Name: Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: Poznaj metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis do biologicznej kontroli inwazyjnej Drosophila suzukii. Protokoły obejmują przygotowanie diety, warunki środowiskowe oraz skalowanie produkcji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Lukasowi Seehausenowi i Marcowi Kenisowi (CABI, Szwajcaria) za uprzejme dostarczenie G1 G. brasiliensis. Finansowanie we Włoszech zostało zapewnione przez Provincia Autonoma di Trento, Trydent, Włochy, a w USA przez Narodowy Instytut Żywności i Rolnictwa, nagrodę USDA Specialty Crops Research Initiative (#2020-5118-32140), Służbę Inspekcji Zdrowia Zwierząt i Roślin USDA (Farm Bill, fundusz 14-8130-0463) oraz fundusze podstawowe USDA ARS CRIS (projekt 8010-22000-033-00D). USDA jest dostawcą i pracodawcą równych szans i nie popiera produktów wymienionych w tej publikacji.

1. Metody hodowli laboratoryjnej G3 Ganaspis brasiliensis na małą skalę
<ol>
	<li>Przygotuj dietę gospodarza.
	<ol>
		<li>Dodaj 600 ml wody destylowanej do szklanego pojemnika o pojemności 1,500 ml i podgrzej wodę na gorącej płycie.</li>
		<li>Dodaj 88,6 g dostępnej w handlu suchej diety (składającej się z agaru, drożdży piwnych, mączki kukurydzianej, metyloparabenu i sacharozy) lub przygotuj dietę, korzystając ze wzoru opublikowanego przez Dalton et al.28 (patrz krok 2.1.2).</li>
		<li>Dodaj 300 ml wody destylowanej do suchej diety i dokładnie wymieszaj mieszankę dietetyczną.</li>
		<li>Dodaj mieszaninę do wrzącej wody.</li>
		<li>Pozwól płynnej diecie na gorącej płycie gotować się przez 10 minut, okresowo mieszając mieszaninę, aby zapobiec jej przypaleniu.</li>
		<li>Pozostaw dietę do ostygnięcia w temperaturze pokojowej przez 30 minut, mieszając ją od czasu do czasu, aby równomiernie rozprowadzić wydzielanie ciepła i zapobiec zestaleniu się diety na powierzchni.</li>
		<li>Odmierz 6,7 ml 95% EtOH w jednym pojemniku i 3,5 ml 1 M roztworu kwasu propionowego w innym pojemniku.</li>
		<li>Gdy dieta ostygnie, dodaj EtOH, a następnie roztwór kwasu propionowego, dokładnie mieszając po każdym dodaniu.</li>
		<li>Przygotuj jagody (zakupione na lokalnym targu), płucząc je w zimnej wodzie, następnie w roztworze wybielacza z podchlorynem sodu (rozcieńczonym do 5%) i ponownie w zimnej wodzie.</li>
		<li>Osusz owoce ręcznikiem papierowym i ręcznie rozgnieć je, aż skórka każdego owocu zostanie złamana, a soki i miąższ owocu zostaną odsłonięte.</li>
		<li>Dodaj 25-30 g puree z jagód do każdej kolby o pojemności 250 ml. Postukaj w boki kolby, aby upewnić się, że wewnętrzne dno kolby jest pokryte równą warstwą tłuczonych jagód.</li>
		<li>Wlej przygotowaną dietę do każdej kolby tak, aby przykryła tylko wierzch puree z jagód.</li>
		<li>Dodaj piankowe korki do szyjek kolb i pozwól diecie zestalić się w temperaturze pokojowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
		<li>Gdy dieta zastygnie, należy ją natychmiast zużyć lub przechowywać w temperaturze 5°C do 3 tygodni.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tylny żywiciel Drosophila suzukii.
	<ol>
		<li>Wyjmij przechowywaną dietę z lodówki i pozwól jej zrównoważyć się do temperatury pokojowej otoczenia lub użyj świeżo przygotowanej diety.</li>
		<li>Wytnij kawałek chłonnego ręcznika papierowego (np. 5 cm x 20 cm) i przekręć go na środku. Umieść skręconą środkową część ręcznika papierowego w kolbie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
		<li>Zwilż ręcznik papierowy i powierzchnię diety wodą destylowaną, aby zatrzymać wilgoć.</li>
		<li>Przenieść dojrzałe płciowo dorosłe muchy z obecnych kolb na muchy kolonijne do nowej kolby dietetycznej, ostrożnie usuwając korek ze starej kolby i szybko odwracając kolbę i wyrównując otwór starej kolby z nową kolbą.</li>
		<li>Delikatnie postukać w bok starej kolby, aby skłonić muchy do wpadnięcia do nowej kolby. Upewnij się, że w nowej kolbie znajduje się ~25-30 par D. suzukii. Gdy w nowej kolbie znajdzie się wystarczająca ilość much, szybko odwróć starą kolbę do góry nogami i załóż korki na obie kolby.</li>
		<li>Powtarzaj przenoszenie much, aż w starych kolbach nie pozostaną żadne muchy. W razie potrzeby połącz lub zbierz muchy z więcej niż jednej starej kolby do nowej kolby, aby upewnić się, że jest wystarczająco dużo much (20-30 par) w kolbie.</li>
		<li>Nowe kolby należy przechowywać po tygodniu ekspozycji na dorosłe muchy w odpowiednich warunkach (21 °C, 16 L: 8 D fotoperiod, 60%-80% wilgotności względnej [RH%]) w komorze środowiskowej przez 3 tygodnie w celu pojawienia się much.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wystaw larwy żywiciela na parazytoidy.
	<ol>
		<li>Pobrać kolbę (patrz krok 1.2.7) zawierającą jaja i larwy much po wyjęciu z kolby wszelkich dorosłych much i skręconego ręcznika papierowego.</li>
		<li>Złóż kawałek chłonnego ręcznika papierowego na pół i włóż go do kolby jako podłoże do przepoczwarzania dla pasożytniczych larw.</li>
		<li>Odessać sześć par żeńskich i męskich G3 G. brasiliensis do każdej kolby (<silna klasa="xfig">Ryc. 1). Nałóż cienką warstwę miodu na dno korka piankowego.</li>
		<li>Pozostawić parazytoidy w kolbie na 5 dni.</li>
		<li>Po 5-dniowej ekspozycji należy usunąć parazytoidy i przechowywać kolby w warunkach opisanych powyżej w komorze środowiskowej przez 35 dni, aż do spodziewanego pojawienia się osy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zbieraj i przechowuj dorosłe parazytoidy.
	<ol>
		<li>W drugim i trzecim tygodniu inkubacji należy co tydzień sprawdzać kolby pod kątem wczesnego pojawienia się żywiciela i usunąć dorosłe muchy.</li>
		<li>Gdy dorosłe parazytoidy zaczną się pojawiać, odsysaj je trzy razy w tygodniu i trzymaj w fiolkach z suszykami (np. 2,5 cm x 9,5 cm) (<silna klasa="xfig">Ryc. 1).</li>
		<li>Na dnie fiolki umieścić mały kawałek ręcznika papierowego zwilżonego, ale nie nasyconego, wodą destylowaną.</li>
		<li>Dodaj ~60 parazytoidów do każdej fiolki i oznacz fiolkę datami pojawienia się. Dwa razy w tygodniu posmaruj cienką warstwę miodu na dnie korka piankowego. Fiolki z dorosłymi parazytoidami należy przechowywać w warunkach opisanych powyżej w komorze środowiskowej przez okres do miesiąca, jeśli nie zostaną wykorzystane wcześniej.</li>
		<li>Ponownie zwilż papier w fiolce raz na 4-7 dni lub wymień ręcznik papierowy, jeśli widoczne są oznaki pleśni.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Metody hodowli G1 Ganaspis brasiliensis na dużą skalę
<ol>
	<li>Wdrożenie hodowli na dużą skalę żywiciela Drosophila suzukii.
	<ol>
		<li>Grzbiet D. suzukii w dużych, pokrytych dzianinową siatką klatkach (np. 50 cm x 50 cm x 100 cm), z których każda zawiera 1,500-2,000 dojrzałych płciowo dorosłych much (stosunek płci 50:50) (<silna klasa="xfig">Ryc. 2).</li>
		<li>Przygotuj standardową pożywkę Drosophila Medium (SDM), gotując wszystkie składniki (6 g agaru bakteriologicznego, 75 g mąki kukurydzianej, 17 g drożdży odżywczych, 15 g sacharozy, 10 g mąki sojowej, 10 ml kwasu propionowego) w 1 l wody destylowanej przez 10 minut, okresowo mieszając mieszaninę, aby zapobiec jej spaleniu28.</li>
		<li>Pozostaw mieszaninę do ostygnięcia przez 5 minut i dodaj 5 g kwasu askorbinowego.</li>
		<li>Wlej świeżo ugotowany SDM do 9 cm szalek Petriego i pozwól pożywce zestalić się w temperaturze pokojowej przed zamknięciem płytek.</li>
		<li>Ułóż szalki Petriego SDM, owiń stos folią aluminiową i przechowuj naczynia w temperaturze 4 °C przez okres do 2 tygodni.</li>
		<li>W każdej klatce hodowlanej umieść talerz z nasączoną wodą bawełną i czterema do sześciu szalek Petriego z SDM (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Dwa razy w tygodniu zastąp zainfekowane szalki Petriego SDM świeżymi.</li>
		<li>Umieść porażone płytki Petriego SDM bez pokrywek pojedynczo w plastikowych kubkach (o średnicy 13,3 cm lub 800 ml), zamknij każdą filiżankę warstwą drobnych oczek (<0,5 mm) i inkubuj przez 12-15 dni w temperaturze 23 °C i wilgotności względnej 75% (<klasa silna = "xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Przenieś nowo wyklute dorosłe osobniki D. suzukii z plastikowych kubków do klatek hodowlanych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj larwy żywiciela.
	<ol>
		<li>Jagody płucz w zimnej wodzie przez 1 minutę i moczyć owoce w misce wypełnionej roztworem wybielacza (rozcieńczonym do 5%) przez 3 minuty.</li>
		<li>Odcedź roztwór wybielacza i napełnij miskę zimną wodą, aby spłukać jagody. Mieszaj delikatnie ręcznie przez co najmniej 30 sekund.</li>
		<li>Powtórzyć krok 2.2.2 z użyciem świeżej wody co najmniej trzy razy, aby usunąć pozostałości wybielacza i inne stawonogi (np. roztocza, wciornastki), które mogą być obecne na owocach.</li>
		<li>Umieść owoce na tacy z kilkoma warstwami chłonnych ręczników papierowych i ostrożnie przechylaj tacę do przodu ido tyłu, zwijając jagody, aby je wysuszyć.</li>
		<li>Przygotuj kilka 9-centymetrowych szalek Petriego (górna lub dolna połowa, skierowana do góry) i wypełnij każdą z nich umytymi jagodami (15-25 owoców na talerz w zależności od wielkości owoców).</li>
		<li>W późnych godzinach popołudniowych należy wystawić szalki Petriego na działanie dojrzałych płciowo dorosłych much w klatkach hodowlanych gospodarzy (patrz krok 2.1) i pozostawić je na noc.</li>
		<li>Następnego ranka należy usunąć szalki Petriego z klatek hodowlanych żywiciela, delikatnie lub stukając w nie, aby usunąć muchy z owoców i wykorzystać porażone owoce do hodowli parazytoidów (patrz krok 2.4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wdrożenie hodowli parazytoidów na dużą skalę.
	<ol>
		<li>Do hodowli pasożyta używaj dwóch rodzajów klatek: jednej do pasożytnictwa, a drugiej do pojawienia się os.</li>
		<li>Upewnij się, że klatka dla pasożytów jest sześcienna (np. 45 cm z każdej strony) z przezroczystym plastikowym panelem z przodu do obserwacji aktywności owadów, dwoma 18-centymetrowymi otworami na rękawy w panelu przednim do dodawania lub usuwania owadów i wymiany materiału spożywczego oraz drobną siatką poliestrową (np. siatka 96 x 26) na górze i po bokach w celu wentylacji.</li>
		<li>Zmniejsz klatkę wynurzania (np. 30 cm z każdej strony), z pojedynczym otworem na rękaw po dwóch przeciwnych stronach i przezroczystym panelem z tworzywa sztucznego z przodu dla widoczności (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Upewnij się, że oba typy klatek mają cienki sznurek zwisający poniżej sufitu, na którym można zawiesić od jednego do kilku karmników (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
		UWAGA: Karmnik składa się z dużego cylindrycznego korka piankowego (średnica 9 cm) pokrytego rozproszonymi kropelkami miodu i może być umieszczony na podłodze klatki lub zawieszony na suficie klatki (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Wewnątrz każdej klatki należy podawać wodę w fiolce o prostych ściankach (2,5 cm x 9,5 cm) zamkniętej zatyczką z octanu celulozy (średnica 2,5 cm) co 5-7 dni, w zależności od wilgotności względnej. Zawieś fiolkę do góry nogami na suficie klatki (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wystaw larwy żywiciela na działanie parazytoidów.
	<ol>
		<li>Owoce porażone przez żywiciela na szalkach Petriego należy wystawić na działanie G1 G. brasiliensis natychmiast po nocnym porażeniu D. suzukii (patrz krok 2.2.7).</li>
		<li>Pozostaw 10-15 szalek Petriego z porażonymi owocami w klatce pasożytniczej zawierającej 1,500-2,000 os na 2-3 dni.</li>
		<li>Użyj plastikowych kubków (13,3 cm średnicy lub 800 ml) z warstwami chłonnego papieru na dnie, aby zebrać owoce zawierające pasożytujących gospodarzy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Umieścić otwarte kubki w klatce do eklozji i inkubować przez co najmniej 28 dni w temperaturze 21 °C i wilgotności względnej 65% (<klasa silna = "xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>W drugim i trzecim tygodniu inkubacji należy co tydzień sprawdzać klatkę pod kątem wczesnego wylęgu żywiciela i usunąć dorosłe muchy, aby ułatwić kolejne zbieranie parazytoidów.</li>
		<li>Pod koniec czwartego tygodnia inkubacji dodaj do klatki karmnik i źródło wody.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zbieraj i przechowuj dorosłe parazytoidy.
	<ol>
		<li>Gdy zacznie się pojawianie parazytoidów, zbierz część (10%-15%) dorosłych osobników i przenieś je z powrotem do klatki dla pasożytów, aby zastąpić stare, nieproduktywne osobniki.</li>
		<li>Zbierz i przechowuj pozostałe parazytoidy w plastikowych kubkach (średnica 13,3 cm lub 800 ml) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A).</li>
		<li>Umieść probówkę (2 ml) wypełnioną wodą i szczelnie zamkniętą bawełnianą rolką dentystyczną (1 cm x 3,8 cm) na dnie kubka (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A).</li>
		<li>Zamknij kubek zmodyfikowaną pokrywką wyposażoną w wyjmowany korek piankowy (średnica 3,5 cm) jako podłoże do karmienia i pokryty siatką otwór do wentylacji (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3B).</li>
		<li>Dodaj do 700 dorosłych osobników do każdej filiżanki (stosunek płci 50:50), oznacz kubek datą pojawienia się i przechowuj go w komorze środowiskowej (17 °C; 65% wilgotności względnej) do czasu użycia lub do 1 miesiąca (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyślij dorosłe parazytoidy.
	<ol>
		<li>Użyj stożkowych probówek (50 ml) do wysyłki dorosłych parazytoidów.</li>
		<li>Przebij otwór wentylacyjny (średnica 8 mm) w nasadce i przykryj go siatką o drobnych oczkach (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C).</li>
		<li>Dodaj pierścień podający z octanu celulozy po wewnętrznej stronie nasadki (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3C).</li>
		<li>Przygotuj nasycony roztwór sacharozy za pomocą wody destylowanej, nałóż kilka kropli na pierścień podający i pozwól mu wchłonąć płyn.</li>
		<li>Umieść kawałek chłonnego ręcznika papierowego w kształcie wachlarza w tubie (<silna klasa="xfig">Rysunek 3D).</li>
		<li>Dodaj ~ 200 dorosłych parazytoidów do każdej probówki i umieść probówki w izolowanym pojemniku transportowym razem z okładami z lodu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Asplen, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Invasion+biology+of+spotted+wing+drosophila+%28Drosophila+suzukii%29%3A+a+global+perspective+and+future+priorities%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pest+Science%22%5BJournal%5D)">Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities.</a> Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).</li>
<li>Tait, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+suzukii+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29%3A+A+decade+of+research+towards+a+sustainable+integrated+pest+management+program%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program.</a> Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).</li>
<li>Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKirschbaum%2C+DS+%22Drosophila+suzukii+management%22">Drosophila suzukii management</a>. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).</li>
<li>Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+control+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22CAB+Reviews%22%5BJournal%5D)">Biological control of Drosophila suzukii.</a> CAB Reviews. 15, 054(2020).</li>
<li>Lee, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+control+of+spotted-wing+drosophila+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29%3A+Current+and+pending+tactics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Integreated+Pest+Management%22%5BJournal%5D)">Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics.</a> Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13(2019).</li>
<li>Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWang%2C+XG+%22Drosophilia+suzukii+management%22">Drosophilia suzukii management</a>. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).</li>
<li>Daane, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+exploration+of+parasitoids+of+Drosophila+suzukii+in+South+Korea+as+potential+classical+biological+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pest+Science%22%5BJournal%5D)">First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents.</a> Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).</li>
