Name: Wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-16T14:10:00.000+00:00
Duration: 11 min 41 s
Description: Poznaj metodę wielokrotnych pomiarów wzrostu mięśni szkieletowych u Danio rerio w czasie rzeczywistym. Technika ta umożliwia badanie regulacji wzrostu mięśni z wysoką dokładnością przestrzenną i czasową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy są głęboko wdzięczni wysiłkom członków laboratorium Hughes: dr Seetharamaiah Attili, Jana Koth, Fernanda Bajanca, Victoria C. Williams, Yaniv Hinits, Giorgia Bergamin i Vladimir Snetkov za opracowanie opisanych protokołów, a także Henry'emu Roehlowi, Christinie Hammond, Davidowi Langenau i Peterowi Currie za udostępnienie plazmidów lub linii danio pręgowanego. SMH jest naukowcem Rady ds. Badań Medycznych (MRC) ze wsparciem w ramach grantów programowych G1001029, MR/N021231/1 i MR/W001381/1. Ukończyła studia doktoranckie MRC w ramach programu doktoranckiego w King's College London. Praca ta korzystała z trygonometrycznego wkładu Davida M. Robinsona, uczonego, mentora i przyjaciela.

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

W tym miejscu przedstawiamy metodę dokładnego i skutecznego szacowania objętości mięśni żywych larw danio pręgowanego w stadiach lub w wariantach genetycznych, w których pigmentacja nie stanowi dużej przeszkody w obrazowaniu i gdy przejściowe znieczulenie i/lub unieruchomienie jest dobrze tolerowane. Podczas gdy zastosowaliśmy laserową skaningową mikroskopię konfokalną, opisane podejścia mają zastosowanie do mikroskopii konfokalnej z wirującym dyskiem lub mikroskopii arkuszowej światła oraz do każdej innej metody, która ...

