Name: Znieczulenie i intubacja młodzieńczych szczeniąt myszy do kardiochirurgii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Naucz się znieczulenia i intubacji 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J do kardiochirurgii. Ta metoda minimalizuje śmiertelność i umożliwia badania serca, płuc oraz przełyku u młodych osobników.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez NHMRC Program Grant [ID 1074386], grant Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research [RMG] oraz grant od RT Hall Trust [RMG & SEI].

Wszystkie opisane eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Szpitala Garvan/St Vincent's zgodnie z Australijskim Kodeksem Postępowania w Opiece i Wykorzystywaniu Zwierząt do Celów Naukowych oraz wytycznymi ARRIVE, a wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone przez doświadczonego chirurga małych zwierząt (JW) pod kierunkiem anestezjologa dziecięcego (JJS).
1. Przygotowanie instrumentów
<ol>
	<li>W dniu operacji należy wyposażyć się w specjalistyczny sprzęt do intubacji 10-dniowych szczeniąt (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A,B). Obejmuje to lampę rozgrzewającą, platformę intubacyjną, światło światłowodowe, małe kleszcze, laryngoskop wykonany z kawałka drutu miedzianego o średnicy 0,02 mm (o długości 60 mm z końcem drutu uformowanym w okrąg o średnicy 3 mm pod kątem 175°; <silna klasa="xfig">Rysunek 1B), oraz plastikowa kaniula dożylna (iv.) o średnicy 24, która jest używana jako rurka dotchawicza</li>.
	<li>Upewnij się, że kaniula składa się z plastikowej rurki o długości 19 mm (średnica zewnętrzna 0.7 mm) podłączonej do plastikowego żeńskiego adaptera luer lock o średnicy 21 mm (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1B). Usztywnij rurkę kaniuli, wkładając kawałek drutu miedzianego za pomocą adaptera luer lock. Użyj kaniuli o całkowitej objętości 130 μL dla myszy o objętości oddechowej ~8 μL/g13,14.</li>
</ol>
2. Znieczulenie 10-dniowych myszy
<ol>
	<li>W dniu zabiegu należy wyjąć matkę z klatki z 10-dniowymi młodymi C57BL/6J i umieścić klatkę na podkładce rozgrzewającej (37 °C).</li>
	<li>Znieczulić młode za pomocą 10 μl na g masy ciała we wstrzyknięciu dootrzewnowym za pomocą strzykawki insulinowej o pojemności 0,5 ml i igły 29 G z ketaminą/ksylazyną/atropiną w proporcjach wyszczególnionych w tabeli 1 dla różnych grup wagowych.</li>
	<li>Natychmiast po wstrzyknięciu należy umieścić szczenię w ogrzewanej (37 °C) komorze z pleksiglasu, która została wstępnie natleniona 100% tlenem.</li>
</ol>
3. Intubacja 10-dniowych myszy
<ol>
	<li>Po 3-4 minutach natleniania przenieś szczenię na platformę do intubacji, zasadniczo tak jak u dorosłych myszy. Wykonaj to z szczeniakiem w pozycji leżącej na plecach (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C) lub zawieszonym pod kątem 45°15. Utrzymuj temperaturę za pomocą podgrzewającej lampy.
	<ol>
		<li>Przed intubacją oceń głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania łapy. Aby intubacja była optymalna, odruch szczypania łapy musi być nadal obecny, ale znacznie zmniejszony w porównaniu z odruchem przytomnego zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po przymocowaniu znieczulonego szczeniaka na wznak do platformy intubacyjnej (<silna klasa="xfig">Ryc. 1C), przytrzymaj język małymi kleszczami i użyj laryngoskopu wykonanego z kawałka miedzianego drutu (<silna klasa="xfig">Ryc. 1B), aby odsłonić głośnię i struny głosowe. Wspomaganie wizualizacji strun głosowych poprzez trans-oświetlenie za pomocą elastycznego światła światłowodowego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1D).</li>
	<li>Za pomocą usztywnionej kaniuli przechyl kaniulę tak, aby koniec luer lock znajdował się nieco niżej (~10°) niż końcówka, a gdy tylko struny głosowe się rozdzielą, włóż kaniulę i przesuwaj ją, aż adapter luer lock znajdzie się tuż poza ustami. Usuń drut natychmiast po intubacji. 
	UWAGA: U myszy w tym wieku nie oczekuje się oporu podczas intubacji, chyba że kaniula jest zbyt daleko wysunięta, a opór jest odczuwalny ze strony cariny.
	<ol>
		<li>Oceń głębokość znieczulenia po intubacji na podstawie zdolności zwierzęcia do spontanicznego oddychania. Potwierdź pomyślną intubację tchawicy spontanicznie oddychających szczeniąt, krótko blokując cewnik intubacyjny, aby sprawdzić, czy zapobiega to ruchom klatki piersiowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Natychmiast przenieś zaintubowane szczenię do podkładki rozgrzewającej (37 °C) i podłącz kaniulę dotchawiczą do respiratora dostarczającego 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1 l/min przy 30 μl/udar, 40 μl/udar lub 50 μl/udar dla odpowiednio 3,15-4,59 g, 4,50-5,49 g lub 5,50-8,10 g szczeniąt i 150 uderzeń/min.</li>
	<li>Wykonuj te procedury szybko, w ciągu <15 sekund, aby zminimalizować ponowne oddychanie.</li>
</ol>
4. Operacja zawału mięśnia sercowego u 10-dniowych myszy
<ol>
