Name: Połączone makroporowate rusztowania 3D z prętów mikrożelowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-16T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Poznaj metodę mikrofluidycznej produkcji mikrożelowych prętów tworzących makroporowate rusztowania 3D. Technika ta wspiera interakcje komórkowe i regenerację tkanek poprzez większe pory i zmniejszoną ilość materiału syntetycznego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wyrażamy naszą wdzięczność współautorom naszej poprzedniej pracy, na której opiera się ta metodologia, Céline Bastard, Luis P. B. Guerzoni, Yonca Kittel, Rostislav Vinokur, Nikolai Born i Tamás Haraszti. Z wdzięcznością dziękujemy za dofinansowanie z Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) w ramach projektu B5 i C3 SFB 985 "Funkcjonalne mikrożele i systemy mikrożelowe". Przyjmujemy do wiadomości dofinansowanie przez Senacką Komisję ds. Konkurencji im. Leibniza (SAW) w ramach programu Professorinnenprogramm (SAW-2017-PB62: BioMat). Serdecznie dziękujemy za dofinansowanie ze strony Komisji Europejskiej (EUSMI, 731019). Prace te zostały częściowo wykonane w Centrum Technologii Polimerów Chemicznych (CPT), które było wspierane przez UE i kraj związkowy Nadrenia Północna-Westfalia (grant EFRE 30 00 883 02).

