Name: Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 59 s
Description: Poznaj ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do badania mechanizmów odrzucania alloprzeszczepu. Technika anastomozy naczyń końcowo-końcowej zapobiega niedokrwieniu, a metoda tunelowa moczowodu redukuje wyciek moczu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81870304) dla Jun Li oraz przez Else Kröner-Fresenius-Stiftung (Nr. 2017_A28) dla Marcusa Groettrupa.

Na rynku uzyskano 8-10 tygodniowe samce szczurów F344 i Lewis (200 g do 250 g). Allogeniczny przeszczep lewej nerki przeprowadzono między samcami szczurów F344 i Lewis. Szczury F344 były używane jako dawcy i biorcy syngeniczni, a szczury Lewisa służyły jako biorcy allogeniczni. Wszystkie procedury obchodzenia się ze zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych opublikowanymi przez NIH, a wszystkie protokoły eksperymentalne na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Uniwersyteckiego Szpitala Onkologicznego w Chongqing. Wszystkie materiały używane podczas operacji, w tym narzędzia i roztwory chirurgiczne, są sterylne. Schemat protokołu jest pokazany w Rysunek 1.
1. Procedura dawcy
<ol>
	<li>Wywołać znieczulenie ogólne u szczura przez 5% inhalację izofluranu za pomocą komory indukcyjnej. Następnie należy wstrzyknąć podskórnie buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg mc., aby wykonać jednoczesną analgezję zapobiegawczą.</li>
	<li>Połóż szczura na plecach i utrzymuj znieczulenie za pomocą 2% inhalacji izofluranu, zakładając maskę na nos i usta. Nałóż lubrykant do oczu na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki. Powolna częstość i rytm oddechowy, zanik odruchu rogówkowego i brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi wskazują na skuteczność znieczulenia.</li>
	<li>Ogol włosy na brzuchu elektryczną maszynką do golenia i wysterylizuj skórę za pomocą 0,5% jodu i 70% alkoholu.</li>
	<li>Podskórnie wstrzyknąć 0,5% lidokainy wzdłuż linii środkowej od spojenia łonowego do wyrostka mieczykowatego w celu uzyskania miejscowych środków przeciwbólowych, a następnie naciąć brzuch i otworzyć nacięcie za pomocą retraktora.</li>
	<li>Wyjmij jelita z prawej strony nacięcia i owiń je zwilżoną gazą, aby zapobiec ich wysuszeniu. Następnie odsłoń lewą nerkę.</li>
	<li>Oddzielić tkankę tłuszczową od lewej nerki i moczowodu za pomocą wacików, a następnie oddzielić lewą tętnicę nerkową i żyłę za pomocą mikrokleszczyków pod mikroskopem operacyjnym o 20-krotnym powiększeniu. W razie potrzeby należy skoagulować krwawienie za pomocą elektrokoagulacji.</li>
	<li>Wykonać podwiązanie aorty około 5 mm powyżej lewej tętnicy nerkowej za pomocą nici monofilamentowej z poliamidu 4-0. Następnie przeciąć lewą żyłę nerkową dystalnie do połączenia lewej żyły rodalnej i żyły nadnerczy.</li>
	<li>Przepłukać nerkę lodowatym roztworem UW uzupełnionym heparyną (100 U/ml) za pomocą igły do skóry głowy o sile 24 G z aorty poniżej lewej tętnicy nerkowej, aż krew zblednie. Czas ciepłego niedokrwienia wynosi średnio 5 minut.</li>
	<li>Po przecięciu lewej tętnicy nerkowej około 2 mm w pobliżu aorty należy oddzielić nerkę i moczowód za pomocą mikrokleszczy (zachować obwodowe tkanki łączne, aby zapewnić dopływ krwi do moczowodu). Następnie należy przeciąć moczowód obok pęcherza moczowego i zachować lewą nerkę dawcy w lodowatym roztworze UW.</li>
	<li>Poświęć szczura dawcy z utratą krwi, przecinając aortę, a następnie umieszczając ją w pudełku CO2 , aby zapewnić śmierć.</li>
</ol>
2. Procedura odbiorcy
<ol>
	<li>Powtórz procedurę opisaną w krokach 1.1-1.5 dla szczura biorcy.</li>
	<li>Oddziel lewą nerkę i moczowód, a także lewą tętnicę nerkową i żyłę nerkową szczura biorcy za pomocą bawełnianych wacików i mikrokleszczy pod mikroskopem operacyjnym z 20-krotnym powiększeniem.</li>
	<li>Przyciąć lewą tętnicę nerkową i żyłę nerkową u nasady za pomocą nieinwazyjnych zacisków mikronaczyniowych. Podwiązać lewy moczowód około 2-3 cm poniżej nerki za pomocą 8-0 Zszyć monofilament poliamidowy i przeciąć go podczas podwiązania.</li>
	<li>Wyciąć natywną lewą nerkę biorcy, przecinając lewą tętnicę nerkową w odległości 2 mm od zacisku mikronaczyniowego i przecinając żyłę nerkową proksymalnie do połączenia lewej żyły płciowej i żyły nadnerczy. W razie potrzeby skoagulować żyłę nadnerczy za pomocą elektrokoagulacji.</li>
	<li>Wszczepić nerkę dawcy do lewego dołu nerkowego szczura biorcy i owinąć lodem wszczepioną nerkę dawcy. Zespolenie tętnicy nerkowej i żyły nerkowej dawcy z tętnicą nerkową i żyłą nerkową biorcy w sposób kompleksowy za pomocą nici monofilamentowych z poliamidu 10-0 pod mikroskopem operacyjnym z 45-krotnym powiększeniem, w następujący sposób.</li>
	<li>Zespolenie tętnicy nerkowej z przerwanymi szwami.
	<ol>
		<li>Szwy podtrzymujące należy umieścić odpowiednio w pozycjach zespolenia na godzinie 12 i 6. Zszyj w równej odległości jedną stronę zespolenia między dwoma szwami podciągowymi za pomocą 2-3 szwów za pomocą nici poliamidowej 10-0.</li>
		<li>Odwróć szwy sztywne i podobnie zszyj drugą stronę zespolenia między dwoma szwami sztywnymi za pomocą 2-3 szwów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zespolenie żyły nerkowej za pomocą szwów ciągłych.
	<ol>
		<li>Szwy rozstające należy umieścić odpowiednio w pozycjach zespolenia na godzinie 6 i 12. Zszyć jedną stronę zespolenia od pozycji godziny 12 za pomocą 4-5 szwów za pomocą szwów biegowych, a następnie przywiązać szew biegnący do szwu podciągowego w pozycji godziny 6 szwem monofilamentowym z poliamidu 10-0.</li>
		<li>Odwrócić szwy podciągowe i podobnie zszyć drugą stronę zespolenia od pozycji godziny 6, a na koniec przywiązać szew biegnący do szwu rozciągowego w pozycji godziny 12.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ponownie perfuzję nerki dawcy poprzez uwolnienie nieinwazyjnego zacisku mikronaczyniowego żyły nerkowej, a następnie zidentyfikuj miejsca krwawienia i wykonaj dodatkowe szwy.</li>
	<li>Zwolnij nieinwazyjny zacisk mikronaczyniowy tętnicy nerkowej, zidentyfikuj miejsca krwawienia i wykonaj dodatkowe szwy. Czas zimnego niedokrwienia wynosi średnio 45 minut.</li>
	<li>Zszyj koniec moczowodu dawcy szwem z monofilamentu poliamidowego 4-0 jako, aby przeciągnąć koniec przez "tunel" pęcherza biorcy pod mikroskopem operacyjnym o 20-krotnym powiększeniu. Następnie należy przeciąć koniec moczowodu dawcy ze szwem na zewnątrz pęcherza biorcy. Pozwól, aby moczowód dawcy skurczył się z powrotem do pęcherza biorcy.</li>
	<li>Zamocować moczowód dawcy z pęcherzem biorcy, zszywając przydankę moczowodu dawcy z warstwą mięśniową pęcherza biorcy na zewnątrz w czterech równoodległych pozycjach za pomocą 8-0 Szew monofilamentowy poliamidowy pod mikroskopem operacyjnym o powiększeniu 45x.</li>
	<li>Umieść jelita z powrotem w jamie brzusznej i zamknij nacięcie brzuszne ciągłymi szwami najpierw w warstwie mięśniowej, a następnie w warstwie skóry szwem z monofilamentu poliamidowego 4-0.</li>
	<li>Umieść szczura biorcę na poduszce grzewczej o temperaturze 37°C w suchej i czystej klatce. Poczekaj, aż szczur wyzdrowieje ze znieczulenia.</li>
	<li>Podskórnie wstrzykiwać buprenorfinę (0,05 mg/kg) szczurowi biorcy co 6 godzin przez 48 godzin w celu znieczulenia pooperacyjnego. Wstrzykiwać domięśniowo penicylinę (50 000 U/kg) szczurowi biorcy raz dziennie przez 3 dni w celu zapobiegania infekcji. Szczur biorca jest uśmiercany poprzez umieszczenie go w pudełku CO2 w celu obserwacji przewlekłego odrzucenia alloprzeszczepu nerki po 10 tygodniach od przeszczepu.</li>
</ol>

