizjologicznej pobranego na nerkę.Aby utworzyć kieszeń podtorebkową, należy rozpocząć od lekkiego ucisku torebki nerkowej za pomocą jednego zestawu kleszczy, tak aby torebkę nerkową można było wyraźnie odróżnić od leżącego poniżej miąższu. Równocześnie, używając innego zestawu kleszczyków, ostrożnie chwyć kapsułkę i delikatnie pociągnij do góry, aby utworzyć otwór w kapsułce. Za pomocą kleszczy przedłuż nacięcie, aż utworzy się przestrzeń około dwóch milimetrów, aby pomieścić płatek zastawki aortalnej.Rozwiń płytką kieszeń podtorebkową, która jest nieco większa niż ulotka zastawki, podnosząc krawędź nacięcia za pomocą jednego zestawu kleszczy i przesuwając sondę pod torebką nerkową. Rozpocznij przeszczep pobranej zastawki aortalnej, podnosząc krawędź włóknistej torebki, przesuwając płatek aorty do kieszonki podtorebkowej za pomocą kleszczy. Nacięcie i torebkę nerkową można pozostawić otwarte.Delikatnie wepchnij nerkę z powrotem do jej anatomicznej pozycji, używając przeciwwciągnięcia przyłożonego do krawędzi nacięcia. Zamknij nacięcie brzuszne sterylnym szwem chirurgicznym i zamknij skórę zszywkami. Po operacji umieść szczura w czystej klatce na poduszce grzewczej z dostępem do jedzenia i wody.W razie potrzeby należy podawać buprenorfinę szczurowi biorcy co sześć do dwunastu godzin, aby złagodzić ból. Codziennie monitoruj zwierzę, aby ocenić rutynowe gojenie się ran i oznaki bólu lub niepokoju. I usuń zszywki po siedmiu do dziesięciu dniach od operacji.Reprezentatywny obraz przedstawia położenie ulotki zastawki aortalnej pod torebką nerkową w celu wykonania. Po trzech, siedmiu i dwudziestu ośmiu dniach u szczura-biorcy zlokalizowanie i odzyskanie przeszczepionej tkanki stało się łatwe. Płatki zastawki aortalnej zachowały swoją naturalną architekturę po przeszczepie heterotopowym u zwierząt syngenicznych.Pokazanie użyteczności tego modelu jako punktu odniesienia do porównania odpowiedzi immunologicznej w przeszczepach alergicznych. Histologia z barwieniem hematoksyliną i eozyną wykazała, że płatki zastawek w przeszczepach syngenicznych po siedmiu dniach były strukturalnie nienaruszone, bez oznak obrzęku. Integralność strukturalna płatka zastawki po przeszczepie została dodatkowo potwierdzona przez immunohistochemię dla aktyny mięśni gładkich i CD31.Płatki zastawki aortalnej są bardzo delikatne. Ważne jest, aby obchodzić się z nimi bardzo ostrożnie, nie uszkadzając zaworów. Przeszczep nerki podtorebkowej, zastawki serca upraszcza heterotopowy przeszczep zastawki serca.Umożliwi to naukowcom o ograniczonych możliwościach mikrochirurgicznych zbadanie immunobiologii przeszczepu zastawki serca.

a-simplified-model-for-heterotopic-heart-valve-transplantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Technika jest demonstrowana dla procedury mikrochirurgicznej do heterotopowego przeszczepu serca u myszy, w tym uproszczone metody pobierania dawców i zespolenia naczyń biorców.

Zmodyfikowana metoda heterotopowego przeszczepu serca myszy

Aby zrozumieć komórkowe i molekularne mechanizmy leżące u podstaw powstawania nowotworów i rozwoju zwężeń w zastawkach serca z inżynierii tkankowej, opracowano mysi model heterotopowego przeszczepu zastawki serca. Zastawkę płucną serca przeszczepiono biorcy przy użyciu techniki heterotopowego przeszczepiania serca.

Przeszczepienie zastawki płucnej z wykorzystaniem mysiego modelu heterotopowego przeszczepienia serca

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Opisujemy model heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, sugerując modyfikacje obecnych strategii, które prowadzą do uproszczonego podejścia chirurgicznego. Dodatkowo opisujemy nowatorski model odrzucania przeszczepu poprzez wstrzyknięcie do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, co pozwala na dalsze analizy immunologiczne przeszczepu u szczurów.

Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów

Pokazano nowatorską technikę rekonstrukcji obwodu krwi w heterotopowym modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej.

Rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

To badanie demonstruje powtarzalną technikę heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, którą początkujący mogą nauczyć się i wykonywać. Dodatkowo, nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów jest generowany poprzez wykonanie heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej i uszkodzenie zastawki aortalnej dawcy za pomocą prowadnika po pobraniu.

Zmodyfikowany heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej i nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Poznaj uproszczoną metodę heterotopowego przeszczepu zastawki aortalnej u szczurów pod torebkę nerkową. Technika umożliwia badanie alloreaktywności i immunobiologii przeszczepów zastawek serca.

Uproszczony model heterotopowego przeszczepu zastawki serca u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów