Name: Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-03T14:20:00.000+00:00
Duration: 3 min 13 s
Description: Poznaj udoskonaloną technikę obustronnej niedokrwienia i reperfuzji nerek u myszy C57BL/6 do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek. Metoda zapewnia powtarzalne wyniki i wspiera rozwój nowych terapii nefrologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ten model został opracowany dzięki wsparciu finansowemu Ministerstwa Nauki i Technologii Tajwanu (MOST 109-2320-B-030-006-MY3). Ten rękopis został zredagowany przez Wallace Academic Editing.

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych, opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Protokół badania został zatwierdzony i zgodny z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Katolickim Uniwersytecie Fu-Jen. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów i instrumentów użytych w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Wybierz 8-tygodniowe samce myszy C57BL/6 o wadze 21-23 g.</li>
	<li>Trzymaj myszy w 12-godzinnym cyklu światła i ciemności w kontrolowanej temperaturze (21 ± 2 °C) ze swobodnym dostępem do pożywienia, standardowych granulek pokarmu dla myszy i wody z kranu.</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>Załóż maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Umieść myszy w znieczuleniu z 2% izofluranem zmieszanym z tlenem w ilości 1 l/min w komorze indukcyjnej.</li>
	<li>Oceń poziom znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania. 
	UWAGA: Odruch pedałowania to cofnięcie tylnej łapy w odpowiedzi na mocne uszczypnięcie palca. Znieczulenie jest zakończone, gdy znika odruch pedałowania.</li>
	<li>Przesuń i umieść każdą mysz w pozycji leżącej na platformie chirurgicznej z kocem elektrycznym, aby utrzymać temperaturę ciała po zakończeniu znieczulenia. Ustabilizuj temperaturę ciała przed zabiegiem i monitoruj za pomocą sond temperatury w odbycie. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Przyklej łapy myszy do deski.</li>
	<li>Przymocuj maskę do twarzy myszy, aby zapewnić stały dopływ 1% izofluranu i 1 l/min tlenu</li>
	<li>Regularnie oceniaj poziom znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania i odpowiednio dostosowuj podawanie środka znieczulającego podczas operacji.</li>
</ol>
3. Obustronna operacja nerki IR-AKI
<ol>
	<li>Dotknij pleców i ręcznie znajdź odcinek lędźwiowy kręgosłupa myszy. Poruszaj się wzdłuż kręgosłupa cefalicznie i szukaj kątów żebrowo-rdzeniowych, które znajdują się poniżej obu stron ostatniego żebra myszy.</li>
	<li>Nałóż balsam do depilacji po obu stronach obszaru kąta żebrowo-grzbietowego na około 30 sekund, a następnie usuń sierść solą fizjologiczną.</li>