<ol><li>Cooper, J. E., Wiseman, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+immunosuppressive+agents+in+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation.</a> Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).</li>
<li>Colaneri, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+transplant+immunosuppression--history%2C+principles%2C+and+current+practices+in+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Nursing+Journal%22%5BJournal%5D)">An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation.</a> Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).</li>
<li>Colvin, R. B., Smith, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibody-mediated+organ-allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Immunology%22%5BJournal%5D)">Antibody-mediated organ-allograft rejection.</a> Nature Reviews Immunology. 5 (10), 807-817 (2005).</li>
<li>Joosten, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibody+response+against+perlecan+and+collagen+types+IV+and+VI+in+chronic+renal+allograft+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat.</a> American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).</li>
<li>Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibodies+against+mesangial+cells+in+a+rat+model+of+chronic+renal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology+Dialysis+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection.</a> Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).</li>
<li>Yamanaka, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depression+of+complement+regulatory+factors+in+rat+and+human+renal+grafts+is+associated+with+the+progress+of+acute+T-cell+mediated+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection.</a> PLoS One. 11 (2), 0148881(2016).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoproteasome+inhibition+prevents+chronic+antibody-mediated+allograft+rejection+in+renal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation.</a> Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoproteasome+inhibition+induces+plasma+cell+apoptosis+and+preserves+kidney+allografts+by+activating+the+unfolded+protein+response+and+suppressing+plasma+cell+survival+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors.</a> Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).</li>
<li>Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Kidney transplantation in the rat.</a> Nature. 194, 309-310 (1962).</li>
<li>Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+in+renal+research%3A+kidney+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrology%22%5BJournal%5D)">Methods in renal research: kidney transplantation in the rat.</a> Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).</li>
<li>Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+transplantation+in+rats+with+the+use+of+microsurgical+techniques%3A+a+new+method%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method.</a> Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).</li>
<li>Ahmadi, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+rat+kidney+transplantation%3A+A+novel+and+simplified+surgical+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403(2019).</li>
<li>Günther, E., Walter, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+major+histocompatibility+complex+of+the+rat+%28Rattus+norvegicus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Immunogenetics%22%5BJournal%5D)">The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus).</a> Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).</li>
<li>Loupy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Banff+2015+Kidney+Meeting+Report%3A+Current+challenges+in+rejection+classification+and+prospects+for+adopting+molecular+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology.</a> American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).</li>
<li>Fisher, B., Sun, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+surgical+techniques+in+research%2C+with+special+reference+to+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat.</a> Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).</li>
<li>Kamada, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+description+of+cuff+techniques+for+renal+transplantation+in+the+rat.+Use+in+studies+of+tolerance+induction+during+combined+liver+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting.</a> Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).</li>
<li>Grabner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+imaging+of+acute+allograft+rejection+after+rat+renal+transplantation+using+18F-FDG+PET%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240(2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Przeszczepienie nerki u szczurów jest wymagającą pracą wymagającą wysokiego poziomu technik mikrochirurgicznych, a techniki operacyjne zostały kilkakrotnie zoptymalizowane. Od samego początku Gonzalez i wsp. wszczepili nerkę dawcy w szyję biorcy i zespoleli moczowód dawcy ze skórą9. Jednak ze względu na dużą częstość występowania infekcji dróg moczowych i zwężenia moczowodu dawcy, operacja została w krótkim czasie przerwana. Następnie udało się poprawić działanie implantacji prawej nerki dawcy pop...