Regulowany wzrost tkanki, obejmujący wzrost liczby komórek (hiperplazja) i/lub rozmiar komórek (hipertrofia), jest kluczowym czynnikiem rozwoju, regeneracji oraz adaptacji ekologicznej i ewolucyjnej. Pomimo ogromnych postępów w zrozumieniu genetyki molekularnej zarówno biologii komórki, jak i biologii rozwoju w ostatnich dziesięcioleciach, mechanistyczne zrozumienie regulacji wielkości tkanek i narządów jest wciąż w powijakach. Jedną z przyczyn tej luki w wiedzy jest trudność w ilościowym określeniu wzrostu tkanek w organizmach żywych z niezbędną dokładnością przestrzenną i czasową.
Różne aspekty wzrostu całych organizmów mogą być mierzone wielokrotnie w czasie, ujawniając krzywe wzrostu dla każdej osoby1,2,3,4,5. Coraz bardziej wyrafinowane metody skanowania, takie jak podwójna absorpcjometria promieniowania rentgenowskiego (DXA), tomografia komputerowa (CT) i rezonans magnetyczny (MRI), umożliwiają śledzenie wzrostu całych narządów i innych obszarów ciała (na przykład poszczególnych zidentyfikowanych mięśni szkieletowych) u pojedynczych osób, zarówno ludzkich, jak i w organizmach modelowych6,7,8,9,10. Jednak metody te nie mają jeszcze rozdzielczości, aby ujawnić pojedyncze komórki, a zatem powiązania między zachowaniami komórkowymi a wzrostem poziomu tkanek były trudne do dostrzeżenia. Aby stworzyć takie powiązania, tradycyjne badania często opierały się na kohortach podobnych pojedynczych zwierząt, z których kilka jest składanych w ofierze w kolejnych punktach czasowych, a następnie analizowanych w szczegółach cytologicznych. Takie podejścia wymagają uśredniania obserwowanych zmian w grupach (najlepiej podobnych, ale jednak zmiennych) osobników, a zatem cierpią z powodu braku rozdzielczości czasowej i przestrzennej, co utrudnia znalezienie skorelowanych zdarzeń na poziomie komórkowym sugerujących przyczynę i skutek.
Badania nad modelowymi organizmami bezkręgowców, początkowo u C. elegans i D. melanogaster, obeszły te problemy, rozwijając mikroskopię optyczną, aby osiągnąć rozdzielczość komórkową i dokładnie mierzyć wzrost w czasie u pojedynczych osób. Takie badania ujawniły uderzająco niezmienne zachowania linii komórkowych we wzroście tych małych organizmów modelowych11,12,13,14,15,16,17. Jednak wiele zwierząt, w tym wszystkie kręgowce, ma nieokreślone linie komórkowe i kontroluje wzrost tkanek za pomocą tajemniczych procesów sprzężenia zwrotnego, które służą do przekształcenia genetycznie zakodowanego programu wzrostu w funkcjonalny trójwymiarowy organizm ze wszystkimi jego tkankami i narządami składowymi odpowiednio dopasowanymi pod względem wielkości. Aby zrozumieć te złożone procesy wzrostu, pożądane jest obrazowanie całych tkanek lub narządów w czasie u pojedynczych osób, które mogą być eksperymentalnie manipulowane za pomocą interwencji genetycznych, farmakologicznych lub innych w wybranym momencie, a następnie analizowany efekt.
Każdy mięsień szkieletowy kręgowca ma określony rozmiar, kształt i funkcję, a także dobrze scharakteryzowane interakcje z sąsiednimi tkankami, takimi jak kości, ścięgna i nerwy. Niektóre mięśnie są małe, leżą tuż pod skórą i dlatego są dobrymi kandydatami do badań obrazowych w wysokiej rozdzielczości. Podobnie jak większość narządów, każdy mięsień rośnie przez całe życie embrionalne, poporodowe i młodzieńcze, zanim osiągnie stabilny rozmiar dorosłego człowieka. Mięśnie mają jednak również wyjątkową zdolność do zmiany rozmiaru w dorosłym życiu, w zależności od użytkowania i odżywiania18, a ta właściwość ma duży wpływ na sprawność organizmu, wyniki sportowe i niezależne życie. Utrata masy mięśniowej i funkcji w starszym wieku, sarkopenia, jest kwestią budzącą coraz większe zaniepokojenie społeczeństw stojących w obliczu starzejącej się populacji19,20,21.
My i inni skupiliśmy się na wzroście zdefiniowanych bloków tkanki mięśni szkieletowych w segmentalnie powtarzającym się ciele larw danio pręgowanego, jako pozornie zamkniętym systemie zawierającym kilkaset komórek, w których można obserwować i manipulować wzrostem, utrzymaniem i naprawą tkanek22,23,24,25,26. Chociaż niektóre prace ilościowe zostały wcześniej zgłoszone25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35, nie jest dostępna żadna szczegółowa i zwalidowana metoda pomiaru przyrostu mięśni w szczegółach komórkowych u poszczególnych organizmów kręgowców w czasie. W tym miejscu opisano skuteczny protokół wykonywania takich powtarzających się pomiarów, wraz z walidacją, a także podano przykład jego użycia do analizy zmian zarówno w przerostowym, jak i hiperplastycznym wzroście w odpowiedzi na zmienioną aktywność elektryczną.

