Name: Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-31T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 43 s
Description: Poznaj model osteotomii kości udowej u szczurów Wistar do badania gojenia złamań i oceny właściwości osteoanabolicznych leków. Metoda umożliwia analizę mechanizmów regeneracji kostnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Centralnej Radzie ds. Badań Homeopatycznych (CCRH), Ministerstwu AYUSH, Rządowi Indii, za finansowanie badań. Autorzy są wdzięczni za pomoc i wsparcie Central Animal Facility, AIIMS, New Delhi, za ich pomoc i wsparcie w eksperymentach na zwierzętach oraz CMET, AIIMS, New Delhi, za ich pomoc i wsparcie w fotografii i wideografii.

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone po uzyskaniu zgody etycznej od Instytucjonalnego Komitetu Etyki Zwierząt (IAEC), AIIMS, New Delhi, Indie (286/IAEC-1/2021).
1. Postępowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Trzymanie w pomieszczeniach trzymanych w pomieszczeniach męskich szczurów albinosów Wistar w wieku 6-8 tygodni, o wadze od 150 do 200 g każdy, w Centralnym Obiekcie dla Zwierząt (CAF) w oddzielnych oddzielnych klatkach. Gwarantuje to brak urazów w miejscu operacji/złamania, gdy wiele szczurów dzieli klatki.</li>
	<li>Utrzymuj szczury w temperaturze 23 °C ± 2 °C w środowisku o kontrolowanej wilgotności i wilgotności względnej 50% ± 5%, poddaj je 12-godzinnemu cyklowi ciemności/światła i zapewnij ad libitum dostęp do pożywienia (standardowa dieta półsyntetyczna): diety granulowanej (suchej) i wody. Skład standardowej diety półsyntetycznej jest następujący: prażona mąka bengalska (60%), mąka pszenna (22%), kazeina (4%), odtłuszczone mleko w proszku (5%), olej rafinowany (4%), mieszanka soli ze skrobią (4,8%) oraz mieszanka witamin choliny ze skrobią (0,2%).</li>
	<li>Aklimatyzuj szczury przez okres co najmniej 48 godzin przed zabiegiem.</li>
	<li>Zważ każdego szczura na wadze cyfrowej i zanotuj wagę.</li>
	<li>Wstrzyknięcia dootrzewnowe (IP) cefuroksymu (100 mg/kg masy ciała), tramadolu (25 mg/kg masy ciała) oraz kombinacji ketaminy (75 mg/kg masy ciała) z ksylazyną (10 mg/kg masy ciała) należy podać szczurom 15 minut przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec suchości oka.</li>
	<li>Usuń włosy z prawej kończyny dolnej, od okolicy bocznej aż do stawu kolanowego, stosując miejscowo krem do depilacji. 
	UWAGA: Krew (0,5 ml) można pobrać z żyły ogonowej każdego szczura w celu przeprowadzenia analizy wyjściowej różnych parametrów. Krew można pobierać ponownie co 2 tygodnie po zabiegu.</li>
</ol>
2. Zabieg chirurgiczny powodujący całkowite złamanie poprzeczne poprzez otwartą osteotomię
UWAGA: Użyj wyznaczonej sali operacyjnej ze stołem operacyjnym i optymalną temperaturą otoczenia (26 °C) do przeprowadzenia zabiegu.
<ol>
	<li>Umieść blok wosku (taca aluminiowa 30 cm x 30 cm x 4 cm zawierająca wosk do głębokości 2,5 cm) na stole operacyjnym i przykryj go sterylnymi serwetami. Blok woskowy zapobiega wszelkim zmianom pozycji zwierzęcia podczas operacji.</li>
	<li>Potwierdź początek znieczulenia (sprawdzając utratę szczypania palca u nogi). Umieść znieczulonego szczura na sterylnej serwecie w lewej pozycji bocznej. Poproś asystenta, aby przytrzymał prawą kończynę dolną (kolano i biodro) w wyprostu. Trzymaj sterylną twardą podporę (marmurowy blok) pod prawą nogą, aby podeprzeć kość udową. Oczyść miejsce operacji alkoholem i betadyną.</li>
	<li>Wstrzyknij znieczulenie miejscowe (0,25 ml 1% lignokainy) w miejsce nacięcia (boczna strona prawego uda), wytnij otwór w innym sterylnym serwowaniu i wystaw przez niego tylko prawą nogę szczura do operacji.</li>
	<li>Wykonaj 1 cm pionowe nacięcie skóry po bocznej stronie prawego uda i przedłuż je w razie potrzeby za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15.</li>
	<li>Odsłoń mięsień obszerny boczny, oddzielając powięź głęboką za pomocą nożyczek Metzenbauma. Rozłup obszerny boczny w linii z włóknami mięśniowymi za pomocą kleszczy tętniczych, aż do osiągnięcia trzonu kości udowej.</li>
	<li>Uwolnij kość od przyczepionych do niej mięśni za pomocą windy okostnej.</li>
	<li>Wstrzyknąć znieczulenie miejscowe (0,2 ml 1% lignokainy) w okostną i wokół okostnej, aby zapobiec odruchowi wazowagalnemu.</li>
	<li>Za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15 należy wykonać wgłębienie w środkowej jednej trzeciej trzonu kości udowej i złamać kość w środkowej jednej trzeciej trzonu (złamanie całkowite), umieszczając dłuto na wykonanym wgłębieniu (tak, aby dłuto się nie ślizgało) i delikatnie stukając w dłuto młotkiem. Użyj sterylnego twardego podparcia (bloku marmurowego), aby podeprzeć kość podczas jej łamania, aby zapewnić czyste złamanie. 