Przeszczep nerki stał się najskuteczniejszym podejściem terapeutycznym dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością czynności nerek. Jednak ostre odrzucenie za pośrednictwem limfocytów T i humoralne odrzucenie immunologiczne za pośrednictwem alloprzeciwciał powodują patologiczne uszkodzenie alloprzeszczepów nerek i ograniczają krótko- i długoterminowe przeżycie pacjentów po przeszczepie nerki1,2,3. Niestety, nadal brakuje skutecznych farmaceutyków, które zapobiegałyby odrzuceniu alloprzeszczepów nerkowych, ponieważ dokładne mechanizmy immunologicznego i patologicznego odrzucenia alloprzeszczepów nerkowych nie są jasne. W związku z tym badania przedkliniczne, które wyjaśniają mechanizmy immunologicznego i patologicznego odrzucania alloprzeszczepów nerkowych, przyczyniają się do znalezienia nowych celów i opracowania odpowiednich skutecznych farmaceutyków, aby zapobiec odrzuceniu alloprzeszczepów nerkowych i ostatecznie przedłużyć przeżycie pacjentów.
Wiele potencjalnych immunologicznych i patofizjologicznych mechanizmów odrzucenia alloprzeszczepu nerki zostało ostatnio zaproponowanych w badaniach na modelach szczurzych nad ortotopowym przeszczepem nerki4,5,6,7,8. Odkrycia te proponują kilka nowych celów i odpowiednich podejść interferujących jako obiecujące terapie hamujące odrzucenie przeszczepu nerkowego, takie jak czynniki regulatorowe dopełniacza i przeciwciała anty-CD596, immunoproteasom i inhibitory epoksyketonu7,8. Tak więc ortotopowe przeszczepienie nerki u szczurów jest idealnym modelem przedklinicznym do badania mechanizmów odrzucenia immunologicznego i patologicznego uszkodzenia alloprzeszczepów nerki po przeszczepie nerki.
Przeszczep nerki szczura stopniowo przeszedł od heterotopowej implantacji nerek dawcy9 do ortotopowej implantacji nerki przy użyciu zespolenia naczyń krwionośnych od końca do boku lub przy użyciu zespolenia moczowodu metodą mankietową10,11,12. W niniejszym badaniu opisano szczegółowe protokoły ortotopowego przeszczepiania nerki między szczurami z wykorzystaniem zespolenia end-to-end z tętnicą nerkową i żyłą nerkową biorcy oraz metody "tunelowej" zespolenia moczowod-pęcherz moczowy, która pozwala uniknąć niedokrwienia dolnej części ciała i zakrzepicy żyły głównej dolnej oraz zmniejsza pooperacyjny wyciek moczu i skręt moczowodu.