	<li>Aby wywołać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia do zabiegu, należy przełączyć gaz dopływający do respiratora ze 100% tlenu na 4,5% izofluranu w tlenie (stężenie izofluranu określa parownik) na 4-5 minut.
	<ol>
		<li>Po zmianie na izofluran należy ponownie potwierdzić intubację tchawicy, sprawdzając, czy częstotliwość ruchów ściany klatki piersiowej jest równa częstotliwości ruchu respiratora. Utrata spontanicznego oddechu, a następnie brak odruchu szczypania ogona lub łapy wskazuje, że osiągnięto chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia (po 4-5 minutach).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie za pomocą 2% izofluranu w tlenie.</li>
	<li>Wykonaj operację zawału mięśnia sercowego pod mikroskopem chirurgicznym (obiektyw 10x i 16x) zgodnie z opisem w16.
	<ol>
		<li>Kilkakrotnie zdezynfekuj skórę okrężnymi ruchami, nakładając naprzemiennie peeling na bazie jodu lub chlorheksydyny i 70% alkoholu. Za pomocą cienkich nożyczek wykonaj poziome nacięcie skóry między trzecim a czwartym żebrem (czwarta przestrzeń międzyżebrowa) w lewej bocznej ścianie klatki piersiowej. Za pomocą cienkich kleszczy otwórz klatkę piersiową przez rozwarstwienie przestrzeni międzyżebrowej i użyj retraktora, aby utrzymać otwartą przestrzeń.</li>
		<li>Wywołać zawał mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej tuż dystalnie do uszka lewego przedsionka za pomocą nici monofilamentowej 9-0 z polipropylenu. Po ~10 minutowej operacji zawału zamknij skórę 7-0 prolenem i zdezynfekuj nacięcie betadyną. Oczyść szczenię z krwi 70% etanolem lub solą fizjologiczną. 
		UWAGA: Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej u młodych w wieku przedaemerytalnym jest zasadniczo bezkrwawe, podobnie jak w przypadku podwiązaniów dorosłych.</li>
		<li>Podawać jeden po drugim za pomocą strzykawki insulinowej 0,5 ml i igły 29 g: atipamezol (1-5 mg/kg, 10 μL, dootrzewnowowy) w celu szybkiego powrotu do sedacji, analgezji (buprenorfina, 0,075 mg/kg, 10 μl, podskórnie) i soli fizjologicznej (50 μl, dootrzewnowo).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pozwolić zwierzętom na powrót do zdrowia poprzez odstawienie izofluranu. Upewnij się, że spontaniczne oddychanie zostanie wznowione w ciągu kilku minut.
	<ol>
		<li>Wróć szczeniaka do ogrzanej, wstępnie natlenionej komory i stale monitoruj podczas rekonwalescencji, aż do odzyskania odruchu prostowania, w którym to momencie należy ekstubować szczenię.</li>
		<li>Delikatnie przetrzyj szczeniaka ściółką z domowej klatki, utrzymuj go w cieple, sprawdź, czy oddech jest regularny i czy szczenię jest zdolne do spontanicznych ruchów. Zmniejszy to kanibalizm pooperacyjny przy tamie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść matkę z powrotem w klatce, gdy wszystkie młode w pełni wyzdrowieją ze znieczulenia. 
	UWAGA: Całkowity czas potrzebny na przygotowanie, znieczulenie, intubację, operację i rekonwalescencję jednego szczeniaka może wynosić od 40 do 60 minut.</li>
	<li>Matka domowa i młode na noc w klatce umieszczonej w połowie na/w połowie poza podkładką rozgrzewającą o temperaturze 37 °C.</li>
</ol>
5. Pooperacyjna ocena wielkości zawału
<ol>
	<li>W 3 dniu po operacji znieczulij młode, umieszczając je w komorze z pleksiglasu wstępnie zrównoważonej 4,5% izofluranem w tlenie przy natężeniu przepływu 1 ml / min.</li>
	<li>Po osiągnięciu chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia (po 4-5 minutach), ocenianej na podstawie odruchu szczypania łapy, wyjmij szczenię z komory i zabezpiecz w pozycji leżącej na podkładce rozgrzewającej, przyklejając ogon.</li>
	<li>Umieść nić na siekaczach i taśmie na miejscu, aby głowa była wyprostowana i umieść głowę w stożku nosowym podłączonym do respiratora dostarczającego 4,5% izofluranu w tlenach przy 200 μl / udar, 150 uderzeń / min. Utrzymuj chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia z 2% izofluranem w tlenie.</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę 70% etanolem. Za pomocą cienkich nożyczek wykonaj 1 cm nacięcie w skórze nad prawą tętnicą szyjną wspólną wzdłuż tchawicy i kaniuluj odsłonięte naczynie za pomocą rurki polietylenowej o pojedynczym prześwicie (OD 0,61 mm, ID 0,28 mm), aby podać 0,2 ml heparynizowanej soli fizjologicznej (200 U) przez 1 minutę, aby zapobiec krzepnięciu krwi.</li>
	<li>Zwiększ zawartość izofluranu do 4,5% tlenu przez 1 minutę, a następnie szybko podaj 0,2 ml 3,3 M KCl w ciągu 2 sekund, aby zatrzymać rozkurcz serca.</li>
	<li>Wyciąć prawą żyłę szyjną przez to samo nacięcie i przeciąć ją. Perfranować serce 0,2 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), a następnie perfaktorować 0,1 ml 0,2% błękitu alckiego, aby zabarwić odległy mięsień sercowy bez zawału. Sprawdź udaną perfuzję, o czym świadczy wypłukanie krwi, PBS, a następnie Alcian Blue przez żyłę szyjną.</li>
	<li>Otwórz klatkę piersiową i wytnij serce, preparując otaczającą tkankę łączną i naczynia, aby uwolnić serce. Przepłucz serce w PBS, w razie potrzeby usuń przedsionki i sfotografuj serce za pomocą kamery zamontowanej na mikroskopie chirurgicznym za pomocą obiektywu 10x.</li>
</ol>