	UWAGA: Sterylne twarde podparcie zwykle nie powoduje znacznego uszkodzenia mięśni pod spodem.</li>
	<li>Wewnętrznie napraw złamanie za pomocą sterylnego drutu K (1,0 mm) przytrzymywanego za pomocą wiertarki zasilanej bateryjnie. Przełóż drut K do kanału szpikowego dystalnego fragmentu przez miejsce złamania. Następnie wywierć drut K przez dystalny koniec kości udowej za pomocą wiertarki zasilanej bateryjnie. 
	UWAGA: Przed użyciem zdezynfekuj powierzchnię wiertarki alkoholem. Zmień rękawice po zamocowaniu przewodu K.</li>
	<li>Po zmniejszeniu złamania należy przesunąć drut K od dystalnego końca do kanału bliższego fragmentu, aż uzyska zakup w okolicy krętarzowej. Odetnij dystalną część drutu K wystającą przez skórę za pomocą przecinaka do drutu.</li>
	<li>Zegnij końcówkę drutu K do około 90° za pomocą szczypiec i użyj bandaża z gazy nasączonego betadyną do opatrunku na szpilki. Drut K działa jak szyna śródszpikowa do utrzymywania złamania w obniżonej pozycji.</li>
	<li>Upewnij się, że pełna hemostaza jest pełna przed zamknięciem skóry za pomocą nylonowego szwu 3-0. Uciskaj obszar krwawienia za pomocą sterylnej gazy lub kleszczy tętniczych, aby zatrzymać krwawienie.</li>
	<li>Oczyść ranę betadyną i przykryj ją sterylną gazą i taśmą klejącą z mikroporami.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Szczury należy umieścić z powrotem w klatkach, umożliwić normalne poruszanie się i kontynuować podawanie standardowej diety półsyntetycznej, aż do ich poświęcenia, a także antybiotyków (cefuroksym do wstrzyknięcia 100 mg/kg) i leków przeciwbólowych (wstrzyknięcie tramadolu 25 mg/kg/dobę w dwóch dawkach podzielonych) dootrzewnowo przez 5 dni po zabiegu. 
	UWAGA: Szczury można podzielić na grupy leczone i kontrolne w celu przetestowania określonego leku. Jeśli lek jest rozpuszczalny w wodzie, można go podawać doustnie przez zgłębnik. Waga poszczególnych zwierząt może być odnotowana w celu obliczenia dawki leku, który ma być zastosowany. W celu zapewnienia jednorodności grup zwierząt można stosować kryteria włączenia i wyłączenia.</li>
	<li>Zwierzęta należy trzymać w indywidualnych klatkach w warunkach podobnych do okresu przedoperacyjnego. Codziennie sprawdzaj miejsce operowane, aby nie mieć oznak bólu pooperacyjnego, infekcji rany, zsuwania się szwów lub obrzęku brzucha lub dyskomfortu.</li>
	<li>Oceń gojenie się kości za pomocą zdjęcia rentgenowskiego miejsca złamania raz w tygodniu.</li>
</ol>
4. Procedura radiologiczna
<ol>
	<li>Przed prześwietleniem rentgenowskim znieczulij szczury dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy (50 mg/kg masy ciała) i ksylazyny (5 mg/kg masy ciała).</li>
	<li>Utrzymuj staw biodrowy szczura w pozycji zgiętej i odwodzonej, podczas gdy staw kolanowy jest utrzymywany w półzgięciu, aby wykonać zdjęcie rentgenowskie złamanej kończyny przy następujących ustawieniach ekspozycji: Ref. kVp ≈ 62; Ref. mAS = 6,4; i automatyczne ustawienia ekspozycji (Ref. mA=160). 
	UWAGA: Zdjęcia rentgenowskie wykonywano na początku badania (1 dzień po zabiegu), a następnie raz w tygodniu aż do uśmiercenia lub 5 tygodni.</li>
</ol>
5. Eutanazja zwierząt i odzyskiwanie kalusa
<ol>
	<li>Uśmierc szczury przez przedawkowanie dwutlenku węgla (podawaj 100% CO2 przy natężeniu przepływu 7-8 l/min przez 1 minutę, a następnie okres oczekiwania 4-5 minut), w dwóch wcześniej określonych punktach czasowych, w oparciu o radiologiczny wygląd miękkich i twardych modzeli, odpowiednio.</li>
	<li>Naciąć skórę równolegle do kości udowej i ostrożnie oddzielić leżące nad nią mięśnie, aby uniknąć uszkodzenia tkanki modzelowej.</li>
	<li>Złamij kość między stawem biodrowym a tkanką modzelową za pomocą młotka i dłuta. Podobnie złamanie kości między modzelem a stawem kolanowym. Usuń drut K i oczyść kawałek kości w soli fizjologicznej, aby usunąć skrzepy krwi i tkanki miękkie.</li>
	<li>Natychmiast przenieś kalus do oznakowanego pojemnika z 10% neutralną buforowaną formaliną (20 ml na próbkę) i przechowuj go przez 3 dni w temperaturze pokojowej (RT).</li>
</ol>
6. Odwapnienie tkanki kostnej i kalusa
<ol>
	<li>Weź tkankę kalusa z formaliny i trzymaj ją w temperaturze RT w 20% roztworze ETDA, pH 7, w celu odwapnienia tkanki kostnej.</li>
	<li>Zmieniaj świeży roztwór EDTA co 2 dni przez około 3 tygodnie i sprawdź, czy kość nie uległa odwapnieniu, kłując kość igłą bez naruszania tkanki kalusa. Optymalne odwapnienie oznacza utratę normalnego uczucia ziarnistości tkanki kostnej.</li>
	<li>Po całkowitym odwapnieniu należy przeciąć strzałkowy odcinek kalusa i przygotować bloki parafinowe tkanki kalusa. Wytnij odcinki tkanki kalusa o grubości 4 μm do badania histopatologicznego16 i dowolnej innej analizy porównawczej17.</li>
</ol>