	<li>Zdezynfekuj ogoloną skórę trzema rundami roztworu betadyny i 75% alkoholem za pomocą wacików. 
	UWAGA: Kluczowe jest utrzymanie sterylnego pola do zabiegu przez cały czas trwania zabiegu. Zastosuj serwetę chirurgiczną i użyj sterylnych narzędzi.</li>
	<li>Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby delikatnie podnieść skórę poniżej lewego kąta żebrowo-rdzeniowego, a następnie użyj nożyczek, aby wykonać 1 cm ukośne nacięcie grzbietowo-boczne wzdłuż linii napięcia skóry od linii środkowej odcinka lędźwiowego po lewej stronie. Przeciąć ścianę mięśniową lewej strony za pomocą nożyczek, aby uwidocznić lewą nerkę.</li>
	<li>Powtórz wyżej wymienione procedury chirurgiczne, aby uwidocznić prawą nerkę. Niewielkie ilości krwi wytworzonej podczas zabiegu należy usunąć za pomocą sterylnych wacików.</li>
	<li>Ostrożnie popchnij i oddziel lewą nerkę od otaczającej tkanki za pomocą kleszczy. Zidentyfikuj szypułkę nerki po odsłonięciu lewej nerki. 
	UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić nadnerczy i otaczających naczyń krwionośnych.</li>
	<li>Zacisnąć na lewej szypułce nerki klipsem mikronaczyniowym na 25 min. Potwierdzić niedokrwienie poprzez widoczną zmianę koloru nerek z różowego na ciemnoczerwony.</li>
	<li>Przykryj zaciśniętą nerkę sterylnymi mokrymi wacikami z soli fizjologicznej, aby uniknąć wysuszenia podczas zaciskania lewej szypułki nerkowej.</li>
	<li>Powtórz wyżej wymienione zabiegi chirurgiczne, aby zacisnąć prawą szypułkę nerkową za pomocą klipsa mikronaczyniowego przez 25 minut.</li>
	<li>Przykryj zaciśniętą nerkę sterylnymi mokrymi wacikami z soli fizjologicznej, aby uniknąć wysuszenia podczas zaciskania prawej szypułki nerki.</li>
	<li>Okresowo monitoruj głębokość znieczulenia i wilgotność sterylnych mokrych wacików z solą fizjologiczną.</li>
	<li>Otwórz lewy klips mikronaczyniowy, aby rozpocząć reperfuzję lewej nerki. Potwierdź reperfuzję przez widoczną zmianę koloru lewej nerki z ciemnoczerwonego na różowy.</li>
	<li>Otwórz prawy klips mikronaczyniowy, aby rozpocząć reperfuzję prawej nerki.</li>
	<li>Po zweryfikowaniu zmiany koloru nerki należy przywrócić nerkę do jamy brzusznej.</li>
	<li>Zamknij jamę brzuszną i skórę za pomocą wchłanialnych materiałów szwowych 6-0.</li>
	<li>Peeling w celu dezynfekcji rany roztworem betadyny i 75% alkoholem za pomocą wacików.</li>
	<li>Uważnie obserwuj zwierzę, aż zacznie się swobodnie poruszać i karmić. 
	UWAGA: Zwracaj szczególną uwagę na zwierzęta, dopóki nie odzyskają wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.</li>
	<li>Podawać karprofen (5 mg/kg w 0,2 ml, podawany podskórnie) przez 2-3 dni, aby zapobiec bólowi pooperacyjnemu.</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie zachodzi konflikt interesów w związku z publikacją niniejszego artykułu.