<li>Giorgini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploration+for+native+parasitoids+of+Drosophila+suzukii+in+China+reveals+a+diversity+of+parasitoid+species+and+narrow+host+range+of+the+dominant+parasitoid%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pest+Science%22%5BJournal%5D)">Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid.</a> Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).</li>
<li>Girod, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+parasitoid+complex+of+D.+suzukii+and+other+fruit+feeding+Drosophila+species+in+Asia%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia.</a> Scientific Reports. 8 (1), 11839(2018).</li>
<li>Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+hemocyte+load+is+associated+with+increased+resistance+against+parasitoids+in+Drosophila+suzukii%2C+a+relative+of+D.+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster.</a> PLoS ONE. 7 (4), 34721(2012).</li>
<li>Buffington, M. L., Forshage, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redescription+of+Ganaspis+brasiliensis+%28Ihering%2C+1905%29%2C+new+combination+%28Hymenoptera%3A+Figitidae%29%2C+a+natural+enemy+of+the+invasive+Drosophila+suzukii+%28Matsumura%2C+1931%29%28Diptera%3A+Drosophilidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Procedings+of+the+Entomoogical+Society+of+Washington%22%5BJournal%5D)">Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae).</a> Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).</li>
<li>Biondi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innate+olfactory+responses+of+Asobara+japonica+%28Hymenoptera%3A+Braconidae%29towards+fruits+infested+by+the+invasive+spotted+wing+drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Behavior%22%5BJournal%5D)">Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila.</a> Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).</li>
<li>Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+preference+of+three+Asian+larval+parasitoids+to+closely+related+Drosophila+species%3A+implications+for+biological+control+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pest+Science%22%5BJournal%5D)">Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii.</a> Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).</li>
<li>Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Asian+parasitoids+in+larvae+of+Drosophila+suzukii+feeding+on+blueberry+and+artificial+diet%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Entomology%22%5BJournal%5D)">Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet.</a> Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).</li>
<li>Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aspects+of+the+biology+and+reproductive+strategy+of+two+Asian+larval+parasitoids+evaluated+for+classical+biological+control+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii.</a> Biological Control. 121, 58-65 (2018).</li>
<li>Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+responses+of+three+candidate+Asian+larval+parasitoids+evaluated+for+classical+biological+control+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii.</a> Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).</li>
<li>Wang, X. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+Asobara+japonica+as+a+potential+biological+control+agent+for+the+spotted+wing+drosophila%2C+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Entomologia+Generalis%22%5BJournal%5D)">Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii.</a> Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).</li>
<li>Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+thermal+performances+of+two+Asian+larval+parasitoids+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii.</a> Biological Control. 136, 104000(2019).</li>
<li>Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+competitive+outcomes+among+three+solitary+larval+endoparasitoids+as+candidate+agents+for+classical+biological+control+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii.</a> Biological Control. 130, 18-26 (2019).</li>
<li>Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+host+ranges+of+three+Asian+larval+parasitoids+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pest+Science%22%5BJournal%5D)">Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii.</a> Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).</li>
<li>Girod, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+specificity+of+Asian+parasitoids+for+potential+classical+biological+control+of+Drosophila+suzukii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pest+Science%22%5BJournal%5D)">Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii.</a> Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).</li>
<li>Seehausen, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+a+cryptic+parasitoid+species+reveals+its+suitability+as+a+biological+control+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent.</a> Scientific Reports. 10 (1), 19096(2020).</li>
<li>Nomano, F. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+differentiation+of+Ganaspis+brasiliensis+%28Hymenoptera%3A+Figitidae%29+from+East+and+Southeast+Asia%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Entomology+and+Zoology%22%5BJournal%5D)">Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia.</a> Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).</li>
<li>Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological%2C+morphological+and+molecular+studies+on+Ganaspis+individuals+%28Hymenoptera%3A+Figitidae%29+attacking+Drosophila+suzukii+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Entomology+and+Zoology%22%5BJournal%5D)">Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae).</a> Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).</li>
<li>Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preliminary+study+on+distributions+and+oviposition+sites+of+Drosophila+suzukii+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29+and+its+parasitoids+on+wild+cherry+tree+in+Tokyo%2C+central+Japan%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Entomology+and+Zoology%22%5BJournal%5D)">A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan.</a> Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).</li>
<li>Abram, P. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+records+of+Leptopilina%2C+Ganaspis%2C+and+Asobara+species+associated+with+Drosophila+suzukii+in+North+America%2C+including+detections+of+L.+japonica+and+G.+brasiliensis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hymenoptera+Research%22%5BJournal%5D)">New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis.</a> Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).</li>
<li>Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+report+of+Leptopilina+japonica+in+Europe%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">First report of Leptopilina japonica in Europe.</a> Insects. 11 (9), 611(2020).</li>
<li>Dalton, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+survival+of+Drosophila+suzukii+under+simulated+winter+conditions+of+the+Pacific+Northwest+and+seasonal+field+trapping+in+five+primary+regions+of+small+and+stone+fruit+production+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Managagement+Science%22%5BJournal%5D)">Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States.</a> Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Długoterminowe badania i późniejsze uwolnienia terenowe środka kontroli biologicznej zależą od dostępności skutecznych i ekonomicznych technik chowu. Metody opisane w tym badaniu okazały się skutecznymi protokołami zarówno dla hodowli Ganaspis brasiliensis na małą, jak i dużą skalę. Protokół hodowli na małą skalę był opracowywany przez kilka lat w celu optymalizacji ilości pracy i zmniejszenia specjalistycznego sprzętu potrzebnego do jednoczesnego utrzymania kolonii parazytoidów i gospodarzy. Nadaje się do utrzy...