<ol><li>Wang, T., Zhang, X., Bikle, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenic+differentiation+of+periosteal+cells+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Osteogenic differentiation of periosteal cells during fracture healing.</a> Journal of Cellular Physiology. 232 (5), 913-921 (2017).</li>
<li>Fakhry, M., Hamade, E., Badran, B., Buchet, R., Magne, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+of+mesenchymal+stem+cell+differentiation+towards+osteoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms of mesenchymal stem cell differentiation towards osteoblasts.</a> World Journal of Stem Cells. 5 (4), 136-148 (2013).</li>
<li>Bishop, J. A., Palanca, A. A., Bellino, M. J., Lowenberg, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+compromised+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22JAAOS+-+Journal+of+the+American+Academy+of+Orthopaedic+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Assessment of compromised fracture healing.</a> JAAOS - Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 20 (5), 273-282 (2012).</li>
<li>Fong, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predictors+of+nonunion+and+reoperation+in+patients+with+fractures+of+the+tibia%3A+an+observational+study%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskeletal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Predictors of nonunion and reoperation in patients with fractures of the tibia: an observational study.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 14 (1), 103(2013).</li>
<li>Ramoutar, D. N., Rodrigues, J., Quah, C., Boulton, C., Moran, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Judet+decortication+and+compression+plate+fixation+of+long+bone+nonunion%3A+Is+bone+graft+necessary%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Judet decortication and compression plate fixation of long bone nonunion: Is bone graft necessary.</a> Injury. 42 (12), 1430-1434 (2011).</li>
<li>Goulet, J. A., Senunas, L. E., DeSilva, G. L., Greenfield, M. L. V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autogenous+iliac+crest+bone+graft%3A+Complications+and+functional+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopaedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">Autogenous iliac crest bone graft: Complications and functional assessment.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 339, 76-81 (1997).</li>
<li>Stevenson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+review+and+economic+evaluation+of+alendronate%2C+etidronate%2C+risedronate%2C+raloxifene+and+teriparatide+for+the+prevention+and+treatment+of+postmenopausal+osteoporosis%5BTitle%5D)+AND+%22Health+Technology+Assessment%22%5BJournal%5D)">A systematic review and economic evaluation of alendronate, etidronate, risedronate, raloxifene and teriparatide for the prevention and treatment of postmenopausal osteoporosis.</a> Health Technology Assessment. 9 (22), 1(2005).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+in+bone+fracture+healing+research%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Molecular+Biology+Reports%22%5BJournal%5D)">Mouse models in bone fracture healing research.</a> Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).</li>
<li>Mills, L. A., Simpson, A. H. R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+models+of+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery.+British+Volume%22%5BJournal%5D)">In vivo models of bone repair.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. British Volume. 94 (7), 865-874 (2012).</li>
<li>Houdebine, L. -M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+Animal+Models+in+Biomedical+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Target+Discovery+and+Validation+Reviews+and+Protocols%3A+Volume+1%2C+Emerging+Strategies+for+Targets+and+Biomarker+Discovery%22%5BJournal%5D)">Transgenic Animal Models in Biomedical Research.</a> Target Discovery and Validation Reviews and Protocols: Volume 1, Emerging Strategies for Targets and Biomarker Discovery. Sioud, M. , Humana Press. Totowa, NJ. (2007).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+Standards%2C+tips+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: Standards, tips and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).</li>
<li>Klein, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+healing+process+in+open+osteotomy+model+and+open+fracture+model%3A+delayed+healing+of+osteotomies+after+intramedullary+screw+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Comparison of healing process in open osteotomy model and open fracture model: delayed healing of osteotomies after intramedullary screw fixation.</a> Journal of Orthopaedic Research. 33 (7), 971-978 (2015).</li>
<li>Kolios, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Do+estrogen+and+alendronate+improve+metaphyseal+fracture+healing+when+applied+as+osteoporosis+prophylaxis%5BTitle%5D)+AND+%22Calcified+Tissue+International%22%5BJournal%5D)">Do estrogen and alendronate improve metaphyseal fracture healing when applied as osteoporosis prophylaxis.</a> Calcified Tissue International. 86 (1), 23-32 (2010).</li>
<li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Trauma%22%5BJournal%5D)">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration.</a> Journal of Orthopaedic Trauma. 23, 5 Suppl 31-38 (2009).</li>
<li>Umiatin, U., Dilogo, I. H., Sari, P., Wijaya, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+analysis+of+bone+callus+in+delayed+union+model+fracture+healing+stimulated+with+pulsed+electromagnetic+fields+%28PEMF%29%5BTitle%5D)+AND+%22Scientifica%22%5BJournal%5D)">Histological analysis of bone callus in delayed union model fracture healing stimulated with pulsed electromagnetic fields (PEMF).</a> Scientifica. 2021, 4791172(2021).</li>
<li>Han, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+osteogenic+potential+of+human+bone+callus%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">The osteogenic potential of human bone callus.</a> Scientific Reports. 6, 36330(2016).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+to+study+fracture+healing+of+the+proximal+femur%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model to study fracture healing of the proximal femur.</a> Journal of Orthopaedic Research. 38 (10), 2131-2138 (2020).</li>
<li>Aurégan, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+of+femur+fracture+for+bone+and+mineral+research%3A+An+improved+description+of+expected+comminution%2C+quantity+of+soft+callus+and+incidence+of+complications%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+%26+Joint+Research%22%5BJournal%5D)">The rat model of femur fracture for bone and mineral research: An improved description of expected comminution, quantity of soft callus and incidence of complications.</a> Bone & Joint Research. 2 (8), 149-154 (2013).</li>
<li>Li, Z., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drill+hole+models+to+investigate+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Drill hole models to investigate bone repair.</a> Methods in Molecular Biology. 2221, 193-204 (2021).</li>
<li>Handool, K. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+a+closed+rat+tibial+fracture+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Orthopaedics%22%5BJournal%5D)">Optimization of a closed rat tibial fracture model.</a> Journal of Experimental Orthopaedics. 5 (1), 13(2018).</li>
<li>Kobata, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+bone+infection+after+open+fracture+using+a+chitosan+with+ciprofloxacin+implant+in+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Cirurgica+Brasileira%22%5BJournal%5D)">Prevention of bone infection after open fracture using a chitosan with ciprofloxacin implant in animal model.</a> Acta Cirurgica Brasileira. 35 (8), 202000803(2020).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie ma żadnych konfliktów interesów ani żadnych innych ujawnień finansowych.