<ol><li>Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+animal+models+of+heart+failure+related+to+coronary+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease.</a> Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).</li>
<li>Porrello, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+regenerative+potential+of+the+neonatal+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart.</a> Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).</li>
<li>Porrello, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+neonatal+and+adult+mammalian+heart+regeneration+by+the+miR-15+family%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).</li>
<li>Naqvi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+proliferative+burst+during+preadolescence+establishes+the+final+cardiomyocyte+number%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number.</a> Cell. 157 (4), 795-807 (2014).</li>
<li>Bogush, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DUSP5+expression+in+left+ventricular+cardiomyocytes+of+young+hearts+regulates+thyroid+hormone+%28T3%29-induced+proliferative+ERK1%2F2+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling.</a> Scientific Reports. 10 (1), 21918(2020).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia.+Third+edition%22">Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition</a>. , Elsevier Inc. (2009).</li>
<li>Iismaa, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+hypertrophy+limits+infarct+expansion+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice.</a> Scientific Reports. 8 (1), 6114(2018).</li>
<li>Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+models+for+cardiac+regeneration+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice.</a> Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).</li>
<li>Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/">https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/</a> (2019).</li>
<li>University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf">https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf</a> (2019).</li>
<li>Paddleford, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaddleford%2C+R+%22Manual+of+Small+Animal+Anaesthesia.+Second+edition%22">Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition</a>. , Masson. (2000).</li>
<li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+anesthesia%2C+analgesia%2C+and+care%2C+Part+I%3A+anesthetic+considerations+in+preclinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Institute+for+Laboratory+Animal+Research+Journal%22%5BJournal%5D)">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).</li>
<li>Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acoustic+plethysmography+measures+breathing+in+unrestrained+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice.</a> Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).</li>
<li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visulaized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755(2014).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+methods+of+inducing+transverse+aortic+stenosis+and+myocardial+infarction+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Asia+Pacific+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse.</a> Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).</li>
<li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+intubation+of+10-Day+old+C57BL%2F6J+mouse+pups+for+cardiothoracic+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Research+Square%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery.</a> Research Square. , (2021).</li>
<li>Silver, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Genetics%3A+Concepts+and+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Mouse+Genome+Informatics%2C+The+Jackson+Laboratory%22%5BJournal%5D)">Mouse Genetics: Concepts and Applications.</a> Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).</li>
<li>West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allometric+scaling+of+metabolic+rate+from+molecules+and+mitochondria+to+cells+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).</li>
<li>Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+metabolism+and+transport+pathways+in+the+rodent+and+human+fetal+liver%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Science%22%5BJournal%5D)">Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver.</a> International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).</li>
<li>Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+oxygen+supplementation+on+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Obecnie nie ma dobrze udokumentowanych metod znieczulenia i intubacji 10-dniowych myszy do kardiochirurgii. W tym celu dostosowaliśmy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny do masy ciała, przy czym dawki 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg i 50/6/0,18 mg/kg ułatwiły intubację szczeniąt o odpowiednio niskiej (3,15-4,49 g), średniej (4,50-5,49 g) i wysokiej (5,50-8,10 g) masie ciała. Przeżycie po intubacji korelowało z masą ciała (odpowiednio 59%, 70% i 80% dla grup o niskiej, średniej i wysokiej masie ciała). Biorąc...