<table><tbody><tr><td>Klej, Blu Tack</td><td>Bostik</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-Próżnia w aerozolu&nbsp;</td><td>-</td><td>--</td><td></td></tr> <tr><td>Agaroza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9539-Agaroza</td><td></td></tr><tr><td>, niska temperatura żelowania</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9414</td><td>Po stopieniu przechowywać w temperaturze 37oC w grzejniku blokowym, aby pozostać w postaci płynnej do wielokrotnego użytku.</td></tr><tr><td>Grzejnik blokowy</td><td>Cole-Parmer</td><td>SBH130-BODIPY</td><td></td></tr> <tr><td>FL C5-ceramid</td><td>Thermo Scientific</td><td>D3521</td><td>Do rozcieńczenia w wodzie dla ryb i stosowania w 5 &mikro; M jak inkubacja przez noc.</td></tr><tr><td>Zaciski krokodylkowe i druty</td> <td>-</td><td>--</td><td></td></tr> <tr><td>Fidżi / imageJ</td><td>National Institutes of Health, NIH</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Podłoże rybne, Woda</td> rybna <td>-</td><td></td> <td>Woda z systemu cyrkulacyjnego zebrana z obiektu rybnego.</td></tr><tr><td>Pożywka rybna, pożywka E3</td> <td>-</td><td></td> <td>E3 jest opisana w Księdze Danio pręgowanego. http://zfin.org (5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl2 i 0,33 mM MgSO4 w wodzie destylowanej).</td></tr><tr><td>Mikroskop fluorescencyjny</td><td>Leica</td><td>Leica MZ16F</td><td>Oczekuje się, że odpowiedni będzie również mikroskop fluorescencyjny innego rodzaju.</td></tr><tr><td>Szklana igła</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1B100-6</td><td>Polerowanie ogniowe w celu zapobieżenia uszkodzeniu zarodków podczas manipulacji.</td></tr><tr><td>Stymulator trawy</td><td>Instrumenty do trawy</td><td>S88</td><td>Oczekuje się, że odpowiednie będą również stymulatory innego rodzaju.</td></tr><tr><td>Kimwipes, Delikatne wycieraczki</td> do zadań <td>Kimberly-Clark Professional</td><td></td> <td>13258179-Laserowy</td></tr> <tr><td>mikroskop skaningowy (LSM)&nbsp;</td>Oczekuje się, że <td>Zeiss</td><td>LSM 5 Exciter Zeiss LSM 880</td><td>LSM innego rodzaju również będą odpowiednie.</td></tr><tr><td>Nunc Cell-Culture Treated, 6-dołkowa płytka</td><td>Thermo Scientific</td><td></td> <td>140675-Obiektyw</td></tr><tr><td>, 20 i razy;/1,0 W zanurzenie w wodzie</td><td>Pipeta Zeiss</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-Pasteur, z podziałką 1 ml</td><td>Pipeta Starlab Group</td><td>E1414-0100-Pasteur</td><td></td></tr><tr><td>, Micro Fine Tip 1 ml</td><td>Starlab Group</td><td>E1414-1100-szalka</td><td></td></tr> <tr><td>Petriego, 60 mm</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5481</td><td>-</td></tr><tr><td>Plazmid, CMV-Cerulean</td><td>Christina L. Hammond (University of Bristol)</td><td></td><td>pCS2+_cerulean_kanR plazmid wstrzykiwany w 25-75 pg w stadium jednokomórkowym. Cytowanie: Bussman J, and Schulte-Merker S. (2011) Development 138:4327-4332. DOI: 10.1242/dev.068080.</td></tr><tr><td>Plazmid, pCS-mCherry-CAAX</td><td>Henry Roehl (University of Sheffield)</td><td>-</td><td>Do transkrypcji in vitro przy użyciu promotora SP6 (można stosować plazmidy zawierające inne markery znakowania błony); syntetyzowane mRNA z czapeczką, które należy wstrzyknąć w 100-200 pg w stadium jednokomórkowym.