1. Wymagane materiały i przygotowania do mikroprzepływów
<ol>
	<li>W opisanym procesie mikrofluidycznym należy wykorzystać szklane strzykawki o pojemności 1 mL i 5 mL oraz pompy strzykawkowe. Formowanie kropel na chipie jest obserwowane za pomocą mikroskopu odwróconego wyposażonego w kamerę wysokiej rozdzielczości.</li>
	<li>Projekt chipu mikrofluidycznego (Ryc. 1B) należy przygotować w oprogramowaniu do wspomaganego komputerowo projektowania (CAD), a następnie wykonać matrycę główną zgodnie z wcześniej opisaną metodą12.</li>
	<li>Kontrolowane naświetlanie UV należy przeprowadzić za pomocą własnoręcznie wykonanej diody UV-LED (λ = 365 nm, średnica wiązki ~4.7 mm), zapewniającej natężenie promieniowania 957 mW/cm2 przez szkło okrywowe o grubości 0.13 mm. 
	UWAGA: Należy wziąć pod uwagę możliwość lokalnego wydzielania ciepła przez diodę UV-LED podczas naświetlania. W takim przypadku należy zapewnić odpowiednie chłodzenie za pomocą zewnętrznego przepływu powietrza.</li>
</ol>
2. Produkcja urządzenia mikrofluidycznego
UWAGA: Produkcja urządzenia mikroprzepływowego opiera się na poprzedniej publikacji13.
<ol>
	<li>Przygotować 20 g mieszaniny polidimetylosiloksanu (PDMS) i czynnika sieciującego w stosunku 10:1 (masowo). Mieszać intensywnie przez 3 min.</li>
	<li>Wymieszać 60 mg Oil Red O w 2,0 g toluenu. Dodać 50 µL roztworu Oil Red O w toluenie do mieszaniny PDMS. Mieszać do uzyskania jednorodnego rozkładu koloru, aby zmniejszyć niepożądane rozpraszanie światła i utrzymać skupienie plamki podczas żelowania na chipie.</li>
	<li>Usunąć pęcherzyki powietrza, umieszczając mieszaninę w deskryptorze wyposażonym w pompę próżniową.</li>
	<li>Odlać mieszaninę PDMS do formy matrycowej do wysokości 5-5,5 mm i ponownie odgazować.</li>
	<li>Pozostawić PDMS do utwardzenia przez 18 h w temperaturze pokojowej, aby uniknąć degradacji barwnika diazo.</li>
	<li>Wyciąć strukturę z PDMS i wykonać otwory wlotowe oraz wylotowe w strukturze za pomocą narzędzia do pobierania rdzeni liniowych (średnica wewnętrzna 0,77 mm, średnica zewnętrzna 1,07 mm).</li>
	<li>Wielokrotnie (5x) przemyć PDMS i szkiełko przykrywowe izopropanolem oraz wodą dejonizowaną, a następnie po każdym etapie mycia usunąć ciecz za pomocą strumienia sprężonego powietrza lub azotu.</li>
	<li>Poddać wysuszone szkło i PDMS wspólnej obróbce w piecu plazmowym przy ciśnieniu 0,2 mbar, z przepływem tlenu 20 mL/min przez 60 s przy mocy 100 W, a następnie połączyć bezpośrednio, aby związać szkło i PDMS w celu utworzenia urządzenia mikroprzepływowego. 
	UWAGA: Unikać wyginania struktury PDMS podczas procesu wiązania, aby zminimalizować deformację struktury kanałów.</li>
	<li>Aby nadać kanałom chipa mikroprzepływowego właściwości hydrofobowe, umieścić urządzenie wraz z 50 µL trichloro-(1H,1H,2H,2H-perfluoroctyl)-silanu w deskryptorze pod próżnią przez noc (zamknąć połączenie z pompą po obniżeniu ciśnienia par). Przepłukać zewnętrzną stronę urządzenia hydrofluoroeterem. 
	OSTRZEŻENIE: Wykonywać te kroki w dygestorium i unikać jakiegokolwiek kontaktu z perfluorosilanem. Używać szklanego deskryptora próżniowego uszczelnionego smarem. Dokładnie oczyścić deskryptor przed wykorzystaniem do innych celów.</li>
</ol>
3. Przygotowanie roztworów do mikroprzepływów
<ol>
	<li>W celu przygotowania ciągłej fazy olejowej zmieszać olej parafinowy i heksadekan (1:1 v/v) oraz dodać 8% (w/w) niejonowego surfaktantu. Napełnić jedną strzykawkę szklaną o pojemności 1 mL (pierwszy olej, Rysunek 1) i jedną strzykawkę szklaną o pojemności 5 mL (drugi olej, Rysunek 1).</li>
	<li>Przygotować roztwory prepolimerów do fazy rozproszonej w brązowych fiolkach szklanych, aby zapobiec rozkładowi fotoinicjatora i niezamierzonej żelacji.
	<ol>
		<li>Roztwór prepolimeru komponentu aminowego zawierający GRGDS-PC
		<ol>
			<li>Dla roztworu o objętości 300 µL odważyć 33,3 mg gwiaździstego polietylenoglikolu-akrylanu (sPEG-AC) i 3,03 mg fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosfinianu litu (LAP).</li>
			<li>Rozpuścić 18,74 mg chlorowodorku 2-aminoetylometakrylanu (AMA) w 1,5 mL wody dejonizowanej i przepuścić roztwór przez filtr strzykawkowy (rozmiar porów 0,20 µm). 
			UWAGA: AMA jest higroskopijny i powinien zostać zutylizowany, gdy tylko substancja stała zacznie tworzyć grudki w pojemniku do przechowywania.</li>
			<li>Przygotować sterylne alikwoty 36 mM GRGDS-PC w wodzie i przechowywać w temperaturze −20 °C do momentu użycia.</li>
			<li>Użyć 291,7 µL roztworu AMA do rozpuszczenia sPEG-AC oraz LAP, a następnie dodać 8,3 µL roztworu GRGDS-PC. Pobrać roztwór do szklanej strzykawki 1 mL i zabezpieczyć przed światłem za pomocą folii aluminiowej.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Roztwór prepolimeru komponentu epoksydowego
		<ol>
			<li>Dla roztworu o objętości 300 µL odważyć 33,3 mg gwiaździstego polietylenoglikolu-akrylanu (sPEG-AC) oraz 3,03 mg LAP i rozpuścić w 300 µL wody dejonizowanej. Dodać 2,4 mg metakrylanu glicydylowego (GMA). 
			UWAGA: Intensywne wstrząsanie przyspiesza rozpuszczanie GMA. Pobrać roztwór do szklanej strzykawki 1 mL i zabezpieczyć przed światłem za pomocą folii aluminiowej.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Produkcja i oczyszczanie mikrożelowych prętów funkcjonalizowanych grupami aminowymi i epoksydowymi
<img alt="Schemat układu spektroskopowego ilustrujący proces wzbudzenia optycznego z opisanymi komponentami i ścieżką przepływu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64010/64010fig01v2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Układ zestawu do mikrofluidycznej żelatynizacji na chipie. (A) Widok z przodu i widok pod kątem rozmieszczenia komponentów podczas mikrofluidyki. (B) Projekt chipa mikrofluidycznego wykorzystanego do żelatynizacji prętów mikrożelowych na chipie. (1) Przewód PE do pierwszego wlotu oleju. (2) Chroniona przed światłem rurka PE do wlotu fazy dyspersyjnej. (3) Przewód PE do drugiego wlotu oleju. (4) Przewód PE od wylotu do pojemnika na produkt. (5) Lampa UV i miejsce naświetlania na prostym kanale o szerokości 80 µm w pobliżu wylotu. (6) Obiektyw mikroskopu/pozycja obserwacyjna. (7) Kolorowy element PDMS urządzenia mikrofluidycznego. (8) Szkło kryształowe przyłączone do PDMS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64010/64010fig01largev2.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol>
	<li>Wprowadzić igły do rurek PE i usunąć gaz ze strzykawki oraz rurki.</li>