Modele mysie są nieocenionymi narzędziami w badaniach przedklinicznych kardio-torakologicznych, w szczególności ze względu na łatwość, z jaką można generować genetycznie zmodyfikowane linie myszy, a także łatwość, z jaką myszy mogą być chirurgicznie manipulowane, aby dostarczyć modele chorób patologicznych, które umożliwiają, na przykład, badanie regeneracji mięśnia sercowego po urazie serca1. W związku z tym interesujące jest to, że w przeciwieństwie do dorosłych myszy, u których kardiomiocyty wycofały się z cyklu komórkowego, 0-2-dniowe serca myszy noworodków naprawiają się z minimalnymi bliznami po resekcji wierzchołkowej lub indukcji zawału mięśnia sercowego2,3,4. Natomiast 7-dniowe serca noworodków regenerują się niecałkowicie z większą częstością bliznowacenia2, 3. Ponieważ kardiomiocyty w wierzchołku lewej komory zachowują zdolność proliferacyjną do 2 tygodni po urodzeniu, badania mechanistyczne regeneracji po urazie serca u myszy w wieku 0-14 dni mogą być pouczające dla identyfikacji celów terapeutycznych dla regeneracji uszkodzonego dorosłego serca5.
Rozwój mysich modeli uszkodzenia serca obejmuje manipulację chirurgiczną pod narkozą. Wymaga to otwarcia klatki piersiowej w celu uzyskania dostępu do serca, co zazwyczaj wymaga intubacji i wentylacji mechanicznej. Szczep myszy, masa ciała i wiek wpływają na wrażliwość na środki znieczulające6. Dorosłe myszy mogą być znieczulone szeroką gamą środków, przy czym powszechnym schematem intubacji jest ketamina/ksylazyna/atropina w dawce 100/13/0,5 mg/kg<klasa sup="xref">6,<klasa sup="xref">7. Nowonarodzone myszy (w wieku 0-7 dni) nie mają centralnego odruchu bólowego i mogą być skutecznie unieruchomione na lodzie i poddane operacji bez intubacji6,8,9. Młode (8-14-dniowe) młode myszy nie mogą być znieczulone hipotermią9,10; Wymagają intubacji do zabiegu kardio-torakochirurgicznego. Nie ma wcześniejszych badań dotyczących kardiochirurgii klatki piersiowej u myszy w wieku poniżej 14 dni przed upływem 14 dni. Z naszego doświadczenia wynika, że intubacja znieczulonych izofluranem myszy w wieku przedazwierzęcym poniżej 14 dni jest trudna. Zalecany schemat znieczulania do wstrzykiwań zgłaszany dla myszy w wieku powyżej 7 dni to 50-150 mg/kg ketaminy i 5-10 mg/kg ksylazyny10. Dorastające myszy nadal rozwijają się neurologicznie, a ich reakcje na leki i metabolizm leków są bardzo różne od reakcji dorosłych zwierząt6. Stwarza to zwiększone ryzyko zaburzenia równowagi płynów, elektrolitów i kwasów zasadowych, a także hipoglikemii i hipotermii nie tylko ze względu na ich wysokie tempo przemiany materii, które szybko wyczerpuje ich ograniczone zapasy energii, ale także z powodu ich niedojrzałości termoregulacyjnej6,11,12. W związku z tym istnieje niewiele informacji na temat schematów znieczulających, które zarówno ułatwiają intubację, jak i maksymalizują przeżycie myszy w wieku przedagennym.
Tutaj empirycznie dostosowaliśmy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J o wadze od 3 do 8 g, aby osiągnąć płaszczyznę znieczulenia wystarczającą do umożliwienia intubacji dotchawiczej w celu przeprowadzenia kolejnej operacji kardiochirurgicznej, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt. Udoskonaliliśmy również praktyki obchodzenia się ze zwierzętami, aby zmniejszyć śmiertelność z powodu intubacji, operacji i pooperacyjnego kanibalizmu matek.