Proponowany obustronny protokół IR-AKI jest odpowiedni do badania mechanizmu hipoperfuzji i uszkodzenia reperfuzyjnego obu nerek. Protokół sugeruje, że lekkie myszy, znieczulenie ogólne izofluranem, grzbietowo-boczne podejście do operacji i utrzymanie temperatury ciała podczas operacji łagodzą związane z tym trudności techniczne, skracają czas trwania operacji i zwiększają spójność procedury w przypadku ostrego obustronnego badania IR-AKI nerki.
Trudności techniczne wpływają na nasilenie uszko...

Zatrzymanie akcji serca występuje ponad 80 000 razy rocznie w Stanach Zjednoczonych1,2. Śmiertelność z powodu zatrzymania krążenia jest niezwykle wysoka3,4,5,6. AKI jest głównym czynnikiem ryzyka związanym z wysoką śmiertelnością i złymi wynikami neurologicznymi u pacjentów z zatrzymaniem krążenia po ROSC7,8,9,10,11,12,13. Powrót do zdrowia po AKI jest dobrym predyktorem korzystnych wyników neurologicznych i wypisu ze szpitala14,15,16. Jednak nadal brakuje skutecznych terapii IR-AKI15,16,17,18,19. Potrzebne są dodatkowe strategie terapeutyczne, aby jeszcze bardziej poprawić wyniki kliniczne choroby.
IR-AKI z obustronnym niedokrwieniem nerek jest jednym z modeli zwierzęcych używanych do badań AKI20,21,22,23,24,25,26. Modele zwierzęce nerek IR-AKI są mniej skomplikowane niż model uszkodzenia IR całego ciała w badaniu AKI u pacjentów z nagłym zatrzymaniem krążenia po ROSC6,27,28,29,30. Oznacza to, że spójne wyniki z nerkowego modelu zwierzęcego IR-AKI są łatwiejsze do osiągnięcia ze względu na obecność mniejszej liczby czynników zakłócających w eksperymentach. Co więcej, protokoły IR-AKI nerek często obejmują jednostronną lub obustronną niedrożność szypułki nerki. Warunki w doświadczeniach dotyczących obustronnego nerkowego IR-AKI są porównywalne do warunków klinicznych AKI po ROSC u pacjentów z nagłym zatrzymaniem krążenia po udanej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Chociaż patologiczne cechy nerek w obu modelach odzwierciedlają patologiczne cechy uszkodzenia IR nerek u ludzi31,32,33, obustronne podejście do niedokrwienia nerek jest bardziej odpowiednie dla AKI w stanach patologicznych u ludzi, takich jak niewydolność serca, zwężenie naczyń krwionośnych i wstrząs septyczny35. Obustronne nerkowe modele zwierzęce IR-AKI są odpowiednie do badań koncentrujących się na uszkodzeniach nerek w podczerwieni w zatrzymaniu krążenia po ROSC.
Obustronne modele IR-AKI nerek wiążą się z trudnościami technicznymi, złożonością eksperymentu i długim czasem trwania operacji23,26,32,33,35,36. Aby przezwyciężyć te trudności techniczne, w niniejszym badaniu ustanowiono wiarygodny dwustronny protokół badań IR-AKI na myszach poprzez wprowadzenie pewnych modyfikacji technicznych. Proponowany protokół skutkował mniejszą liczbą powikłań chirurgicznych, mniejszymi uszkodzeniami tkanek i mniejszym prawdopodobieństwem śmiertelności podczas operacji. Dlatego może być wykorzystany do badania procesów patofizjologicznych AKI po ROSC w celu opracowania nowych strategii terapeutycznych przeciwko hipoperfuzji nerek i uszkodzeniu reperfuzji37,38,39.

<table><tbody><tr><td>Szew wchłanialny, 6-0</td><td>Ethicon</td><td>J510G-BX</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór betadyny</td><td>Shineteh Istrument</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Sigma</td><td>PHR1452</td><td></td></tr><tr><td>Waciki</td><td>Shineteh Istrument</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>Narzędzia do nauki o naukach</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Shineteh Istrument</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Inc.</td><td>26675-46-7</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk do naczyń Moria</td><td>Fine Science Tools</td><td>18320-11</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę Olsen-Hegar</td><td>Fine Science Tools</td><td>12002 - 12</td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Shineteh Istrument</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ostrza skalpela</td><td>Shinva</td><td>s2646</td><td></td></tr><tr><td>Maszyna do znieczulania małych zwierząt</td><td>Sheng-Cing Instruments Co.</td><td>STEP AS-01</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do tkanek</td><td>Fine Science Tools</td><td>14072 - 10</td><td></td></tr></tbody></table>

techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

Technical Refinement of a Bilateral Renal Ischemia-Reperfusion Mouse Model for Acute Kidney Injury Research