	<li>Wprowadzić rurkę PE do wylotu służącego do zbierania produktu.</li>
	<li>Umieścić wszystkie szklane strzykawki w pompach strzykawkowych i wprowadzić końce poszczególnych przewodów do odpowiednich wlotów (Rycina 1). 
	UWAGA: Aby uniknąć niezamierzonej żelatyzacji, należy chronić przewód z prepolimerem przed światłem za pomocą folii aluminiowej lub czarnej rurki.</li>
	<li>Ustawić ostrość mikroskopu na przekroju olej-woda.</li>
	<li>Uruchomić pierwszą pompę strzykawkową z olejem (przepływ = 100-200 µL/h), aby najpierw wypełnić kanał olejem i zapobiec zwilżaniu kanału przez fazę dyspersyjną.</li>
	<li>Zmniejszyć przepływ pierwszego oleju do 30 µL/h i uruchomić pompę strzykawkową z prepolimerem (przepływ = 100-200 µL/h), aż w przekroju pojawi się rozproszona faza wodna.</li>
	<li>Ustawić przepływ prepolimeru na 30 µL/h i ustawić ostrość mikroskopu na wylocie.</li>
	<li>Uruchomić drugą pompę strzykawkową z olejem (przepływ 300 µL/h) i odczekać do ustabilizowania się reżimu przepływu.</li>
	<li>Umieścić rurkę wylotową w pojemniku zbiorczym. 
	UWAGA: Końcówkę rurki należy umieścić w górnej części pojemnika, aby uniknąć wzrostu ciśnienia spowodowanego gromadzeniem się produktu w czasie.</li>
	<li>Ustawić system naświetlania UV tak, aby natężenie promieniowania mieściło się w zakresie 900-1000 mW/cm2 (użyte natężenie = 957 mW/cm2), a plamka naświetlania znajdowała się w prostej części kanału przed wylotem (Rycina 1B). 
	UWAGA: Należy upewnić się, że naświetlanie nie odbywa się w pobliżu przekroju olej-woda, aby uniknąć zapchania kanału. Dla dodatkowej ochrony można przykryć struktury kanału przed punktem naświetlania na górze urządzenia.</li>
	<li>Przed naświetlaniem UV dostosować przepływy prepolimeru i pierwszego oleju, aby uzyskać pożądany stosunek boków w zakresie od 3,0 do 4,5, oraz ustawić czas naświetlania fazy rozproszonej na ~2,3 s, w zależności od wielkości plamki naświetlania.</li>
	<li>Rozpocząć naświetlanie UV i w razie potrzeby ponownie dostosować przepływy zgodnie z poprzednią podsekcją. 
	UWAGA: Obserwować produkcję na początku i monitorować stabilność przepływu na wylocie oraz jednorodność prętów mikrogelu. Przepływ drugiego oleju można dostosować w celu optymalizacji transportu produktu w wylocie.</li>
	<li>Wymienić pojemnik zbiorczy i odnotować czas rozpoczęcia zbierania produktu oraz wartości przepływów. 
	UWAGA: Chronić produkt przed kurzem. Przerwać zbieranie przed całkowitym zużyciem roztworu w którejkolwiek strzykawce.</li>
	<li>Aby zakończyć zbieranie, wyjąć pojemnik zbiorczy, odnotowując czas. Wyłączyć naświetlanie oraz wszystkie pompy strzykawkowe.</li>
	<li>Produkt płukać następnie po 5 razy kolejno n-heksanem, izopropanolem i wodą dejonizowaną. Usunąć nadsącz po sedymentacji prętów. 
	UWAGA: Po każdym dodaniu roztworu ostrożnie rozproszyć produkt i odczekać 10 min przed wymianą rozpuszczalnika, biorąc pod uwagę dyfuzję molekularną. Izopropanol zastępować wodą stopniowo, aby zapobiec wypływaniu prętów na powierzchnię cieczy. Wielokrotne dodatkowe etapy płukania wodą zmniejszają pozostałe ślady izopropanolu.</li>
</ol>
5. Formowanie rusztowania makroporowatego
<ol>
	<li>Wyznacz liczbę prętek mikrożelowych na objętość dyspersji dla próbek funkcjonalizowanych grupami epoksydowymi i aminowymi.</li>
	<li>Dostosuj liczbę próbek funkcjonalizowanych grupami epoksydowymi i aminowymi poprzez rozcieńczenie lub zagęszczenie do zbliżonej wartości w zakresie 1 000-5 000 prętek/100 µL. 
	UWAGA: Aby przyspieszyć sedymentację prętek mikrożelowych, użyj wirówki przy ok. 2 000 x g przez 5-10 s. Jeśli liczba prętek na objętość dyspersji jest niska, sieciowanie prętek może doprowadzić do powstania mniejszych skupisk zamiast jednej stabilnej konstrukcji. Jeśli liczba prętek na objętość dyspersji jest zbyt wysoka, pogorszy się jakość mieszania obu komponentów.</li>
	<li>Przenieś dyspersję pierwszego komponentu (~1 200 prętek) do przezroczystej probówki stożkowej o pojemności 1,5 mL lub 2 mL.</li>
	<li>Dodaj drugi komponent w sposób kontrolowany i ciągły (pipeta 100 µL). Po dodaniu wymieszaj zawartość bezpośrednio za pomocą pipety, pobierając i ponownie dodając ciecz. Struktura sieciowana tworzy się w ciągu kilku sekund podczas mieszania. 
	UWAGA: Jeśli zamiast jednej spójnej struktury powstanie wiele skupisk, należy ponownie sprawdzić liczbę prętek mikrożelowych w objętości lub zapewnić bardziej kontrolowane mieszanie obu komponentów.</li>
</ol>
6. Adhezja komórek po modyfikacji
<ol>
	<li>Oblicz teoretyczną liczbę grup epoksydowych w strukturze sieciowanej na podstawie natężenia przepływu dyspersyjnej fazy polimerowej, liczby mikrożeli zebranych w określonym czasie oraz stopnia rozcieńczenia dyspersji mikrożeli użytej do tworzenia rusztowania. 
	UWAGA: Teoretyczną liczbę grup epoksydowych na rusztowanie przybliż za pomocą następującego równania. 
	<img alt="Wzór na oznaczenie grup epoksydowych n_th=c_GMA×Q×t; równanie obliczeń analizy chemicznej." src="/files/ftp_upload/64010/64010eq01v3.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Equation 1"> 
	<img alt="Równanie stanu dla rozkładu grup epoksydowych w rusztowaniach; statyczny wzór obliczeniowy." src="/files/ftp_upload/64010/64010eq02v2.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Equation 2"> 
	nth: Teoretyczna ilość substancji 
	cGMA: Stężenie GMA w roztworze prepolimeru 
	Q: Natężenie przepływu roztworu prepolimeru</li>
	<li>Dodaj roztwór GRGDS-PC do struktury sieciowanej, aby zmodyfikować wszystkie pozostałe grupy epoksydowe peptydem adhezyjnym do komórek posiadającym wolną aminę i thiol (n[teoretyczne grupy epoksydowe]/n[GRGDS-PC] = 1). Pozostaw w temperaturze pokojowej przez noc.</li>
	<li>Usuń nieprzereagowane cząsteczki poprzez płukanie wodą dejonizowaną i odlanie supernatantu.</li>
</ol>
7. Sterylizacja i przeniesienie do pośrodka hodowli komórkowej
<ol>
	<li>Obniż poziom wody tak, aby jedynie przykryła ona połączone rusztowanie.</li>
	<li>Otwórz fiolkę i naświetlaj światłem UV o λ = 250-300 nm. Zamknij fiolkę i przenieś ją do komory czystej. Przepłucz 1x sterylną wodą.</li>
	<li>Zastąp wodę w fiolce pożywką hodowlaną i pozostaw na 5 min w celu equilibracji. Powtórz tę czynność 2x, używając świeżej pożywki hodowlanej.</li>
	<li>Przenieś makroporowate rusztowanie do płytki hodowlanej przeznaczonej do eksperymentu, wlewając zawartość lub używając szpatułki.</li>
</ol>