Pochodząca z Azji Wschodniej, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) szeroko zadomowiła się w obu Amerykach, Europie i części Afryki1,2. Mucha jest niezwykle polifagiczna, zdolna do wykorzystywania różnych uprawianych i dzikich owoców o miękkiej i cienkiej skórce w swoich rodzimych i zaatakowanych regionach1,2,3. Obecne strategie zwalczania tego szkodnika opierają się w dużej mierze na częstym stosowaniu środków owadobójczych, które są zwalczane przez dorosłe muchy na polach uprawnych, gdy dojrzewają podatne owoce. Często stosuje się powtarzające się opryski, prawdopodobnie ze względu na konsekwentne rozlewanie się populacji much zbiornikowych z siedlisk nieuprawnych i brak skutecznych naturalnych wrogów zamieszkujących zaatakowane regiony1,4. Kontrola biologiczna, zwłaszcza za pomocą samonapędzających się wyspecjalizowanych parazytoidów, może pomóc w tłumieniu populacji much na poziomie krajobrazu i odegrać kluczową rolę w zrównoważonym zarządzaniu tym wysoce mobilnym i polifagicznym szkodnikiem na całym obszarze4,5,6.
W ciągu ostatniej dekady badacze skupili wysiłki na odkryciu wspólnie wyewoluowanych parazytoidów Drosophila suzukii w rodzimych obszarach występowania muchy w Azji Wschodniej7,8,9, a także skutecznych, ale nowo powiązanych parazytoidów w zaatakowanych przez muchę regionach w obu Amerykach i Europie4,5,6. W nowo zaatakowanych regionach muchy, powszechnie występujące larwy parazytoidów Drosophila, takie jak Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) i L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), nie są w stanie rozwinąć się lub mają niski poziom pasożytnictwa na D. suzukii ze względu na silną odporność immunologiczną muchy10. Tylko niektóre kosmopolityczne i ogólne parazytoidy poczwarkowe, takie jak Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) i Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) w Ameryce Północnej i Europie oraz Trichopria anastrephae w Ameryce Południowej, mogą łatwo rozwinąć się z tej muchy4. Natomiast badania w Azji Wschodniej odkryły pewną liczbę parazytoidów larwalnych z D. suzukii4,5,6. Wśród nich dominującymi parazytoidami larwalnymi są Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering i Leptopilina japonica Novković & Kimura są dominującymi parazytoidami larwalnym7,8,9,11. W szczególności dwa figitidy (L. japonica i G. brasiliensis) były głównymi parazytoidami występującymi głównie w świeżych owocach zaatakowanych przez D. suzukii i/lub inne blisko spokrewnione drozofilidy w naturalnej roślinności7,8,9. Te trzy azjatyckie parazytoidy larwalne zostały zaimportowane do ośrodków kwarantanny w USA i Europie i ocenione pod kątem ich względnej skuteczności12,13,14,15,16,17, adaptacja klimatyczna18, potencjalne międzygatunkowe interakcje konkurencyjne19 i, co najważniejsze, specyficzność hosta8,20,21,22.
Oceny kwarantanny wykazały, że Ganaspis brasiliensis był bardziej specyficzny dla Drosophila suzukii niż inne badane azjatyckie parazytoidy larwalne, chociaż prawdopodobnie składa się z różnych biotypów lub tajemniczych gatunków o różnej specyficzności gospodarza8,21,22,23,24. Nomano et al.22 pogrupowali osobniki Ganaspis z różnych regionów geograficznych w pięć grup genetycznych (nazwanych jako G1-G5) na podstawie analiz molekularnych fragmentu genu mitochondrialnej oksydazy cytochromowej I. Grupy G2 i G4 zostały zgłoszone tylko z kilku południowoazjatyckich lokalizacji tropikalnych, a grupa G5 została zgłoszona z Azji i innych regionów (np. Argentyny, Brazylii, Hawajów i Meksyku) od nieznanego gospodarza (gospodarzy) (Buffington, obserwacja osobista). Kolekcje terenowe dzikich owoców zaatakowanych przez D. suzukii w Korei Południowej7, China8 i Japan9,23,25 znaleziono samo G1 lub mieszaninę okazów reprezentujących grupy G1 i G3. Obie grupy wydają się być sympatryczne i współistnieć na tych samych roślinach żywicielskich zamieszkiwanych przez D. suzukii i inne blisko spokrewnione muchy żywicielskie. Niemniej jednak zaobserwowano pewne różnice między tymi dwiema grupami, przy czym G1 wydaje się mieć wyższy stopień specyficzności dla D. suzukii lub siedliska żywiciela niż G3, chociaż obie atakują szereg blisko spokrewnionych gatunków w testach kwarantanny21,22. Dalsze szczegółowe analizy molekularne mogą pomóc w określeniu statusu gatunków, zwłaszcza w przypadku grup G1 i G3. W tym badaniu określa się je jako G1 G. brasiliensis i G3 G. brasiliensis. Niektóre wczesne badania nazwały również G1 G. brasiliensis jako G. por. brasiliensis14,21,22. G1 G. brasiliensis został niedawno dopuszczony do stosowania w terenie przeciwko D. suzukii w USA i we Włoszech (kilka innych krajów europejskich również rozważa jego wprowadzenie), podczas gdy G3 G. brasiliensis może być brany pod uwagę do dopuszczenia do obrotu w najbliższej przyszłości. Ostatnie badania wykazały również populacje przybyszowe zarówno L. japonica, jak i G1 G. brasiliensis w Kolumbii Brytyjskiej, Kanadzie26 i stanie Waszyngton w USA (Beers et al., dane niepublikowane) oraz populacje adventive L. japonica w prowincji Trydent, Włochy27.
Biorąc pod uwagę duże zainteresowanie rozwojem programów kontroli biologicznej do zarządzania Drosophila suzukii oraz znaczny potencjał kontroli biologicznej adaptacyjnych i celowych introdukcji Ganaspis brasiliensis, istnieje potrzeba opracowania efektywnych metod hodowli tego parazytoida larwalnego do przyszłych długoterminowych badań i/lub wypuszczenia na wolność. Ten protokół i związany z nim artykuł wideo opisują dwa zestawy metod hodowli tego parazytoida: (1) hodowla laboratoryjna na małą skalę w kolbach przy użyciu mieszanki owoców gospodarza (borówka) i sztucznej diety do hodowli D. suzukii. Metody zostały opracowane przy użyciu materiału G3 pierwotnie zebranego w Kunming w Chinach8. (2) Masowy chów w celu wypuszczenia na pole w dużych klatkach przy użyciu owoców żywicielskich (borówka) do hodowli D. suzukii. Grupą genetyczną wykorzystaną do hodowli na dużą skalę było stado G1 pochodzące z Tokio w Japonii9,22. Pokrótce omówiono również inne skale metod hodowli, takie jak stosowanie fiolek lub małych pojemników dla obu grup.