<table><tbody><tr><td>Atipamezole (Antisedan)</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>ATIP I</td><td></td></tr><tr><td>Atropine 600 mcg/mL</td><td>Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd</td><td>1957699 PFIZER-0143386</td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Livingstone International</td><td>BU0520</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (Temgesic)</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>TEMG I</td><td></td></tr><tr><td>Światło światłowodowe</td><td>Leica&nbsp;</td><td>3011350</td><td>CLS 150X</td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>GraphPad Software, LLC</td><td>Wersja 9.1.2</td><td></td></tr><tr><td>Platforma intubacyjna&nbsp;</td><td>-</td><td></td> <td>Dowolne solidne pudełko (np. Plastikowe pudełko na końcówki) o przybliżonych wymiarach 12 (dł.) x 8,5 x (szer.) x 7,5 cm (wys.)</td></tr> <tr><td>Isoflurane</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>ISOF 07</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 100 mg / ml</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>KETAI1</td><td></td></tr><tr><td>Plastikowa kaniula dożylna o rozmiarze 24 Polywin Bezpieczeństwo&nbsp;</td><td>BD Insyte&nbsp;</td><td>CE0086</td><td>Rurka z tworzywa sztucznego o długości 19 mm (średnica zewnętrzna 0,7 mm) przymocowana do plastikowego żeńskiego adaptera Luer Lock 21 mm; całkowita objętość pierścienia 130 &mu; L</td></tr><tr><td>Rurka polietylenowa o pojedynczym przeźlumencie</td><td>Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW</td><td></td><td>Średnica zewnętrzna 0,61 mm, średnica wewnętrzna 0,28 mm</td></tr><tr><td>Małe kleszcze</td><td>FST</td><td>NR 11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny (opcjonalna kamera)</td><td>Leica&nbsp;</td><td>M651 (kamera Leica IC80 HD)</td><td>Szew obiektywowy 10x i 16x</td></tr><tr><td>7-0 prolene</td><td>Ethicon</td><td>8708H</td><td></td></tr><tr><td>Szew 9-0 monofilament polipropylenowy</td><td>Blat Ethicon</td><td>2813</td><td></td></tr><tr><td>V-1 z aktywnym oczyszczaczem izofluranu system znieczulenia</td><td>VetEquip</td><td>901820</td><td></td></tr><tr><td>Wentylowana 2-litrowa komora indukcyjna z pleksi</td><td>VetQuip Pty Ltd</td><td>942102</td><td>25 cm (dł.) x 13 cm (szer.) x 11 cm (H)</td></tr><tr><td>Lampa grzewcza</td><td>Brilant Lighting</td><td>99223</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>XYLA Z 2</td><td></td></tr></tbody></table>