Ta metoda w przejrzysty sposób opisuje szczegóły potrzebne do opracowania modelu osteotomii złamań u szczurów albinosów Wistar. Model ten można wykorzystać do oceny osteogennego wpływu obiecującego leku osteoanabolicznego na gojenie złamań, a także do zrozumienia zawiłości gojenia kości. Istotną cechą tej metody jest to, że jest prosta i nie wymaga zbyt wiele czasu ani wyrafinowanego sprzętu. W tej metodzie dorosłe samce szczurów albinosów Wistar zostały wybrane jako model gryzoni do eksperymentów. Jednolita płeć została...

Kość to gęsta tkanka łączna składająca się z komórek tworzących kości, osteoblastów i komórek resorpcyjnych kości, osteoklastów. Gojenie złamań to proces fizjologiczny, w wyniku którego następuje regeneracja ubytków kostnych poprzez skoordynowane działanie osteoblastów i osteoklastów1. Gdy dochodzi do złamania, aktywność osteoblastyczna i osteoklastyczna w miejscu złamania to tylko niektóre z ważnych czynników, które decydują o gojeniu się kości2. Kiedy gojenie się złamań odbiega od normalnego przebiegu, powoduje to opóźniony zrost, nieprawidłowy zrost lub brak zrostu. O złamaniu mówi się, że nie jest zrostem, gdy występuje niepowodzenie zrostu złamania przez 9 miesięcy, bez progresji naprawy w ciągu ostatnich 3 miesięcy3. Około 10%-15% wszystkich złamań doświadcza opóźnienia w naprawieniu, które może przejść do braku zrostu4. Wskaźnik braku zrostu dla wszystkich złamań wynosi 5%-10% i różni się w zależności od zajętej kości i miejsca złamania5.
Obecny schemat leczenia złamań bez zrostu obejmuje metody chirurgiczne i/lub medyczne. Obecnie opóźnione lub brak zrostu złamań można przezwyciężyć za pomocą strategii chirurgicznych, takich jak przeszczep kości. Jednak przeszczep kości ma swoje ograniczenia i komplikacje, takie jak dostępność przeszczepionej tkanki, ból w miejscu dawczym, zachorowalność i infekcje6. Leczenie obejmuje leki osteoanaboliczne, takie jak białko morfogenetyczne kości (BMP) i teryparatyd (analog parathormonu). Obecnie stosowane środki osteoanaboliczne mają potencjał do wspomagania naprawy złamań, ale mają ograniczenia, takie jak wygórowane koszty lub niepożądane skutki uboczne7. W związku z tym istnieje możliwość zidentyfikowania opłacalnych, niechirurgicznych alternatyw dla gojenia kości. Potencjał leczniczy leku do gojenia kości można początkowo określić za pomocą badań in vitro, ale do ostatecznego dowodu słuszności koncepcji potrzebne są badania in vivo. Lek, o którym wiadomo, że przyspiesza gojenie się kości, powinien być oceniany in vitro i, jeśli okaże się obiecujący, może być stosowany do badań in vivo na modelach zwierzęcych. Jeśli okaże się, że lek wspomaga tworzenie i przebudowę kości w modelu in vivo, może przejść do następnego etapu (tj. badań klinicznych).
Ocena gojenia się złamań u zwierząt jest logicznym krokiem naprzód w ocenie nowego środka wprowadzonego do leczenia kości przed poddaniem go próbom na ludziach. W badaniach in vivo na modelach zwierzęcych gojenia złamań, gryzonie stają się coraz bardziej popularnym modelem8. Modele gryzoni cieszą się coraz większym zainteresowaniem ze względu na niskie koszty operacyjne, ograniczone zapotrzebowanie na miejsce i krótszy czas potrzebny na gojenie się kości9. Ponadto gryzonie mają szerokie spektrum przeciwciał i docelowych genów, co pozwala na badania nad molekularnymi mechanizmami gojenia i regeneracji kości10. Spotkanie konsensusu kompleksowo podkreśliło różne modele gojenia kości u małych zwierząt i skupiło się na różnych parametrach wpływających na gojenie kości, a także położyło nacisk na kilka modeli złamań i implantów u małych zwierząt11.
Podstawowe modele pęknięć można podzielić na modele otwarte i zamknięte. Modele złamań zamkniętych wykorzystują trzy- lub czteropunktową siłę zginania działającą na kość i nie wymagają konwencjonalnego podejścia chirurgicznego. Prowadzą one do złamań skośnych lub spiralnych, przypominających złamania kości długich u ludzi, ale brak standaryzacji lokalizacji i wymiarów złamań może działać w nich jako czynnik zakłócający12. Otwarte modele złamań wymagają dostępu chirurgicznego w celu osteotomii kości, pomagają uzyskać bardziej spójny wzór złamania w miejscu złamania, ale wiążą się z opóźnionym gojeniem w porównaniu z modelami zamkniętymi13. Wybór kości wykorzystywanej do badania gojenia złamań pozostaje głównie kości piszczelowej i udowej ze względu na ich wymiary i dostępność. Wybór miejsca złamania to zwykle trzon lub przysada. Obszar przynasadowy jest specjalnie wybierany w przypadkach, gdy gojenie złamań jest badane u osób z osteoporozą, ponieważ osteoporoza ma większy wpływ na przynasadę14. Do stabilizacji złamania można użyć kilku implantów, takich jak szpilki śródszpikowe i stabilizatory zewnętrzne11,15.
Celem tego badania było opracowanie prostego i łatwego do naśladowania modelu gryzoni, który mógłby pomóc badaczom nie tylko zrozumieć rozwój modzeli po złamaniu kości udowej, ale także mógłby pomóc w ustaleniu, czy potencjalny lek ma właściwości gojące kości, poprzez zrozumienie mechanizmu, za pomocą którego działa.