<table><tbody><tr><td>Aktywne suche</td><td>drożdże Drożdże Fleischmanns, Cincinatti, OH, USA</td><td>Brak</td><td>Służy do przykrywania owoców w celu zmniejszenia rozwoju pleśni i zwiększenia atrakcyjności owoców dla much Agar</td></tr><tr><td>bakteriologiczny</td><td>Merk Life Science S.r.l., Mediolan, Włochy</td><td>A1296 - 5KG</td><td>Używany do przygotowania standardowego roztworu Drosophila Medium</td></tr><tr><td>Bleach</td><td>Clorox Company, Oakland, CA, USA</td><td>Brak</td><td>Służy do dezynfekcji miąższu owoców</td></tr><tr><td>Niebieski korek</td><td>Azer Scientific, Morgantown, PA, USA</td><td>ES3837</td><td>Służy do uszczelniania rurki, umożliwiając jednocześnie wentylację dla owadów</td></tr><tr><td>Blueberries</td><td>Grocery Store, Newark, DE, USA</td><td>Brak</td><td>Dostarczony jako owoc żywicielski dla much (można również użyć różnych innych owoców)</td></tr><tr><td>Klatka do hodowli owadów BugDorm (szer. 24,5 x gł. 24,5 x wys. 63,0 cm)</td> <td>Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Tajwan</td><td>4E3030</td><td>Używany do hodowli parazytoidów (klatka pasożytnicza)</td></tr><tr><td>Klatka do hodowli owadów BugDorm (W32,5 x D32,5 x H32,5 cm)</td><td>Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Tajwan</td><td>4E4590</td><td>Używany do hodowli much</td></tr><tr><td>Klatka do hodowli owadów BugDorm (W32,5 x D32,5 x H32,5 cm)</td><td>Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Tajwan</td><td>4E4545</td><td>Używany do hodowli parazytoidów (klatka eklozyjna)</td></tr><tr><td>Drut z kurczaka (0,64 cm, 19 gauge)</td><td>Everbilt, OH, USA</td><td>308231EB</td><td>Służy do podnoszenia owoców, aby umożliwić maksymalne złożenie jaj parazytoidowych</td></tr><tr>Sklep spożywczy z<td>mąki kukurydzianej</td><td>, Trydent, TN, Włochy</td><td>Brak</td><td>Służy do przygotowania standardowej rolki bawełnianej Drosophila Medium</td></tr><tr><td>Dental (1 x 3,8 cm)</td><td>Gima S.p.A., Gessate, MI, Włochy</td><td>35000</td><td>Służy do dostarczania wody parazytoidom w pojemniku do przechowywania</td></tr><tr><td>Dieta</td> <td>DrosophilaFrontier Scientific, Newark, DE, USA</td><td>TF1003</td><td>Niestandardowa dieta używana do hodowli much</td></tr><tr><td>Fiolka Drosophila wąska, Polistyren (2,5 x 9,5 cm)</td><td>VWR International, LLC., Radnor, PA, US</td><td>75813-160</td><td>Służy do dostarczania wody parazytoidom w klatce</td></tr><tr><td>Zatyczki do fiolek Drosophila, octan celulozy (2,5 cm)</td><td>VWR International, LLC., Radnor, PA, US</td><td>89168-886</td><td>Służy do dostarczania wody parazytoidom w klatce</td></tr><tr><td>Kolba Erlenmeyera (250 ml)</td><td>Carolina Biological, Burlington, NC, USA</td><td>731029</td><td>Służy do hodowli much i parazytoidów</td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa typu falcon (50 ml)</td><td>VWR International, LLC., Radnor, PA, US</td><td>VWRI525-0611</td><td>Zmodyfikowana do wysyłki dorosłych parazytoidów</td></tr><tr><td>Korek piankowy</td><td>Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA</td><td>L800-C</td><td>Służy do uszczelniania kolb przy jednoczesnym umożliwieniu wentylacji owadów</td></tr><tr><td>Sklep spożywczy z miodem</td><td>, Newark, DE, USA</td><td>Brak</td><td>Dostarczany jako pokarm dla parazytoidów</td></tr><tr><td>Plastikowy korek piankowy Identi-Plug</td><td>Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US</td><td>14-127-40E</td><td>Używany jako karmnik dla parazytoidów i do uszczelniania pojemnika do przechowywania</td></tr><tr><td>Przemysłowy ręcznik papierowy</td><td>Sklep spożywczy, Newark, DE, USA</td><td>Brak</td><td>Dostarczany jako podłoże do przepoczwarzania dla poczwarek i złagodzenie wilgoci</td></tr><tr><td>Tkanina z siatki mikronowej (250 ml)</td><td>Siatka przemysłowa, Maple Grove, MN, USA</td><td>WN0250-72</td><td>Służy do produkcji pokrywy wentylacyjnej dla owadów</td></tr><tr><td>Drożdże odżywcze (płatki)</td><td>Sklep spożywczy, Trento, TN, Włochy</td><td>Brak</td><td>Służy do przygotowania standardowej podstawki papierowej Drosophila Medium</td></tr><tr><td>(10,2 cm)</td><td>Hoffmaster, WI, USA</td><td>35NG26</td><td>Porvided jako podłoże do przepoczwarzania dla much i poczwarek</td></tr> <tr><td>parzytowanychPlastikowy kubek (&Oslash; 13,3 cm, 800 mL)</td><td>Berry Superfos, Taastrup, Dania</td><td>Unipak 5134</td><td>Zmodyfikowany do przechowywania dorosłych parazytoidów</td></tr><tr><td>Plastikowa pokrywka (&Oslash; 13,3 cm)</td><td>Berry Superfos, Taastrup, Dania</td><td>PP 2830</td><td>Zmodyfikowany do przechowywania dorosłych parazytoidów</td></tr><tr><td>Kwas propionowy</td><td>Merk Life Science S.r.l., Mediolan, Włochy</td><td>P1386 - 1L</td><td>Służy do przygotowania standardowej pożywki Drosophila Sacharoza</td></tr><tr><td></td><td>Sklep spożywczy, Trento, TN, Włochy</td><td>Brak</td><td>Służy do przygotowania standardowego</td></tr> kubka na zupę Drosophila Medium z <tr><td>pokrywką (475 ml)</td><td>StackMan, Wietnam</td><td>DC1648</td><td>Używany dla pasożytniczych larw do przepoczwarzania</td></tr><tr><td>mąki sojowej</td><td>Sklep spożywczy, Trento, TN, Włochy</td><td>Brak</td><td>Służy do przygotowania standardowej podkładki filcowej Drosophila Medium</td></tr><tr><td>White (grubość 0,64 cm, średnica wewnętrzna 5 mm x średnica zewnętrzna 20 mm)</td><td>Quiklok, Lincoln, NH, US</td><td>WFW/.25 x 5 x 20 mm</td><td>Używany jako pierścień zasilający dla parazytoidów</td></tr></tbody></table>