<ol><li>Daly, A. C., Riley, L., Segura, T., Burdick, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogel+microparticles+for+biomedical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Materials%22%5BJournal%5D)">Hydrogel microparticles for biomedical applications.</a> Nature Reviews Materials. 5 (1), 20-43 (2020).</li>
<li>Griffin, D. R., Weaver, W. M., Scumpia, P. O., Di Carlo, D., Segura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+wound+healing+by+injectable+microporous+gel+scaffolds+assembled+from+annealed+building+blocks%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">Accelerated wound healing by injectable microporous gel scaffolds assembled from annealed building blocks.</a> Nature Materials. 14 (7), 737-744 (2015).</li>
<li>Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assembly+of+PEG+microgels+into+porous+cell-instructive+3D+scaffolds+via+thiol-ene+click+chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Healthcare+Materials%22%5BJournal%5D)">Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry.</a> Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1800160(2018).</li>
<li>Truong, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microporous+annealed+particle+hydrogel+stiffness%2C+void+space+size%2C+and+adhesion+properties+impact+cell+proliferation%2C+cell+spreading%2C+and+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Microporous annealed particle hydrogel stiffness, void space size, and adhesion properties impact cell proliferation, cell spreading, and gene transfer.</a> Acta Biomaterialia. 94, 160-172 (2019).</li>
<li>Sheikhi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-enabled+bottom-up+hydrogels+from+annealable+naturally-derived+protein+microbeads%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-enabled bottom-up hydrogels from annealable naturally-derived protein microbeads.</a> Biomaterials. 192, 560-568 (2019).</li>
<li>de Rutte, J. M., Koh, J., Di Carlo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scalable+high-throughput+production+of+modular+microgels+for+in+situ+assembly+of+microporous+tissue+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Functional+Materials%22%5BJournal%5D)">Scalable high-throughput production of modular microgels for in situ assembly of microporous tissue scaffolds.</a> Advanced Functional Materials. 29 (25), 1900071(2019).</li>
<li>Hsu, R. -S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptable+microporous+hydrogels+of+propagating+NGF-gradient+by+injectable+building+blocks+for+accelerated+axonal+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Science%22%5BJournal%5D)">Adaptable microporous hydrogels of propagating NGF-gradient by injectable building blocks for accelerated axonal outgrowth.</a> Advanced Science. 6 (16), 1900520(2019).</li>
<li>Caldwell, A. S., Campbell, G. T., Shekiro, K. M. T., Anseth, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clickable+microgel+scaffolds+as+platforms+for+3D+cell+encapsulation%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Healthcare+Materials%22%5BJournal%5D)">Clickable microgel scaffolds as platforms for 3D cell encapsulation.</a> Advanced Healthcare Materials. 6 (15), 1700254(2017).</li>
<li>Chen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+microfluidic+devices+for+fabricating+multi-structural+hydrogel+microsphere%5BTitle%5D)+AND+%22Exploration%22%5BJournal%5D)">Advanced microfluidic devices for fabricating multi-structural hydrogel microsphere.</a> Exploration. 1 (3), 20210036(2021).</li>
<li>Qazi, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anisotropic+rod-shaped+particles+influence+injectable+granular+hydrogel+properties+and+cell+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">Anisotropic rod-shaped particles influence injectable granular hydrogel properties and cell invasion.</a> Advanced Materials. 34 (12), 2109194(2022).</li>
<li>Rommel, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionalized+microgel+rods+interlinked+into+soft+macroporous+structures+for+3D+cell+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Science%22%5BJournal%5D)">Functionalized microgel rods interlinked into soft macroporous structures for 3D cell culture.</a> Advanced Science. 9 (10), 2103554(2022).</li>
<li>Guerzoni, L. P. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+encapsulation+in+soft%2C+anisometric+poly%28ethylene%29+glycol+microgels+using+a+novel+radical-free+microfluidic+system%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Cell encapsulation in soft, anisometric poly(ethylene) glycol microgels using a novel radical-free microfluidic system.</a> Small. 15 (20), 1900692(2019).</li>
<li>Krüger, A. J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalized+jet+polymerization+as+a+high-resolution+process+to+continuously+produce+anisometric+microgel+rods+with+adjustable+size+and+stiffness%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">Compartmentalized jet polymerization as a high-resolution process to continuously produce anisometric microgel rods with adjustable size and stiffness.</a> Advanced Materials. 31 (49), 1903668(2019).</li>
<li>Darling, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Click+by+click+microporous+annealed+particle+%28MAP%29+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Healthcare+Materials%22%5BJournal%5D)">Click by click microporous annealed particle (MAP) scaffolds.</a> Advanced Healthcare Materials. 9 (10), 1901391(2020).</li>
<li>Lutzweiler, G., Ndreu Halili,, Engin Vrana, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+overview+of+porous%2C+bioactive+scaffolds+as+instructive+biomaterials+for+tissue+regeneration+and+their+clinical+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">The overview of porous, bioactive scaffolds as instructive biomaterials for tissue regeneration and their clinical translation.</a> Pharmaceutics. 12 (7), 602(2020).</li>
<li>Dang, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+printed+dual+macro-%2C+microscale+porous+network+as+a+tissue+engineering+scaffold+with+drug+delivering+function%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">3D printed dual macro-, microscale porous network as a tissue engineering scaffold with drug delivering function.</a> Biofabrication. 11 (3), 035014(2019).</li>
<li>Highley, C. B., Song, K. H., Daly, A. C., Burdick, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jammed+microgel+inks+for+3D+printing+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Science%22%5BJournal%5D)">Jammed microgel inks for 3D printing applications.</a> Advanced Science. 6 (1), 1801076(2019).</li>
</ol>