<table><tbody><tr><td>Alkohol</td><td>Raman & Weil Pvt. Ltd, Bombaj, Maharasztra, Indie</td><td>MFG/MD/2019/000189</td><td>Sterillium płyn do dezynfekcji</td></tr><tr><td>rąk Kleszcze tętnicze&nbsp;</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>G.105.05S</td><td>5", prosta</td></tr><tr><td>rękojeść Bard-Parker&nbsp;</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>G.103.03</td><td>Rozmiar numer 3</td></tr><tr><td>Roztwór Betadine</td><td>Win-medicare New Delhi, Indie</td><td>UP14250000001</td><td>10% w/v roztwór jodu Powidon</td></tr><tr><td>Retraktor skóry Cat paw&nbsp;</td><td>Mgławica chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>908.S Małe</td><td></td></tr><tr>laboratoria badawcze<td>EDTA</td><td>Sisco Pvt. Ltd, Maharashtra, Indie</td><td>43272</td><td>Sól disodowa</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Sigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Bombaj, Maharasztra, Indie</td><td>115935</td><td>Do przygotowania roztworu barwiący&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleszcze (zwykłe)</td><td>Nebula chirurgiczne, Gujarat, Indie</td><td>115.06</td><td>6", gładkie</td></tr><tr><td>Kleszcze (zębate)</td><td>Nebula chirurgiczne, Gujarat, Indie</td><td>117.06</td><td>6", ząbkowane</td></tr><tr><td>Formaldehyd</td><td>Sisco research laboratories Pvt. Ltd, Maharashtra, Indie</td><td>84439</td><td>Do przygotowania neutralnej buforowanej formaliny&nbsp;</td></tr><tr><td>Haematoxylin</td><td>Sigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Bombaj, Maharasztra, Indie</td><td>104302</td><td>Do przygotowania roztworu barwiącego&nbsp;</td></tr><tr><td>Hammer</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>401.M</td><td></td></tr><tr><td>Iniekcja cefuroksymu</td><td>Akumentis Healthcare Ltd, Thane, Maharashtra, Indie</td><td>48/UA/SC/P-2013</td><td>Cefuroksym sodowy IP, 1,5 g/fiolkę&nbsp;</td></tr><tr><td>Ketamina</td> do <td>wstrzykiwań Baxter Pharmaceuticals India Private Limited, Gujarat, Indie</td><td>G/28-B/6</td><td>Chlorowodorek ketaminy IP, 50 mg/ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Iniekcja Xylazine</td><td>Indian Immunologicals Limited, Hyderabad, Telangana, Indie</td><td>28/RR/AP/2009/F/G</td><td>Chlorowodorek ksylazyny USP, 20 mg/ml</td></tr><tr><td>Iniekcja Lignocaine</td><td>Jackson laboratories Pvt Limited, Pendżab, Indie&nbsp;</td><td>1308-B</td><td>2% Chlorowodorek lignokainy IP, 21,3 mg/ml</td></tr><tr><td>Tramadol do wstrzykiwań&nbsp;</td><td>Intas Pharmaceuticals Limited, Ahmedabad, Gujarat, Indie</td><td>MB/07/500</td><td>Chlorowodorek tramadolu IP, 50 mg/ml</td></tr><tr><td>K-wire&nbsp;</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>166 (1mm)</td> <td>12", dwustronne</td></tr><tr><td>Wiertło mechaniczne do wkładania drutu K&</td><td>lrm; Bosch, Niemcy&nbsp;</td><td>06019F70K4</td><td>GSR 120-LI Profesjonalne</td></tr><tr><td>nożyczki do cięcia Metzenbaum&nbsp;</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>G.121.06S 6</td><td>", prosty</td></tr><tr><td>uchwyt na igłę</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>G.108.06</td><td>6", prosta</td></tr><tr><td>Maść okulistyczna&nbsp;</td><td>GlaxoSmithKline Pharmaceutical Limited, Bengaluru, Karnataka, Indie</td><td>KTK/28a/467/2001</td><td>Neomycyna, siarczan polimixyny B i bakytracyna cynkowa maść okulistyczna USP</td></tr><tr><td>Osteotom (dłuto)</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>1001.S.10</td><td>10 mm, prosta</td></tr><tr><td>Podnośnik okostnej&nbsp;</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>918.10.S</td><td>10 mm, prosta</td></tr><tr><td>Szczypce do obcinaka do drutu</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>604.65</td><td></td></tr><tr><td>Reynold' s nożyczki</td><td>Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie</td><td>G.110.06S</td><td>6", prosta</td></tr><tr><td>Standardowa dieta półsyntetyczna&nbsp;</td><td>Ashirvad Industries, Chandigarh, Indie</td><td>Brak dostępnego numeru katalogowego</td><td>Szczegółowy skład podany w użytych materiałach</td></tr><tr><td>Stalowy kubek do przechowywania betadyny do aplikacji</td><td>Zakup lokalny</td><td>Brak dostępnego</td><td></td>numeru katalogowego</tr><tr><td>Stalowa taca z pokrywką do narzędzi do autoklawowania</td><td>Zakup lokalny</td><td>Brak dostępnego</td><td></td>numeru katalogowego</tr><tr><td>Sterylna gaza</td><td>Ideal Healthcare Industries, Delhi, Indie i nbsp;</td><td>E(0047)/14/MNB/7951</td><td>Sterylny, 5cmx5cm, 12-warstwowy</td></tr><tr><td>Sterylny blok marmurowy do podparcia</td><td>Zakup lokalny</td><td>Brak dostępnego numeru katalogowego</td><td>Produkowane lokalnie; Autoklawowalne</td></tr><tr><td>Strzykawka i igła (1 ml)&nbsp;</td><td>Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, Indie</td><td>REF 303060</td><td>1 ml sterylna strzykawka z igłą 26 G x 1/2 (0,45 mm x 13 mm)</td></tr><tr><td>Strzykawka i igła (2 ml)&nbsp;</td><td>Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, Indie</td><td>REF 307749</td><td>2 ml sterylna strzykawka z igłą 24 G x 1'' (0,55 mm x 25 mm)</td></tr><tr><td>Strzykawka i igła (10 ml)&nbsp;</td><td>Hindustan Strzykawki & Medical Devices Ltd. Faridabad, Indie&nbsp;</td><td>334-B(H)</td><td>10 ml sterylna strzykawka z igłą 21 G x1,5" (0,80 mm x 38 mm)</td></tr><tr><td>Ostrza chirurgiczne (rozmiar nr 15)</td><td>Paramount Surgimed Ltd, New Delhi, Indie dla Medline Industries Inc, IL, USA</td><td>REF</td> MDS15115E <td>Sterylne, jednorazowe</td></tr><tr><td>ostrza chirurgiczne (rozmiar nr 24)</td><td>Paramount Surgimed Ltd, Nowe Delhi, Indie dla Medline Industries Inc, IL, USA</td><td>REF</td> MDS15124E <td>Sterylne, Szwy jednorazowe</td></tr><tr><td></td><td>Healthium Medtech Pvt Ltd, Bangalore, Karnataka, Indie</td><td>SN 3318</td><td>4-0, 16 mm, igła do cięcia koła 3/8, szew poliamidowy z monofilamentu&nbsp;</td></tr><tr><td>Blok wosku w aluminiowej tacce&nbsp;</td><td>Lokalnie produkowane</td><td>Brak dostępnego numeru katalogowego</td><td>30 cm x 30 cm x 4 cm aluminiowa taca zawierająca wosk (zapobiegający ślizganiu się zwierzęcia)</td></tr> <tr><td>Aparat rentgenowski</td><td>Philips India Ltd, Gurugram, Haryana</td><td>SN19861013</td><td>Model: Philips Digital Diagnost R 4.2&nbsp;</td></tr></tbody></table>

protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów wistar

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Gojenie złamań to proces fizjologiczny skutkujący regeneracją ubytków kostnych poprzez skoordynowane działanie osteoblastów i osteoklastów. Leki osteoanaboliczne mają potencjał, aby zwiększyć naprawę złamań, ale mają ograniczenia, takie jak wysokie koszty lub niepożądane skutki uboczne. Potencjał leczniczy leku do gojenia kości można początkowo określić za pomocą badań in vitro, ale do ostatecznego dowodu słuszności koncepcji potrzebne są badania in vivo. Naszym celem było opracowanie modelu gryzonia do osteotomii kości udowej, który mógłby pomóc naukowcom zrozumieć rozwój tworzenia się kalusa po złamaniu trzonu kości udowej i który mógłby pomóc w ustaleniu, czy potencjalny lek ma właściwości gojące kości. Dorosłe samce szczurów albinosów rasy Wistar zostały wykorzystane po uzyskaniu zgody Instytucjonalnej Komisji Etyki Zwierząt. Gryzonie znieczulono, a w warunkach aseptycznych za pomocą osteotomii otwartej powstały całkowite złamania poprzeczne w środkowej jednej trzeciej trzonów kości udowych. Złamania zostały zredukowane i wewnętrznie unieruchomione za pomocą śródszpikowych drutów K, a wtórne gojenie złamań umożliwiło ponowne gojenie się złamań. Po zabiegu podawano dootrzewnowe leki przeciwbólowe i antybiotyki przez 5 dni. Sekwencyjne cotygodniowe zdjęcia rentgenowskie oceniały tworzenie się kalusa. Szczury uśmiercono w oparciu o radiologicznie wcześniej określone punkty czasowe, a rozwój kalusa złamania analizowano radiologicznie i przy użyciu immunohistochemii.