metody hodowli parazytoida ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej drosophila suzukii

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Pochodząca z Azji Wschodniej, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) szeroko zadomowiła się w obu Amerykach, Europie i części Afryki w ciągu ostatniej dekady, stając się niszczycielskim szkodnikiem różnych owoców o miękkiej skórce w zaatakowanych regionach. Oczekuje się, że kontrola biologiczna, zwłaszcza za pomocą samonapędzających się i wyspecjalizowanych parazytoidów, będzie realną opcją dla zrównoważonego zarządzania tym wysoce mobilnym i polifagicznym szkodnikiem na całym obszarze. Ganaspis brasiliensis (Ganaspis brasiliensis) Ihering (Hymenoptera: Figitidae) to parazytoid larwalny, który jest szeroko rozpowszechniony w Azji Wschodniej i został uznany za jeden z najskuteczniejszych parazytoidów D. suzukii.
Po rygorystycznych ocenach przed wprowadzeniem na rynek skuteczności i potencjalnych zagrożeń niedocelowych, jedna z bardziej specyficznych dla gospodarza grup genetycznych tego gatunku (G1 G. brasiliensis) została niedawno zatwierdzona do wprowadzenia i uwolnienia w terenie w Stanach Zjednoczonych i we Włoszech. Inna grupa genetyczna (G3 G. brasiliensis), która również powszechnie atakuje D. suzukii w Azji Wschodniej, może być rozważana do wprowadzenia w najbliższej przyszłości. Obecnie istnieje ogromne zainteresowanie hodowlą G. brasiliensis do celów badawczych lub w masowej produkcji w celu uwolnienia w terenie przeciwko D. suzukii. Ten protokół i powiązany artykuł wideo opisują skuteczne metody hodowli tego parazytoida, zarówno na małą skalę do badań, jak i na dużą skalę do masowej produkcji i wypuszczenia w terenie. Metody te mogą przynieść korzyści w dalszych długoterminowych badaniach i wykorzystaniu tego rodzimego dla Azji parazytoida jako obiecującego środka kontroli biologicznej tego globalnego inwazyjnego szkodnika.