Autorzy zapewniają, że nie dochodzi do konfliktu interesów.

Jednym z krytycznych etapów tego protokołu jest jakość metakrylanu 2-aminoetylu (AMA) stosowanego jako komonomer do pierwszorzędowej funkcjonalizacji amin. AMA powinien być drobnoziarnistym i najlepiej bezbarwnym proszkiem dostarczanym w gazoszczelnym pojemniku z brązowego szkła. Należy unikać stosowania zielonkawego i grudkowatego materiału, ponieważ znacznie upośledza on reakcję żelowania i negatywnie wpływa na powtarzalność wyników. W przypadku słabego żelowania i niestabilnych pałeczek mikrożelowych można rozważyć zm...

Aby badać złożone zachowania komórek współpracujących w konstrukcjach 3D, platformy rusztowań muszą wykazywać stałą wydajność w odtwarzalności, mieć odpowiednią geometrię do migracji komórek, a jednocześnie pozwalać na pewną elastyczność w zakresie zmiany parametrów w celu zbadania ich wpływu na żywą tkankę1. W ostatnich latach koncepcja makroporowatych wyżarzonych cząstek (MAP), po raz pierwszy opisana przez Segurę i wsp., przekształciła się w wydajną i wszechstronną platformę do produkcji rusztowań 3D2. Dopasowana kompozycja mikrożeli, które są budulcem końcowego rusztowania 3D, predefiniuje właściwości, takie jak sztywność konstrukcji, selektywna reaktywność chemiczna sieci żelowej i ostateczny rozmiar porów rusztowania2,3,4,5,6. Peptydy adhezyjne jako wskazówki dotyczące interakcji rusztowanie-komórka są włączane do sieci polimerowej mikrożeli, aby umożliwić przyłączanie komórek i mogą być zmieniane w celu zbadania ich specyficznego wpływu na komórki w hodowli. Rusztowania 3D są stabilizowane przez połączenie wyżarzonych mikrożeli iniekcyjnych dzięki wiązaniom kowalencyjnym lub supramolekularnym, co skutkuje solidnymi i zdefiniowanymi konstruktami do hodowli komórkowych2,3,5,7,8.
Mikrofluidyka stała się jedną z najdokładniejszych i najbardziej elastycznych metod przygotowania zdefiniowanych granulowanych hydrożeli9. Możliwość wytwarzania większych ilości wymaganych bloków budulcowych w procesie ciągłym przy zachowaniu ich monodyspersyjności chemicznej, mechanicznej i fizycznej w znacznym stopniu przyczynia się do przydatności tego procesu. Ponadto wielkością i kształtem wytwarzanych mikrożeli można manipulować różnymi metodami, takimi jak emulsje wsadowe, mikrofluidyka, litografia, natryskiwanie elektrodynamiczne lub fragmentacja mechaniczna, które określają geometrię bloków budulcowych, a tym samym strukturę 3D końcowego rusztowania1,10.
Ostatnio zgłoszono koncepcję makroporowatych rusztowań 3D składających się z funkcjonalizowanych prętów mikrożelowych, które szybko łączą się w roztworach wodnych bez dalszych dodatków11. Anizotropia pałeczek mikrożelowych skutkowała większą porowatością i rozkładem porów przy większych rozmiarach porów w porównaniu z zastosowaniem sferycznych mikrożeli w tym badaniu11. W ten sposób mniejsza ilość materiału tworzy większe pory o różnych geometriach porów, przy jednoczesnym zachowaniu stabilności rusztowania 3D. System składa się z dwóch rodzajów pałeczek mikrożelowych z komplementarnymi pierwszorzędowymi grupami funkcyjnymi aminowymi i epoksydowymi, które są zużywane w reakcji łączenia w kontakcie ze sobą. Grupy funkcyjne, które nie uczestniczą w procesie wzajemnego wiązania, pozostają aktywne i mogą być wykorzystywane do selektywnej modyfikacji końcowej za pomocą peptydów adhezyjnych komórek lub innych czynników bioaktywnych. Komórki fibroblastów przyczepiają się, rozprzestrzeniają i namnażają po wyhodowaniu w rusztowaniach 3D, najpierw rosnąc na powierzchni mikrożelu i wypełniając większość makroporów po 5 dniach. Wstępne badanie z wykorzystaniem wspólnej hodowli ludzkich fibroblastów i ludzkich komórek śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC) wykazało obiecujące wyniki w zakresie tworzenia struktur przypominających naczynia w połączonych rusztowaniach 3D11.