znieczulenie i intubacja młodzieńczych szczeniąt myszy do kardiochirurgii

Anesthesia and Intubation of Preadolescent Mouse Pups for Cardiothoracic Surgery

Mysie modele chirurgiczne odgrywają ważną rolę w badaniach przedklinicznych. Mechanistyczny wgląd w regenerację mięśnia sercowego po urazie serca można uzyskać dzięki modelom kardiochirurgii klatki piersiowej u myszy w wieku 0-14 dni, których kardiomiocyty, w przeciwieństwie do dorosłych, zachowują zdolność proliferacyjną. Młode myszy w wieku do 7 dni są skutecznie unieruchomione przez hipotermię i nie wymagają intubacji do operacji kardiochirurgicznej. Młode (8-14-dniowe) młode myszy wymagają jednak intubacji, ale jest to trudne i niewiele jest informacji na temat znieczulenia, które ułatwiłoby intubację. Tutaj przedstawiamy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J, które umożliwiają intubację dotchawiczą, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt. Empiryczne dostosowanie schematów dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny do masy ciała wykazało, że odpowiedź na znieczulenie młodych myszy o różnej masie ciała była nieliniowa, przy czym dawki 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg i 50/6/0,18 mg/kg ułatwiały intubację szczeniąt o masie ciała między 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) i 5,50-8,10 g (n = 20), odpowiednio. Młode o niższej masie ciała wymagały więcej prób intubacji niż cięższe młode (p < 0,001). Przeżycie po intubacji korelowało z masą ciała (59%, 70% i 80% odpowiednio dla grup o niskiej, średniej i wysokiej masie ciała, R2 = 0,995). W przypadku operacji zawału mięśnia sercowego po intubacji indukowano chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia z 4,5% izofluranem w 100% tlenu i utrzymywano 2% izofluranem w 100% tlenie. Przeżycie po operacji było podobne dla trzech grup wagowych i wynosiło 92%, 86% i 88% (p = 0,91). Wraz z udoskonaleniami w praktykach obchodzenia się ze zwierzętami w zakresie intubacji i operacji oraz zminimalizowaniem kanibalizacji przez matkę po operacji, całkowite przeżycie całej procedury (intubacja plus operacja) korelowało z masą ciała (55%, 60% i 70% odpowiednio dla grup o niskiej, średniej i wysokiej wadze, R2 = 0,978). Biorąc pod uwagę trudności napotkane podczas intubacji 10-dniowych szczeniąt i związaną z tym wysoką śmiertelność, zalecamy ograniczenie kardiochirurgii u 10-dniowych szczeniąt do szczeniąt o masie ciała co najmniej 5,5 g.

Znieczulenie myszy w 10. dniu życia. Szczenięta w 10. dniu życia można znieczulić 4,5% izofluranem w ciągu 4-5 min; jednakże budzą się one z narkozy w trakcie przygotowań do intubacji. Ze względu na niewielki rozmiar organizmów, intubacja pod narkozą izofluranową podawaną za pomocą standardnego stożka nosowego jest niewykonalna. Wcześniej stosowaliśmy schemat znieczulenia ketamina/ksylazyna/atropina w dawkach odpowiednio 100/13/0,5 mg/kg podczas operacji kardiochirurgicznych u szczeniąt w 15. i 21. dniu ...

Modele chirurgiczne kardio-torakochirurgiczne u myszy w wieku >7 dni wymagają intubacji, ale jest to wyzwanie dla młodych (8-14-dniowych) mysich szczeniąt i niewiele jest informacji na temat schematów anestezjologicznych do intubacji. W tym miejscu przedstawiamy schematy dawkowania ketaminy/ksylazyny/atropiny u 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J, które umożliwiają intubację dotchawiczą, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt.

Znieczulenie i intubacja młodzieńczych szczeniąt myszy do kardiochirurgii

Murine surgical models play an important role in preclinical research. Mechanistic insights into myocardial regeneration after cardiac injury may be ...