Rysunek 4 przedstawia reprezentatywne wyniki laboratoryjnej hodowli G3 Ganaspis brasiliensis w małej skali, z wykorzystaniem dwóch różnych zagęszczeń parasytoidów (sześć lub 10 par) oraz dwóch różnych czasów ekspozycji (5 lub 10 dni) w placówce kwarantannowej USDA-ARS Beneficial Insects Introduction Unit (Newark, Delaware). Dla każdej kombinacji zagęszczenia parasytoidów i czasu ekspozycji wykonano 14 powtórzeń. Łącznie w 64 kolbach uzyskano 4 018 os i (71,7 ± 4,9 potomstwa na kolbę...

Ganaspis brasiliensis - larwalny parazytoid Drosophila suzukii (globalny inwazyjny szkodnik upraw owocowych) - został zatwierdzony lub jest rozważany do wprowadzenia do Europy i Stanów Zjednoczonych w celu biologicznego zwalczania tego szkodnika. W tym artykule przedstawiono protokoły hodowli tego parazytoida zarówno na małą, jak i dużą skalę.

Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

Długoterminowe badania i stosowanie środka kontroli biologicznej zależą od dostępności skutecznych i ekonomicznych technik hodowli, a protokół ten okazał się skuteczny w hodowli tego parazytoida. Obecnie istnieje ogromne zainteresowanie hodowlą tego parazytoida do celów badawczych lub uwolnienia w terenie, a protokół przyniesie korzyści przyszłym długoterminowym badaniom i zastosowaniu tego obiecującego środka kontroli biologicznej. Po pierwsze, użytkownicy mogą potrzebować zrozumieć podstawową biologię zaangażowanych owadów poprzez przeczytanie odpowiednich odniesień podanych w artykule i niektórych praktyk metod.Aby przygotować dietę gospodarza, najpierw przygotuj płynną porcję diety zgodnie z opisem w manuskrypcie. Następnie dodaj 25 do 30 gramów puree z jagód do pustej kolby o pojemności 250 mililitrów. Następnie wlej płyn do kolby, tak aby płyn pokrywał tylko wierzch puree z jagód.Następnie, aby wyhodować żywiciela Drosophila suzuki, najpierw wytnij kawałek chłonnego ręcznika papierowego i przekręć go na środku. Następnie umieść skręconą środkową część ręcznika papierowego w kolbie dietetycznej. Aby zatrzymać wilgoć, użyj wody destylowanej do zwilżenia ręcznika papierowego i diety.Następnie, aby przenieść dojrzałe płciowo dorosłe muchy, ostrożnie usuń korek z kolby kolonii much i odwróć go do kolby z dietą. Po tygodniu od tej ekspozycji trzymaj muchy w komorze środowiskowej przez trzy tygodnie w celu pojawienia się much. Aby wystawić larwy żywiciela na parazytoidy, najpierw usuń dorosłe muchy i ręcznik papierowy z kolby, pozostawiając jaja i larwy much.Aby posłużyć jako podłoże do przepoczwarzania larw, złóż nowy chłonny ręcznik papierowy i włóż go do kolby. Następnie odessać sześć par samic i samców parazytoida G3 Ganaspis brasiliensis do kolby i rozsypać cienką warstwę miodu na dnie korka piankowego. W celu zebrania i przechowywania parazytoidów należy usunąć dorosłe osobniki po pięciu dniach.Następnie należy przechowywać kolbę w komorze środowiskowej przez 35 dni w warunkach wymienionych powyżej. Wraz z pojawieniem się dorosłych os zasysaj je trzy razy w tygodniu. Aby trzymać osy, najpierw umieść ręcznik papierowy zwilżony, ale nie nasycony wodą destylowaną, na dnie fiolki Drosophila o wymiarach 2,5 na 9,5 centymetra kwadratowego.Następnie przenieś około 60 os do fiolki i zaznacz datę pojawienia się. Przechowywać fiolkę w komorze środowiskowej. Dwa razy w tygodniu nałóż cienką warstwę miodu na dno korka piankowego fiolek.Po pierwsze, zorganizuj hodowlę Drosophila suzuki na dużą skalę, umieszczając od 1 500 do 2 000 dojrzałych płciowo dorosłych much w proporcji płci 50:50 w dużej, dzianej, pokrytej siateczką klatce. Następnie umieść w klatce talerz z nasączoną wodą bawełną i czterema do sześciu szalek Petriego ze standardową pożywką Drosophila. Dwa razy w tygodniu wymieniaj odsłonięte szalki Petriego na świeże.Umieść każdą porażoną szalkę Petriego bez pokrywki w plastikowym kubku o pojemności 800 mililitrów i przykryj kubek drobną siatką. Następnie inkubuj kubki w temperaturze 23 stopni Celsjusza i wilgotności względnej 75% przez 12 do 15 dni. Po inkubacji przenieś nowo wyklute dorosłe Drosophila suzuki do klatki hodowlanej.Następnie rozpocznij przygotowywanie larw żywiciela, płucząc jagody w zimnej wodzie przez minutę i namocz owoce w misce wypełnionej roztworem wybielacza, rozcieńczonym do 5% przez trzy minuty. Następnie napełnij dziewięciocentymetrowe szalki Petriego umytymi jagodami. W późnych godzinach popołudniowych umieść szalki Petriego w klatce hodowlanej i pozostaw je na noc.Następnego ranka delikatnie postukaj w szalki Petriego, aby usunąć muchy z owoców i wyjmij owoce z klatki hodowlanej. W międzyczasie przygotuj klatkę na pasożytnictwo i klatkę do wyłaniania się os dla parazytoida G1 Ganaspis brasiliensis. Obie klatki powinny mieć cienki sznurek pod sufitem do zawieszenia jednego lub więcej karmników.W każdej klatce zawieś fiolkę Drosophila zawierającą wodę i zamknij zatyczką z octanu celulozy do góry nogami od sufitu co pięć do siedmiu dni, w zależności od wilgotności względnej. Natychmiast po wyjęciu porażonych jagód z klatki Drosophila suzuki umieść je w klatce dla pasożytów z 1 500 do 2 000 os Ganaspis brasiliensis na dwa do trzech dni. Następnie zbierz owoce do 800-mililitrowego plastikowego kubka z chłonnym papierem na dnie.Inkubuj otwarty kubek w klatce wynurzającej lub eklosyjnej w temperaturze 21 stopni Celsjusza i wilgotności względnej 65% przez co najmniej 28 dni. W drugim i trzecim tygodniu inkubacji należy co tydzień sprawdzać klatkę pod kątem wczesnej eklacji żywiciela. Aby ułatwić kolejne zbieranie parazytoidów, usuń dorosłe muchy.Pod koniec czwartego tygodnia inkubacji zapewnij klatce karmnik i źródło wody. Zbierz około 10 do 15% dorosłych os i przenieś je do klatki pasożytniczej, aby zastąpić stare i nieproduktywne osy. Z pozostałych os w klatce eklosyjnej przechowuj do 700 dorosłych osób w stosunku płci 50:50 za pomocą 800-mililitrowego plastikowego kubka zawierającego dwumililitrową rurkę wypełnioną wodą i uszczelnioną dentystyczną rolką bawełnianą na dnie kubka.Przechowuj kubek z zaznaczonym stanem wschodzącym w komorze środowiskowej przez okres do jednego miesiąca. Aby wysłać parazytoidy, umieść około 200 dorosłych w stożkowej rurce o pojemności 50 mililitrów. Następnie umieść wszystkie rurki w izolacyjnym pojemniku transportowym wraz z okładami z lodu.Protokół ten zaowocował udaną hodowlą na małą skalę G3 Ganaspis brasiliensis, czynnika parazytoidowego, przeciwko szkodnikowi rolniczemu Drosophila suzuki w laboratorium. Na produkcję potomstwa nie miały wpływu różnice w zagęszczeniu parazytoidów i czasie ekspozycji. Możliwe jest również uzyskanie generacji G1 Ganaspis brasiliensis na dużą skalę, przy czym produkcja rozpocznie się pięć tygodni po początkowej ekspozycji na żywiciela Drosophila suzuki.Od 8 tygodnia do 22 tygodnia produkcja parazytoidów stała się proporcjonalna do ilości owoców narażonych na ich działanie. Niezwykle ważne jest utrzymanie odpowiedniej temperatury odchowu, kontrolowanie wilgotności i zawsze dostarczanie pożywienia dorosłym owadom. Metody te można jeszcze udoskonalić, optymalizując zagęszczenie hodowli żywiciela i parazytoida w celu maksymalizacji reprodukcji os oraz badając możliwość hodowli tego parazytoida na alternatywnych żywicielach.