<table><tbody><tr><td>ABIL EM 90</td><td>Evonik</td><td>144243-53-8</td><td>niejonowy środek powierzchniowo czynny</td></tr><tr><td>Chlorowodorek metakrylanu 2-aminoetylu</td><td>TCI Chemicals</td><td>A3413</td><td>>98.0%(T)(HPLC)</td></tr><tr><td>8-ramienny PEG-akrylan 20 kDa</td><td>Biochempeg Scientific Inc.</td><td>A88009-20K</td><td>&ge; 95 %</td></tr><tr><td>AutoCAD 2019</td><td>Oprogramowanie</td><td>do komputerowego wspomagania projektowania (CAD)</td>Autodesk<td></td>; modelowanie konstrukcji mikroprzepływowych</tr><tr><td>Filtr strzykawkowy CHROMAFIL MV A-20/25</td><td><s>CHROMAFIL</s>Carl Roth GmbH+Co.KG</td><td>XH49.1</td><td>wielkość porów 0,20 i mikro; m; Mieszane estry celulozy (MV)</td></tr><tr><td>Szkło nakrywkowe</td><td>Marienfeld-Superior</td><td></td><td>typ nr 1</td></tr><tr><td>Szwajcarskie narzędzie do pobierania próbek rdzenia linii EMS 0,75 mm</td><td>Mikroskopia elektronowa Sciences Średnica</td><td></td><td>wewnętrzna 0,77 mm, średnica zewnętrzna 1,07 mm</td></tr><tr><td>Etanol absolut</td><td>VWR Chemicals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FL3-U3-13Y3M Seria 150 FPS</td><td>Systemy</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>FLIRIzomer fluoresceinaminy I</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>201626</td><td></td></tr><tr><td>Izotiocyjanian fluoresceiny</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>46424</td><td></td></tr><tr><td>25G x 5/8' &rsquo; Igły 0,50 x 16 mm</td><td>BD Microlance 3</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metakrylan glicydylu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>779342</td><td>&ge; 97,0% (GC)</td></tr><tr><td>GRGDS-PC</td><td>CPC Scientific</td><td>FIBN-015A</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton 1000 Series Strzykawki gazoszczelne</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10772361/10500052</td><td>PFTE Luer-Lock</td></tr><tr><td>Hexane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1,04,367</td><td></td></tr><tr><td>Fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosforynian litu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>900889</td><td>&ge; 95 %</td></tr><tr><td>Motic AE2000 mikroskop trójokularowy</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>22443-12</td><td></td></tr><tr><td>Novec 7100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SHH0002</td><td></td></tr><tr><td>Oil Red O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>O9755</td><td></td></tr><tr><td>Parafina</td><td>VWR Chemicals</td><td>24679320</td><td></td></tr><tr><td>Pavone Nanoindenter Platform</td><td>Optics11Life</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanem</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AM9624</td><td></td></tr><tr><td>Polietylen Rurki 0,38 i razy; 1,09 mm</td><td>kropli</td><td></td> klasy medycznej <td>ID 0,38 mm OD 1,09 mm</td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>190764</td><td>odczynnik ACS, &ge; 99,5%</td></tr> <tr><td>Białkowe rurki LoBind</td> Pompa <td>30108132</td><td></td><td>Eppendorf</td></tr><tr><td>11 Programowalna pompa strzykawkowa Pico Plus Elite</td><td>Aparat</td><td></td><td></td>Harvarda</tr><tr><td>RPMI 1640 średni</td><td>Gibco</td><td>11530586</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw elastomerów silikonowych SYLGARD 184</td><td>Dow SYLGARD</td><td>634165S</td><td></td></tr><tr><td>Trichloro-(1H,1H,2H,2H-perfluoroktylo)-silan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>448931</td><td></td></tr><tr><td>UVC LED sterylizacja</td><td>UVLED Optical Technology Co., Ltd.</td><td>9S SZH8-S2</td><td></td></tr></tbody></table>

połączone makroporowate rusztowania 3d z prętów mikrożelowych

Interlinked Macroporous 3D Scaffolds from Microgel Rods

Dwuskładnikowy system funkcjonalizowanych mikrożeli z mikrofluidyki pozwala na szybkie łączenie się w makroporowate konstrukcje 3D w roztworach wodnych bez dalszych dodatków. Ciągłe fotoinicjowane żelowanie na chipie umożliwia zmianę proporcji mikrożelu, który określa właściwości bloków budulcowych dla otrzymanych konstrukcji. Monomery metakrylanu glicydylu (GMA) lub metakrylanu 2-aminoetylu (AMA) są kopolimeryzowane w sieć mikrożeli na bazie polimerów gwiaździstych glikolu polietylenowego (PEG) w celu uzyskania funkcjonalności epoksydowej lub aminowej. Skupiający przepływ oleju jest wprowadzany do mikroprzepływowej struktury wylotowej, aby zapewnić ciągłe zbieranie funkcjonalizowanych prętów mikrożelowych. Na podstawie niedawnej publikacji, konstrukcje oparte na pałeczkach mikrożelowych skutkują większymi porami o długości kilkuset mikrometrów, a jednocześnie prowadzą do ogólnie wyższej stabilności rusztowania w porównaniu z modelem sferycznym. W ten sposób możliwe jest wytwarzanie konstrukcji o większej objętości z większą objętością przy jednoczesnym zmniejszeniu ilości wymaganego materiału. Połączone ze sobą makroporowate rusztowania można podnosić i transportować bez uszkodzeń i rozpadu. Grupy aminowe i epoksydowe niebiorące udziału w wzajemnym łączeniu pozostają aktywne i mogą być używane niezależnie do modyfikacji końcowej. Protokół ten opisuje zoptymalizowaną metodę wytwarzania pałeczek mikrożelowych w celu utworzenia makroporowatych, połączonych ze sobą rusztowań, które można wykorzystać do kolejnych eksperymentów komórkowych.

<img alt="Trójwymiarowa rekonstrukcja tomograficzna struktury materiału porowatego; dwuwymiarowy obraz mikroskopowy szczegółu poru." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64010/64010fig02.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Struktura makroporowatego sieciowanego rusztowania. (A) Projekcja 3D stosu Z z mikroskopii konfokalnej o grubości 500 µm dla powiązanych ze sobą makroporo...

Mikrożelowe pręty z komplementarnymi grupami reaktywnymi są produkowane za pomocą mikrofluidyki z możliwością łączenia się w roztworze wodnym. Anizometryczne mikrożele zacinają się i łączą w stabilne konstrukcje z większymi porami w porównaniu z systemami sferycznymi. Mikrożele modyfikowane za pomocą GRGDS-PC tworzą makroporowate konstrukcje 3D, które można wykorzystać do hodowli komórkowych.

Połączone makroporowate rusztowania 3D z prętów mikrożelowych

A two-component system of functionalized microgels from microfluidics allows for fast interlinking into 3D macroporous constructs in aqueous solutions ...