Niniejsze badanie zostało przeprowadzone w celu opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów szczepu Wistar. Model ten może być wykorzystany do oceny gojenia kości, a także osteogennego działania obiecującego leku osteoanabolicznego w procesie gojenia kości. Przestrzegano standardowych środków ostrożności i protokołów chirurgicznych. Do zabiegu wykorzystano sterylne fartuchy, obłożenia i sprzęt chirurgiczny (Rycina 1). Sprzęt (Tabela 1) został wysterylizow...

Tutaj prezentujemy protokół jatrogennego złamania trzonu kości udowej szczurów albinosów Wistar i śledzenia rozwoju modzela. Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom ocenić proces gojenia się złamań i zbadać, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań.

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...

Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom w badaniu procesu gojenia się złamań i ocenie, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań. Jest to prosty i łatwy do naśladowania model gryzoni, który może pomóc naukowcom określić, czy lek ma właściwości gojące kości i zrozumieć jego mechanizm działania. Mimo że koncentruje się głównie na obserwacji i analizie gojenia się złamań, może również dać wgląd w patogenezę choroby.Metoda ta może ukierunkować przyszłe badania nad gojeniem kości w zdrowiu i chorobie. Może być stosowany do oceny wpływu potencjalnych leków osteoanabolicznych. Wywołanie prawidłowej linii złamania i zespolenie złamania za pomocą drutu K jest trudne.Kilka sesji treningowych powinno pomóc. Prostota i powtarzalność tej metody są widoczne w jej wizualnej demonstracji: Pawan Pagaku, młodszy rezydent z mojego laboratorium, pomoże zademonstrować procedurę. Na początek umieść blok wosku zawierający wosk na głębokość do 2,5 centymetra na stole operacyjnym i przykryj go sterylnymi serwetami.Po wykonaniu jednocentymetrowego pionowego nacięcia skóry po bocznej stronie prawego uda, należy odsłonić mięsień obszerny boczny, oddzielając powięź głęboką za pomocą nożyczek Metzenbauma. Rozłup obszerny boczny w linii z włóknami mięśniowymi, aż do osiągnięcia trzonu kości udowej. Następnie użyj windy okostnej, aby uwolnić kość z przyczepionych do niej mięśni.Po wstrzyknięciu znieczulenia miejscowego w okostną i wokół niej, należy wykonać wgłębienie w środkowej jednej trzeciej trzonu kości udowej za pomocą ostrza chirurgicznego numer 15. Umieść dłuto na wgłębieniu i delikatnie postukaj w dłuto młotkiem, aby całkowicie złamać kość w środkowej jednej trzeciej trzonu. Wewnętrznie napraw złamanie za pomocą jednomilimetrowego sterylnego drutu K trzymanego za pomocą wiertarki zasilanej bateryjnie.Przełóż drut K do kanału szpikowego dystalnego fragmentu przez miejsce złamania. Następnie wywierć drut K przez dystalny koniec kości udowej. Po zmniejszeniu złamania należy przesunąć drut K od dystalnego końca do kanału bliższego fragmentu, aż uzyska zakup w okolicy krętarzowej.Odetnij dystalną część drutu K wystającą przez skórę za pomocą przecinaka do drutu. Zegnij końcówkę drutu K pod kątem około 90 stopni za pomocą szczypiec i użyj bandaża z gazy nasączonego Betadine do opatrunku w miejscu szpilki. Drut K działa jak szyna śródszpikowa do utrzymywania złamania w obniżonej pozycji.Uciskaj obszar krwawienia za pomocą sterylnej gazy lub kleszczy tętniczych, aby zatrzymać krwawienie. Upewnij się, że pełna hemostaza jest pełna przed zamknięciem skóry za pomocą nylonowego szwu 4-0. Oczyść ranę za pomocą Betadine i przykryj ją sterylną gazą i taśmą klejącą z mikroporami.W celu opieki pooperacyjnej szczury należy umieścić w klatkach i kontynuować podawanie standardowej diety półsyntetycznej, a także antybiotyków i leków przeciwbólowych dootrzewnowo przez pięć dni po zabiegu. Na koniec oceń gojenie się kości za pomocą zdjęcia rentgenowskiego miejsca złamania raz w tygodniu. Zdjęcia rentgenowskie kości udowej szczura za pomocą K-wire NC2 przed wywołaniem złamania i jeden dzień po operacji są pokazane tutaj.Gojenie się złamań jest monitorowane radiologicznie poprzez wykonywanie sekwencyjnych cotygodniowych zdjęć rentgenowskich operowanego miejsca w celu oceny tworzenia się modzeli. Złamanie pozostaje zredukowane i unieruchomione za pomocą śródszpikowego drutu K. Po złożeniu w ofierze w określonym czasie, kość udowa była starannie konserwowana w formalinie, a następnie odwapniała kość.Kość z modzelem uzyskano po optymalnym odwapnieniu. Nienaruszony kalus i strzałkowy przekrój kalusa są pokazane tutaj. Kalus jest okresowo oceniany, aby zapewnić optymalne odwapnienie przed oceną przy użyciu innych technik.Pokazano tutaj obrazy w małym i dużym powiększeniu wycinka miejsca złamania barwionego hematoksyną i eozyną. Na wybarwionych odcinkach miejsca złamania widoczny jest twardy kalus z powstaniem chrząstki i nowej kości. Można tu zobaczyć złamany koniec kości i drugi obszar korowy.Okostna jest najbardziej wrażliwą na ból częścią rany i konieczne jest naciekanie okostnej w miejscu złamania środkiem znieczulającym miejscowo przed osteotomią. Następnie można przeprowadzić analizę immunohistochemiczną i radiologiczną zrogowaciałego, mikro-CT do histomorfometrii ilościowej, analizę wytrzymałości biomechanicznej kalusa surowicy. Technika ta jest przydatna do określenia potencjału osteogennego, mechanizmu działania i analizy porównawczej obiecujących leków osteoanabolicznych.