<table><tbody><tr><td>&nbsp; 10-0 Szew poliamidowy jednożyłkowy</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td>G0090781</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; 4-0 Szew poliamidowy z monofilamentu</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td>C1048451</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; 8-0 Szew poliamidowy jednożyłowy</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td></td><td></td>C2090880</tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Amerykańskie nauki biologiczne</td><td>352004</td><td></td></tr><tr><td>Elektrokoagulator</td><td>Elektrokoagulator</td><td>ZJ1099</td><td></td></tr><tr><td>F344 i szczury Lewisa</td><td>Centrum Zwierząt Doświadczalnych (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Chiny)</td> <td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Henan piaoan group Co., LTD</td><td>10210402</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD</td><td>DK0032</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>North China Pharmaceutical Co., LTD</td><td>2101131-2</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka iniekcyjna (1 ml i 10 ml)</td><td>Shandong weigao group medical polymer Co., LTD</td><td>20211001</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD Life Science Co., LTD</td><td>21070201</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina G Sód</td><td>Wuhan HongDe Yuexin pharmatech co., Ltd</td><td>69-57-8</td><td></td></tr><tr><td>Igła do skóry głowy (24 G)</td><td>Hongyu Medical Group</td><td>20183150210</td><td></td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Beyotime</td><td>FS600</td><td></td></tr><tr><td>Maszyna do znieczulania małych zwierząt</td><td>RWD Life Science</td><td>R500</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do chirurgii małych zwierząt</td><td>Beyotime</td><td>FS500</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu do wstrzykiwań</td><td>Southwest pharmaceutical Co., LTD</td><td></td><td></td>H50021610</tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Tiannuoxiang Scientific Instrument Co., Ltd, Pekin, Chiny</td><td>SZX-6745</td><td></td></tr><tr><td>Swab</td><td>Yubei Medical Materials Co., LTD</td><td>21080274</td><td></td></tr><tr><td>Tape</td><td>Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD</td><td>1911N68</td><td></td></tr><tr><td>Rozwiązanie UW</td><td>Bristol-Myers Squibb Company</td><td>17HB0002</td><td></td></tr></tbody></table>

ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Odrzucenie alloprzeszczepu nerki ogranicza długoterminowe przeżycie pacjentów po przeszczepie nerki. Ortotopowe przeszczepienie nerki u szczurów jest niezbędnym modelem do badania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki w badaniach przedklinicznych i może pomóc w opracowaniu nowych podejść mających na celu poprawę długoterminowego przeżycia alloprzeszczepów nerkowych. Implantacja nerki dawcy w ortotopowym przeszczepie nerki u szczurów jest zwykle wykonywana przez zespolenie z boku do aorty biorcy i żyły głównej dolnej. W tym modelu nerka dawcy została wszczepiona za pomocą zespolenia end-to-end do tętnicy nerkowej i żyły nerkowej biorcy. Moczowód dawcy został zespolony z pęcherzem moczowym biorcy metodą "tunelową" z boku. Model ten przyczynia się do lepszego gojenia zespolenia moczowód-pęcherz moczowy oraz zwiększa przeżywalność biorców poprzez unikanie zakłóceń w ukrwieniu i refluksu żylnego dolnej części ciała. Model ten może być wykorzystany do badania mechanizmów ostrego i przewlekłego immunologicznego i patologicznego odrzucania alloprzeszczepów nerkowych. W tym miejscu w badaniu opisano szczegółowe protokoły tego ortotopowego przeszczepu nerki między szczurami.

W tym ortotopowym modelu przeszczepu nerki u szczurów szczury biorcy poruszają się normalnie po operacji. Aby zaobserwować przewlekłe odrzucenie allograftu nerki, szczury biorcy są hodowane przez 10 tygodni po transplantacji, a całkowity wskaźnik przeżywalności szczurów biorców w tym punkcie czasowym wynosi około 90%. Głównymi przyczynami śmierci są krwawienia oraz wycieki moczu po operacji. Pozostałe główne powikłania obejmują krwawienia w trakcie operacji, zakrzepicę naczyń nerkowych oraz wodniaka nerki, których często...

Model ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów przyczynia się do zbadania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki. Obecny model zwiększa przeżywalność biorców bez zakłóceń w ukrwieniu i refluksu żylnego dolnej części ciała za pomocą zespolenia end-to-end implantacji nerki oraz metody "tunelowej" zespolenia moczowód-pęcherz moczowy.

Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...