Protokół ten opisuje wytwarzanie prętów z mikrożelem, które łączą się w rusztowania z mikroporami. Rusztowania te mogą być wykorzystywane w połączeniu z komórkami, zapewniając wymaganą przestrzeń do efektywnej interakcji komórek komórkowych. Dwa różne rodzaje prętów mikrożelowych łączą się ze sobą w kontakcie.Przy wysokim współczynniku kształtu prowadzi to do większych porów przy jednoczesnym zachowaniu stabilności rusztowania przy użyciu mniejszej ilości materiału syntetycznego w porównaniu z sferycznymi mikrożelami. Rusztowania z mikroporami znacznie poprawiłyby infiltrację i interakcję komórek endogennych w celu naprawy uszkodzonej tkanki. Duże pory ułatwią tworzenie naczyń krwionośnych w celu wymiany składników odżywczych z rosnącą tkanką.Zmniejszenie ilości materiału rusztowania jest korzystne, ponieważ zapewnia więcej otwartych przestrzeni do tworzenia tkanek, co jest ważne zarówno w przypadku zastosowań in vitro, jak i in vivo. Krytycznym aspektem jest technika mikrofityki na chipulacji. Aby zapewnić ciągłą produkcję prętów mikrożelowych, produkt musi być skutecznie transportowany z tuby bez zatykania.Aby rozpocząć, włóż igły do probówek polietylenowych i usuń gaz ze strzykawki i probówki. Następnie włóż dodatkową rurkę polietylenową do wylotu w celu zebrania produktu. Następnie umieść wszystkie szklane strzykawki i pompy strzykawkowe i włóż każdy koniec rurki do odpowiedniego wlotu.Następnie skoncentruj mikroskop na przekroju poprzecznym oleju-wody. Uruchom pierwszą pompę strzykawki olejowej, aby najpierw napełnić kanał olejem, aby zapobiec zwilżeniu kanału przez fazę rozproszoną. Następnie zmniejsz natężenie przepływu pierwszego oleju do 30 mikrolitrów na godzinę i uruchom pompę strzykawkową z prepolimerem, aż na przekroju będzie można zaobserwować rozproszoną fazę wodną.Następnie ustaw natężenie przepływu polimeru wstępnego na 30 mikrolitrów na godzinę i skoncentruj mikroskop na wylocie. Następnie uruchom drugą pompę strzykawki olejowej i poczekaj, aż reżim przepływu się ustabilizuje. Umieść rurkę wylotową w pojemniku zbiorczym i ustaw system naświetlania UV tak, aby natężenie promieniowania mieściło się w zakresie od 900 do 1000 miliwatów na centymetr kwadratowy.A miejsce napromieniowania to prosta część kanału przed wylotem. Przed naświetlaniem promieniami UV należy wyregulować natężenia przepływu prepolimeru i pierwszego oleju, aby osiągnąć pożądany współczynnik kształtu w zakresie od 3,0 do 4,5 oraz ustawić czas naświetlania fazy rozproszonej na około 2,3 sekundy, w zależności od wielkości plamki naświetlającej. Następnie rozpocznij naświetlanie promieniami UV i w razie potrzeby ponownie wyreguluj natężenie przepływu zgodnie z poprzednim podrozdziałem.Następnie zmień pojemnik zbiorczy i zanotuj czas rozpoczęcia odbioru produktu i natężenie przepływu. Aby zakończyć zbieranie, wyjmij pojemnik do zbierania, zwracając uwagę na godzinę. Następnie należy przerwać napromienianie i wszystkie pompy strzykawkowe.Następnie umyj produkt pięć razy za pomocą n-heksanu, izopropanolu i wody dejonizowanej. Następnie usunąć supernatant po sedymentacji pręcików. Przenieść dyspersję pierwszego składnika do stożkowej przezroczystej fiolki o pojemności 1,5 lub 2 mililitrów.Następnie dodać drugi składnik w sposób kontrolowany w pracy ciągłej za pomocą pipety o pojemności 100 mikrolitrów i wymieszać zawartość bezpośrednio za pomocą pipety, aby pobrać płyn i dodać go ponownie. Następnie dodaj roztwór G R G D S P C do połączonej struktury, aby zmodyfikować wszystkie pozostałe grupy epoksydowe za pomocą peptydu adhezyjnego komórkowego zawierającego wolną aminę i tymal i pozostaw na noc w temperaturze pokojowej. Następnie usuń nieprzereagowane cząsteczki, przemywając je wodą dejonizowaną i usuń supernatant.Po obniżeniu poziomu wody otwórz fiolkę i odetnij światło UV o długości fali od 250 do 300 nanometrów. Następnie zamknąć fiolkę i przenieść fiolkę na czystą ławkę. Następnie umyj sterylną wodą.Zastąp wodę w fiolce pożywką do hodowli komórkowych i pozostaw do zrównoważenia przez pięć minut. Następnie przenieś makroporowate rusztowanie na płytkę studzienki do hodowli komórkowej na potrzeby eksperymentu, wylewając lub używając szpatułki. Mikroskopia konfokalna ujawniła, że makroporowaty konstrukt 3D składał się z połączonych ze sobą aminowych i epoksydowych mikrożelowych prętów.Konstrukcja wykazuje zwartą geometrię około 10 000 mikroprętów żelowych uformowanych w ciągu dwóch lub trzech sekund. Efektywny moduł Younga prętów aminowych i epoksydowych mikrożelowych wraz z mikrokulkami aminowymi i epoksydowymi jest mierzony za pomocą nanowgłębienia. Aby wykryć aktywne grupy funkcyjne, tiocyjanian fluoresceiny izo może być użyty do wizualizacji pierwszorzędowych grup aminowych, a izomer aminy fluoresceiny może być użyty do znakowania grup epoksydowych.Pręty aminowo-żelowe mają wymiary o średniej długości 553 mikrometrów i średniej szerokości 193 mikrometrów w wodzie dejonizowanej, co daje współczynnik kształtu około 3,0. Średnie wartości makroporów i rusztowań składających się z mikroprętów żelowych wynoszą 100 mikrometrów, przy czym 90% wielkości porów waha się od 30 mikrometrów do ponad 150 mikrometrów. Kula, podobnie jak mikrożele, tworzy klastry o wielkości porów od około 10 do 55 mikrometrów, ze średnią wartością około 22 mikrometrów.Opisane pręty mikrożelowe są przeznaczone do wytwarzania połączonych ze sobą rusztowań mikroporowych poprzez losowe mieszanie. Kontrolowana procedura mieszania może w przyszłości pozwolić na wytwarzanie bardziej dostosowanych geometrii rusztowań. Sztywność mikrożeli i wskazówki biochemiczne mogą być zróżnicowane w zależności od wymagań sprzedaży.Łącząc różne elementy konstrukcyjne, można uzyskać szeroką gamę geometrii i właściwości w ramach jednego rusztowania. W ten sposób możemy skutecznie celować w określone komórki, tworząc tkanki wielokomórkowe.

interlinked-macroporous-3d-scaffolds-from-microgel-rods

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Rusztowania dla inżynierii tkankowej muszą podsumować złożone biochemiczne i biofizyczne mikrośrodowisko niszy komórkowej. W tym miejscu pokazujemy zastosowanie międzyfazowych włókien kompleksowania polielektrolitów jako platformy do tworzenia kompozytowych, wieloskładnikowych rusztowań polimerowych o przedłużonym uwalnianiu biochemicznym.