protocol-for-developing-a-femur-osteotomy-model-in-wistar-albino-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Jednym z ograniczeń badań przedklinicznych w dziedzinie naprawy kości jest brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie gojącej się zmiany kostnej. Przedstawiamy projekt i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego do naprawy kości z możliwością zmiany sztywności stabilizatora in vivo.

Regulowana sztywność, stabilizator zewnętrzny do osteotomii kości udowej szczura i modele segmentalnych ubytków kostnych

Celem tego protokołu jest wygenerowanie modelu złamania kompresyjnego kręgów związanego z osteoporozą u nagich szczurów, który może być oceniany in vivo za pomocą półautomatycznej ilościowej analizy strukturalnej opartej na mikrotomografii komputerowej.

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą

To badanie opisuje powtarzalny i szczegółowy protokół wykorzystujący nowo opracowany zewnętrzny stabilizator do osteogenezy dywersyjnej (DO) w modelu szczura kości udowej, który pozwala na fizjologiczne obciążanie zwierzęcia po usunięciu zewnętrznego stabilizatora.

Skuteczny i powtarzalny protokół osteogenezy dyfuzyjnej w modelu szczurzym prowadzący do funkcjonalnej regeneracji kości udowej

Modele in vivo krytycznych wymiarów kości u ssaków są niezbędne dla badaczy badających mechanizmy leczenia i terapie ortopedyczne. W tym miejscu wprowadzamy protokół tworzenia powtarzalnych, segmentowych ubytków kości udowej u szczurów stabilizowanych za pomocą stabilizacji zewnętrznej.

Wiarygodny i powtarzalny model segmentalnej wady kości udowej o krytycznej wielkości u szczurów stabilizowany za pomocą niestandardowego stabilizatora zewnętrznego

Ten protokół ustanawia model pełnogrubych wad chrząstki (FTCD) poprzez wiercenie otworów w rowku bloczkowym kości udowej szczurów i mierzenie późniejszego zachowania bólowego i zmian histopatologicznych.

Opracowanie i ocena szczurzego modelu ubytków chrząstki pełnej grubości

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia defektu w tkance trzonu kości udowej szczura. Model ten może oceniać wydajność biomateriału pod wpływem stresu biomechanicznego i badać mechanizmy regeneracji kości związane z osteogenezą błoniastą.

Tworzenie modelu ubytku ubytku ubytku w kości korowej kości udowej szczura

Umieszczenie implantów w modelu szczurzym jest niezbędną procedurą eksperymentalną dla badań klinicznych. W badaniu przedstawiono kompleksowy protokół chirurgiczny do wszczepiania implantów tytanowych do kości piszczelowej modeli szczurzych z cukrzycą i osteoporozą.

Technika chirurgicznej implantacji kości w modelach cukrzycy i osteoporozy kości piszczelowej szczura

Protokół pokazuje budowanie prostego i opłacalnego modelu treningu szczurów z obciążeniem dla indukowanej steroidami martwicy kości głowy kości udowej za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej.

Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów

Ten obecny protokół przedstawia procedurę tworzenia szczurzego modelu osteosarkopenii za pomocą owariektomii.

Stworzenie szczurzego modelu osteosarkopenii poprzez owariektomię

Badanie to ustanowiło model defektu półsegmentalnego szczura kości udowej do oceny mechanicznej i osteogenicznej wydajności materiałów zastępczych kości w warunkach nośnych, bez użycia wewnętrznego lub zewnętrznego fiksacji.

Model defektu kości dwułopowatej półsegmentalnej u szczurów do oceny wydajności substytucji kości w obszarach nośnych

Badanie innowacyjne łączy szwy i igły tytanowe do stabilnej wewnętrznej fiksacji w modelu złamania promieniowego szczura. Gojenje złamań oceniono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT), a neurony pierwotnego zwoja korzenia grzbietowego (DRG) zostały wyizolowane i hodowane do dalszych badań.

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

Poznaj model osteotomii kości udowej u szczurów Wistar do badania gojenia złamań i oceny właściwości osteoanabolicznych leków. Metoda umożliwia analizę mechanizmów regeneracji kostnej.

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

Przeglądaj więcej filmów