Ortotopowe przeszczepienie nerki u szczurów jest ważnym modelem do badania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki w badaniach przedklinicznych i może pomóc w opracowaniu nowego podejścia do poprawy długoterminowego przeżycia alloprzeszczepów nerkowych. Zespolenie naczyń nerkowych typu end-to-end w tej operacji pozwala uniknąć niedokrwienia dolnej części ciała i zakrzepicy żyły głównej dolnej, natomiast zespolenie moczowodu w metodzie tunelowej end-to-side zmniejsza pooperacyjny wyciek moczu i skręt moczowodu. Metoda ta dostarcza informacji na temat mechanizmów odrzucenia układu immunologicznego i uszkodzenia alloprzeszczepów nerkowych po przeszczepieniu nerki.Zacznij od nacięcia brzucha za pomocą nożyczek chirurgicznych wzdłuż linii środkowej od spojenia łonowego do wyrostka mieczykowatego. Następnie rozciągnij nacięcie za pomocą retraktora. Wyjmij jelita z prawej strony nacięcia i owiń je zwilżoną gazą, aby zapobiec ich wysuszeniu.Następnie odsłoń lewą nerkę. Oddziel lewą tętnicę nerkową i żyłę za pomocą mikrokleszczy i wacików bawełnianych pod 20-krotnym powiększeniem. W razie potrzeby podwiązać i przeciąć żyłę nadnerczy i żyłę płciową.Oddziel moczowód za pomocą mikrokleszcz

a-rat-orthotopic-renal-transplantation-model-for-renal-allograft

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym filmie zaprezentowano model ortotopowego przeszczepu aorty jako prosty model do badania rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP) u szczurów. <br...

Ortotopowy przeszczep aorty: model szczurzy do badania rozwoju przewlekłej waskulopatii

W niniejszym przedstawiamy model przeszczepu nerki u szczura do nieinwazyjnej oceny ostrego odrzucenia allograftu przy użyciu pozytonowej tomografii emisyjnej z zastosowaniem 18F-fluorodeoksyglukozy.

Nieinwazyjne obrazowanie ostrego odrzucenia allograftu po przeszczepieniu nerki u szczura z wykorzystaniem 18F-FDG PET

Tutaj prezentujemy protokół do badania immunologii odrzucenia. Przedstawiony model chirurgiczny informuje o krótkim czasie operacji i zwięzłej technice. W zależności od kombinacji szczepu dawca-biorca, w przeszczepionej nerce może rozwinąć się ostre odrzucenie komórkowe lub przewlekłe uszkodzenie przeszczepu allogenicznego, zdefiniowane przez zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych.

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Celem tego manuskryptu i protokołu jest szczegółowe wyjaśnienie i demonstracja procedury chirurgicznej ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Metoda ta jest uproszczona w celu uzyskania prawidłowej perfuzji nerki dawcy i skrócenia czasu reperfuzji poprzez zastosowanie techniki zespolenia mankietu żylnego i moczowodowego.

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Opisujemy model heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, sugerując modyfikacje obecnych strategii, które prowadzą do uproszczonego podejścia chirurgicznego. Dodatkowo opisujemy nowatorski model odrzucania przeszczepu poprzez wstrzyknięcie do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, co pozwala na dalsze analizy immunologiczne przeszczepu u szczurów.

Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów

Opisany tutaj protokół heterotopowego pomocniczego przeszczepu wątroby u szczurów stanowi praktyczne narzędzie badawcze do badania mechanizmów odrzucania alloprzeszczepu wątrobowego. Model ten pomaga złagodzić przeszkody chirurgiczne i stres zwierząt związany z ortotopowym przeszczepem wątroby u szczurów.

Heterotopowy pomocniczy model przeszczepu szczura całej wątroby z wykorzystaniem hepaticoureterostomii do badań odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Protokół ten opisuje model przeszczepu jelita na szczurach z ileostomią w celu oceny w czasie interwencji lekowej w przypadku odrzucenia przeszczepu.

Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.

Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków wymaganych do przeprowadzenia przeszczepu nerki u myszy, zwracając szczególną uwagę na szczegóły zespolenia tętniczego.

Technika przeszczepu nerki u myszy

Poznaj ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do badania mechanizmów odrzucania alloprzeszczepu. Technika anastomozy naczyń końcowo-końcowej zapobiega niedokrwieniu, a metoda tunelowa moczowodu redukuje wyciek moczu.

Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

Przeglądaj więcej filmów