Zatrzymanie akcji serca stanowi duże obciążenie dla zdrowia publicznego. Ostre uszkodzenie nerek (AKI) jest niekorzystnym markerem u osób, które przeżyły zatrzymanie krążenia po powrocie spontanicznego krążenia (ROSC) po udanej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. I odwrotnie, powrót do funkcji nerek po AKI jest predyktorem korzystnych wyników neurologicznych i wypisu ze szpitala. Brakuje jednak skutecznej interwencji zapobiegającej uszkodzeniu nerek spowodowanemu zatrzymaniem krążenia po ROSC, co sugeruje, że potrzebne są dodatkowe strategie terapeutyczne. Hipoperfuzja nerkowa i reperfuzja to dwa mechanizmy patofizjologiczne, które powodują AKI po zatrzymaniu krążenia. Zwierzęce modele AKI indukowanej niedokrwieniem i reperfuzją (IR-AKI) obu nerek są porównywalne z pacjentami z AKI po ROSC w warunkach klinicznych. Jednak IR-AKI obu nerek jest technicznie trudny do analizy, ponieważ model wiąże się z wysoką śmiertelnością i dużą zmiennością uszkodzenia nerek, co może mieć wpływ na analizę. Wybrano lekkie myszy, umieszczono je w znieczuleniu ogólnym izofluranem, poddano operacji z dostępem grzbietowo-bocznym, a ich temperaturę ciała utrzymywano podczas operacji, zmniejszając w ten sposób uszkodzenie tkanek i ustalając powtarzalny protokół badań IR-AKI w zakresie ostrej nerki.

Jakość operacji obustronnego niedokrwienno-reperfuzyjnego ostrego uszkodzenia nerek (IR-AKI) powinna zostać oceniona przed dalszą analizą mikroskopową lub molekularną. Podczas operacji niedokrwienie nerek należy potwierdzić, sprawdzając, czy kolor nerki zmienił się z różowego na ciemnoczerwony wkrótce po zaklemowaniu przeciwprzesiewnego pieńka nerkowego klipsem mikro naczyniowym (Rysunek 1). Po operacji uszkodzenie nerek spowodowane procedurą IR-AKI można dodatkowo zweryfikować, pobierając k...

To badanie ustaliło protokół skupiający się na technicznym udoskonaleniu mysiego modelu obustronnego niedokrwienia nerek i reperfuzji do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek.

Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

Cardiac arrest poses a large public health burden. Acute kidney injury (AKI) is an adverse marker in survivors of cardiac arrest following the return of ...

Ostre uszkodzenie nerek jest głównym czynnikiem ryzyka związanym z wysoką śmiertelnością u pacjentów z zatrzymaniem krążenia po powrocie krążenia. Ta procedura może być wykonana w celu wywołania ostrego uszkodzenia nerek. Protokół ten ma na celu wywołanie reperfuzji niedokrwiennej nerek w sposób dokładny, bezpieczny i konsekwentny.Procedurę zademonstruje Huang Cheng-Wei, asystent z mojego laboratorium. Na początek umieść znieczuloną ośmiotygodniową mysz płci męskiej C57BL/6 w pozycji leżącej na platformie chirurgicznej z kocem elektrycznym, aby utrzymać temperaturę ciała. Następnie dotknij pleców, znajdź odcinek lędźwiowy kręgosłupa i poszukaj kątów żebrowo-grzbietowych poniżej obu stron ostatniego żebra.Nałóż balsam do depilacji, aby się ogolić i wyszorować włosy po obu stronach obszaru kąta żebrowo-rdzeniowego. Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą roztworu Betadine i 75% alkoholu za pomocą wacików. Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby delikatnie unieść skórę poniżej lewego kąta żebrowo-rdzeniowego.Następnie za pomocą nożyczek wykonaj jednocentymetrowe ukośne grzbietowo-boczne nacięcie wzdłuż linii napięcia skóry od linii środkowej odcinka lędźwiowego na lewym boku. Następnie przeciąć ścianę mięśniową lewej flanki, aby uwidocznić lewą nerkę. Ostrożnie popchnij i oddziel lewą nerkę od otaczającej tkanki za pomocą kleszczy.Następnie zidentyfikuj szypułkę nerkową. Zacisnąć lewą szypułkę nerkową za pomocą klipsa mikronaczyniowego. Potwierdź niedokrwienie przez widoczną zmianę koloru nerek z różowego na ciemnoczerwony.Aby uniknąć wysuszenia podczas zaciskania, przykryj nerkę sterylnymi, mokrymi wacikami z solą fizjologiczną. Po 25 minutach otwórz lewy klips mikronaczyniowy, aby rozpocząć reperfuzję lewej nerki. Zwróć nerkę do jamy brzusznej.Zamknij jamę brzuszną za pomocą wchłanialnych materiałów szwowych 6/0. Obserwuj mysz, aż zacznie się swobodnie poruszać i karmić. Niedokrwienie nerek po zaciśnięciu szypułki nerki pokazano tutaj.Zmiana koloru nerek z różowego na ciemnoczerwony ujawnia, że perfuzja nerek stała się niewystarczająca. W porównaniu z grupą kontrolną, stężenie azotu mocznikowego i kreatyniny w surowicy krwi wzrosło dwa dni po reperfuzji nerkowej. Technika ta toruje naukowcom drogę do zbadania nowych podejść terapeutycznych przeciwko ostremu uszkodzeniu nerek.