methods-for-rearing-parasitoid-ganaspis-brasiliensis-promising

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Fopius arisanus jest parasitoidem jaj i larw muszek owocówek z rodziny Tephritidae, który jest z sukcesem wykorzystywany w biologicznej kontroli tych istotnych tropikalnych szkodników. Opisujemy tutaj zoptymalizowany protokół hodowli F. arisanus na małą skalę z wykorzystaniem łatwo dostępnych materiałów.

Zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parasytoida much owocówek z rodziny Tephritidae

Osy pasożytnicze stanowią główną grupę naturalnych wrogów wielu owadów, w tym Drosophila melanogaster. Przedstawimy techniki rozmnażania tych pasożytów w gatunkach Drosophila spp. oraz zademonstrujemy sposób analizy ich wpływu na tkanki odpornościowe larw Drosophila.

Wprowadzenie do os w pasożytach Drosophila i odpowiedzi immunologicznej przeciwpasożytniczej

Mikroiniekcja zarodków Nasonia vitripennis jest podstawową metodą generowania dziedzicznych modyfikacji genomu. Opisano tutaj szczegółową procedurę mikroiniekcji i przeszczepu zarodków Nasonia vitripennis, która znacznie ułatwi przyszłą manipulację genomem w tym organizmie.

Technika mikroiniekcji i przeszczepu zarodka w celu manipulacji genomem nosa vitripennis

Tutaj prezentujemy protokół oparty na systemie przynęty na mącznika mącznika (Tenebrio molitor), który był używany do izolowania i selekcji grzybów entomopatogenicznych (EPF) z próbek gleby. Skuteczna formuła liczby konidiów (ECN) jest stosowana do wyboru EPF o wysokiej tolerancji na stres w oparciu o cechy fizjologiczne do zwalczania mikrobiologicznego szkodników na polu.

Izolacja i selekcja grzybów entomopatogenicznych z próbek glebowych oraz ocena zjadliwości grzybów wobec szkodników owadzich

Ten artykuł przedstawia krok po kroku protokoły mutagenezy CRISPR/Cas9 orientalnej muszki owocowej Bactrocera dorsalis. Szczegółowe kroki przewidziane w tym ustandaryzowanym protokole posłużą jako przydatny przewodnik do generowania zmutowanych much do funkcjonalnych badań genów u B. dorsalis.

Protokoły mutagenezy CRISPR/Cas9 muszki owocowej Bactrocera dorsalis

Manipulacja interferencją RNA (RNAi) stanowi ogromne wyzwanie dla wielu gatunków parazytoidów o niewielkich rozmiarach, takich jak osy Trichogramma. W badaniu tym opracowano skuteczną metodę RNAi u Trichogramma denrolimi. Obecna metodologia zapewnia solidny model do badania regulacji genów u os Trichogramma.

Interferencja RNA w parazytoidzie jaja, Trichogramma dendrolimi Matsumura

Ten artykuł przedstawia laboratoryjne utrzymanie (w tym krycie i karmienie) muchówki niższej Bradysia (Sciara) coprophila.

Utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej Bradysia (Sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy

Przedstawiamy dwie metody masowego rozmnażania nicieni entomopatogenicznych jako bioinsektycydów dla rolników. Pierwsza metoda wykorzystuje żel poliakrylamidu jako podłoże do hodowli nicieni, podczas gdy druga metoda wykorzystuje bawełnę polimerową jako podłoże do hodowli. Obie metody opierają się na in vivo rozmnażaniu nicieni wewnątrz padlin owadów.

Uprawa oparta na hodowli in vivo nicieni entomopatogenicznych

Celem tego protokołu jest ułatwienie analizy funkcjonalnej interakcji parazytoid-gospodarz w Asobara japonica i Drosophila melanogaster poprzez zoptymalizowane metody chowu, pojedynczy test infekcji jajorodności i wyciszenia genu z wykorzystaniem RNAi.

Protokoły efektywnego hodowania i analizy funkcjonalnej endoparazitoida Asobara japonica oraz jego żywiciela Drosophila melanogaster

Niniejszy film przedstawia ogólne techniki stosowane w hodowli Anopheles gambiae w warunkach laboratoryjnych. Metody opieki nad komarami laboratoryjnymi są zaprezentowane na wszystkich etapach cyklu życiowego organizmu: od larw i poczwarek po dorosłe osobniki pobierające krew.

Protokół hodowli komarów (A. gambiae)

Poznaj metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis do biologicznej kontroli inwazyjnej Drosophila suzukii. Protokoły obejmują przygotowanie diety, warunki środowiskowe oraz skalowanie produkcji.

Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii

Przeglądaj więcej filmów