Nasz protokół jest pierwszą udokumentowaną metodą znieczulenia i intubacji dotchawiczej młodych myszy w wieku przednastoletnim do kardiochirurgii. Opracowaliśmy schematy znieczulenia, specjalistyczny sprzęt i specjalne praktyki obsługi, które umożliwiają intubację dotchawiczą 10 = jednodniowych szczeniąt myszy C57 Black Six J do kardiochirurgii, jednocześnie minimalizując śmiertelność zwierząt. Przewidujemy, że operator doświadczony w intubacjach dorosłych może osiągnąć biegłość w intubacji przed nastolatkiem po ćwiczeniu na 10 miotach po siedem do ośmiu szczeniąt.W dniu eksperymentu należy zainstalować specjalistyczny sprzęt do intubacji 10-dniowych szczeniąt, jak opisano w manuskrypcie. Do operacji użyj kaniuli składającej się z plastikowej rurki o długości 19 milimetrów przymocowanej do 21-milimetrowego plastikowego adaptera żeńskiego zamka na przynętę. Usztywnij rurkę kaniuli, wkładając kawałek drutu miedzianego za pomocą adaptera blokady przynęty.Przymocuj znieczulone szczenię na wznak do platformy intubacyjnej. Przed intubacją znieczulonego szczeniaka należy sprawdzić głębokość znieczulenia za pomocą odruchu szczypania łapy. Odruch szczypania łapy musi być obecny, ale znaczni

anesthesia-intubation-preadolescent-mouse-pups-for-cardiothoracic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Mysi model niedokrwienia mięśnia sercowego i prekondycjonowania niedokrwiennego jest ważnym narzędziem do badania mechanizmów kardioprotekcyjnych in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ dla IP serca, wykorzystujący system obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej.

Zastosowanie systemu obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej u myszy

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Glikokaliks śródbłonka/warstwa powierzchniowa śródbłonka jest idealnie badana za pomocą mikroskopii przyżyciowej.  Mikroskopia przyżyciowa jest technicznie trudna w przypadku poruszającego się narządu, takiego jak płuca.   Pokazujemy, w jaki sposób można wykorzystać jednoczesną mikroskopię jasnego pola i mikroskopię fluorescencyjną do oszacowania grubości warstwy powierzchniowej śródbłonka w swobodnie poruszającym się płucu myszy in vivo.

In vivo (in vivo) Pomiar warstwy powierzchniowej śródbłonka płucnego myszy

Mysia pneumonektomia jest powszechnie stosowanym modelem kompensacyjnego wzrostu płuc. Procedura ta może być stosowana w połączeniu ze śledzeniem linii lub transgenicznymi modelami myszy w celu wyjaśnienia podstawowych mechanizmów.

Mysi model pneumonektomii kompensacyjnego wzrostu płuc

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Tutaj opisujemy analizę pętli ciśnienia i objętości serca pod wpływem rosnących dawek dożylnie podawanego izoproterenolu w celu określenia wewnętrznej funkcji serca i rezerwy β-adrenergicznej u myszy. Do pomiarów pętli ciśnienie-objętość stosujemy zmodyfikowane podejście z otwartą klatką piersiową, w którym uwzględniamy wentylację z dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym.

Odpowiedź serca na stymulację β-adrenergiczną określona na podstawie analizy pętli ciśnienie-objętość

Przedstawiamy protokół odsłaniania pnia mózgu dorosłej myszy od strony brzusznej. Dzięki zastosowaniu soczewki o indeksie gradientowo-refrakcyjnym z miniaturowym mikroskopem, obrazowanie wapnia można wykorzystać do zbadania aktywności somatów nerwowych dolnych oliwek in vivo.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapnia u myszy z oliwek dolnych

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Niniejszy film i protokół demonstrują sposób implantacji pokrytego szkłem okna czaszkowego u gryzoni. Preparaty te mogą być wykorzystywane do przewlekłego obrazowania dwufotonowego neocortex in vivo w skalach czasowych obejmujących wiele miesięcy. Mogą one być również stosowane w innych rodzajach obrazowania, w tym w obrazowaniu sygnałów optycznie immanentnych.

Procedura kraniotomii w celu przewlekłego obrazowania mózgu

Naucz się znieczulenia i intubacji 10-dniowych szczeniąt myszy C57BL/6J do kardiochirurgii. Ta metoda minimalizuje śmiertelność i umożliwia badania serca, płuc oraz przełyku u młodych osobników.

Znieczulenie i intubacja młodzieńczych szczeniąt myszy do kardiochirurgii

Przeglądaj więcej filmów