technical-refinement-bilateral-renal-ischemia-reperfusion-mouse-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisujemy modele umiarkowanego i ciężkiego uszkodzenia nerek wywołanego niedokrwieniem i reperfuzją, w których myszy przechodzą jednostronne zaciskanie szypułki nerki, po którym następuje równoczesna lub opóźniona nefrektomia przeciwległa. Modele te konsekwentnie powodują dysfunkcję nerek i zwłóknienie pourazowe, ale ciężkość urazu i przeżycie zależą od pochodzenia myszy, wieku i sprzętu chirurgicznego.

Model niedokrwienno-reperfuzyjny ostrego uszkodzenia nerek i zwłóknienia pourazowego u myszy

Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.

Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością u hospitalizowanych pacjentów. W tym miejscu przedstawiamy prosty i skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek i zapewniamy sekwencyjny przegląd reprezentatywnych zmian patologicznych obserwowanych w nerkach.

Skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej

Tutaj opisujemy szczegółową procedurę niedokrwienia jelit u myszy, która prowadzi do powtarzalnego uszkodzenia bez śmiertelności, aby zachęcić do standaryzacji tej techniki w całej dziedzinie. Ten model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit może być wykorzystany do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów uszkodzenia i regeneracji.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit

Ten artykuł opisuje procedurę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe u myszy. Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym służy do modelowania ludzkich patologii charakteryzujących się upośledzonym dostarczaniem tlenu i składników odżywczych do siatkówki, umożliwiając naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów komórkowych i metod leczenia chorób układu...

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

Ten protokół opisuje indukcję modelu niedokrwienia-reperfuzji (IR) na skórze ucha myszy za pomocą zaciskania magnesem. Korzystając z niestandardowego modelu obrazowania przyżyciowego, badamy in vivo reakcje zapalne po reperfuzji. Uzasadnieniem dla opracowania tej techniki jest poszerzenie wiedzy na temat tego, w jaki sposób leukocyty reagują na uszkodzenia skóry w podczerwieni.

Indukowanie uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w skórze ucha myszy w celu przyżyciowego obrazowania wielofotonowego odpowiedzi immunologicznych

Mysi model niedokrwienia i reperfuzji mózgu został stworzony w celu zbadania patofizjologii udaru. Podwiązujemy dystalnie prawą środkową tętnicę mózgową i prawą tętnicę szyjną wspólną i przywracamy przepływ krwi po 10 lub 40 minutach niedokrwienia.

Mysi model zamknięcia dwóch naczyń niedokrwienia mózgu-reperfuzji

Poznaj udoskonaloną technikę obustronnej niedokrwienia i reperfuzji nerek u myszy C57BL/6 do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek. Metoda zapewnia powtarzalne wyniki i wspiera rozwój nowych terapii nefrologicznych.

Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

Przeglądaj więcej filmów