Rusztowania kompozytowe z międzyfazowych włókien polielektrolitowych do czasowo kontrolowanego uwalniania biomolekuł

Opisujemy wytwarzanie arkuszy hydrożelowych z mikrowzorzystymi elementami za pomocą prostego procesu, który może być składany i manipulowany w formie wolnostojącej. Korzystając z tych modułowych arkuszy hydrożelowych, można wygenerować prosty system hodowli komórkowych 3D w skali makro z kontrolowanym mikrośrodowiskiem komórkowym.

Budowa modułowych arkuszy hydrożelowych dla mikrowzorzystej architektury komórkowej 3D w skali makro

Ten manuskrypt przedstawia szczegółowy protokół wytwarzania powstającej trójwymiarowej platformy hodowli hepatocytów, odwróconego koloidalnego kryształowego rusztowania oraz towarzyszących technik oceny zachowania hepatocytów. Kontrolowane pory o kontrolowanej wielkości, wzajemne połączenia i zdolność do koniugacji białek macierzy zewnątrzkomórkowej z rusztowaniem z poli(glikolu etylenowego) (PEG) zwiększają wydajność komórek Huh-7,5.

Wytwarzanie rusztowania z poli(glikolu etylenowego) z odwróconego koloidalnego kryształu: trójwymiarowa platforma do hodowli komórek do inżynierii tkankowej wątroby

Ten protokół opisuje wytwarzanie elastycznych makroporowatych mikrokriożeli 3D poprzez integrację mikrofabrykacji z technologią kriożelacji. Po załadowaniu komórkami generowane są mikrotkanki 3D, które można łatwo wstrzyknąć in vivo w celu ułatwienia terapii regeneracyjnej lub złożyć w matryce do wysokoprzepustowych badań przesiewowych leków in vitro.

Mikrotkanki 3D do iniekcyjnej terapii regeneracyjnej i wysokoprzepustowych badań przesiewowych leków

Trzy kluczowe kroki tego protokołu to: i) opracowanie właściwego składu i konsystencji tuszu hydrożelowego celulozy, ii) drukowanie 3D rusztowań w różnych strukturach porów z dobrą wiernością kształtu i wymiarów oraz iii) demonstracja właściwości mechanicznych w symulowanych warunkach ciała do regeneracji chrząstki.

Drukowane w 3D porowate rusztowania hydrożelowe z celulozy nanokompozytowej

Ta praca opisuje proste, elastyczne i tanie metody wytwarzania mikrożeli z fragmentacją ekstruzji, przetwarzania mikrożeli na granulowane hydrożele do wstrzykiwania i stosowania granulowanych hydrożeli jako farb drukarskich do zastosowań biomedycznych.

Fragmentacja hydrożeli luzem i przetwarzanie na granulowane hydrożele do zastosowań biomedycznych

Ten protokół opisuje zestaw metod syntezy mikrożelowych bloków budulcowych dla mikroporowatych rusztowań z wyżarzonymi cząstkami, które mogą być używane do różnych zastosowań medycyny regeneracyjnej.

Synteza mikroprzepływowa mikrożelowych bloków budulcowych do rusztowania cząstek wyżarzonych mikroporowato

Minimalizacja zmienności frakcji cząstek w granulowanych rusztowaniach ułatwia powtarzalne eksperymenty. W pracy opisano metody generowania rusztowań ziarnistych o kontrolowanych frakcjach cząstek do zastosowań w inżynierii tkankowej in vitro.

Kontrolowanie frakcji cząstek w mikroporowatych rusztowaniach z wyżarzonymi cząstkami do hodowli komórek 3D

Ten artykuł opisuje protokoły wysokoprzepustowej produkcji mikrożelu żelowego z żelatyny metakryloylowej za pomocą urządzeń mikroprzepływowych, przekształcania mikrożeli w proszek do resuspensable (mikroaerożele), chemicznego łączenia mikrożeli w celu utworzenia granulowanych rusztowań hydrożelowych oraz opracowywania granulowanych biotuszy hydrożelowych o zachowanej mikroporowatości do biodruku 3D.

Rusztowania hydrożelowe żelatynowo-metakryloilowe granulowane: wysokoprzepustowa produkcja mikrożeli, liofilizacja, montaż chemiczny i biodruk 3D

Praca ta opisuje protokół dla swobodnego osadzonego druku 3D komórek macierzystych nerwowych wewnątrz samonaprawiającego, wyżarniającego się układu cząstek i matrycy zewnątrzkomórkowej. Protokół umożliwia programowalne wzorcowanie połączonych konstrukcjonów tkanek nerwowych ludzkich z wysoką dokładnością.

Wsparcie dla mikrożel-macierzy zewnętrznej dla wbudowanego drukowania 3D ludzkich konstrukcji nerwowych

Poznaj metodę mikrofluidycznej produkcji mikrożelowych prętów tworzących makroporowate rusztowania 3D. Technika ta wspiera interakcje komórkowe i regenerację tkanek poprzez większe pory i zmniejszoną ilość materiału syntetycznego.

Połączone makroporowate rusztowania 3D z prętów mikrożelowych

Przeglądaj więcej filmów