</td></tr><tr><td>Kontroler impulsów&nbsp;</td><td>Hoefer Scientific Instruments</td><td>PC750-Lutownica</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>-</td><td>--</td><td></td></tr> <tr><td>Tricaine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td>Metanosulfonian etylu 3-aminobenzoesanu / MS-222; do rozpuszczenia w wodzie dla ryb i stosowania w temperaturze 0,6 mM.</td></tr><tr><td>Volocity</td><td>Perkin Elmer/Quorum Technologies Inc</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Kleszcze zegarmistrzowskie, nr 5</td><td></td>-<td></td><td>--</td></tr> <tr><td>Drut, Platynowy</td><td>Goodfellow</td><td>PT005142/12</td><td>o średnicy 0,40 mm; droga alternatywa dla srebra.</td></tr><tr><td>Drut Silver</td><td>Acros Organics</td><td>317730010</td><td>średnicy 0,25 mm (badano zakres średnic tj. 0,25-0,5 mm, które dały podobne wyniki).</td></tr><tr><td>Danio pręgowany, myog:H2B-mRFP</td><td>David M. Langenau (Massachusetts General Hospital; Harvard Stem Cell Institute)</td><td>-</td><td>oficjalna nazwa ZFIN: Tg(myog:Hsa.HIST1H2BJ-mRFP), fb121Tg.&nbsp; http://zfin.org/ZDB-ALT-160803-2&nbsp; Cytowanie: Tang Q, Moore JC, Ignatius MS, Tenente IM, Hayes MN, Garcia EG, Torres Yord&aacute; n N, Bourque C, He S, Blackburn JS, Look AT, Houvras Y, Langenau DM. Obrazowanie heterogeniczności komórek nowotworowych po przeszczepieniu komórek do optycznie czystego danio pręgowanego z niedoborem odporności. Nat Commun. 2016 Sty 21;7:10358. DOI: 10.1038/ncomms10358.</td></tr><tr><td>Danio pręgowany, &alpha;-aktyna:mCherry-CAAX</td><td>Peter D. Currrie (ARMI, Monash University)</td><td>-</td><td>ZFIN oficjalna nazwa: Tg(actc1b:mCherry-CAAX), pc22Tg.&nbsp; http://zfin.org/ZDB-ALT-150224-2 Cytowanie: Berger J, Tarakci H, Berger S, Li M, Hall TE, Arner A, and Currie PD. Utrata Tropomoduliny4 w zmutowanym pr&auml danio pręgowanego; GE powoduje powstawanie pręcików cytoplazmatycznych i osłabienie mięśni przypominające miopatię nemalinową. Dis Model Mech. 2014 Grudzień; 7(12):1407-15. DOI: 10.1242/dmm.017376.</td></tr><tr><td>Danio pręgowany, &beta;-aktyna: HRAS-EGFP</td><td>-</td><td>-</td><td>oficjalna nazwa ZFIN: Tg(Ola.Actb:Hsa.HRAS-EGFP), vu119Tg. http://zfin.org/ZDB-ALT-061107-2&nbsp; Cytowanie: Cooper MS, Szeto DP, Sommers-Herivel G, Topczewski J, Solnica-Krezel L, Kang HC, Johnson I i Kimelman D. Wizualizacja morfogenezy w transgenicznych zarodkach danio pręgowanego przy użyciu barwnika estru metylowego BODIPY TR jako istotnego barwnika przeciwstawnego dla GFP. Od dewelopera: Dyn. 2005 Luty; 232(2):359-68. DOI: 10.1002/DVDY.20252.</td></tr><tr><td>Oprogramowanie ZEN</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr></tbody></table>

wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej

Real Time and Repeated Measurement of Skeletal Muscle Growth in Individual Live Zebrafish Subjected to Altered Electrical Activity

Do wizualizacji pojedynczych komórek w całym ciele żywego embrionalnego, larwalnego lub młodocianego danio pręgowanego można użyć wielu metod. Pokazujemy, że żywe ryby z fluorescencyjnie zaznaczonymi błonami plazmatycznymi można skanować w konfokalnym laserowym mikroskopie skaningowym w celu określenia objętości tkanki mięśniowej i liczby obecnych włókien mięśniowych. Opisano skuteczne podejścia do pomiaru liczby i wielkości komórek u żywych zwierząt w czasie i zweryfikowano je pod kątem bardziej żmudnych metod segmentacji. Opisano metody, które pozwalają na kontrolę aktywności elektrycznej, a tym samym kurczliwej mięśni. Utrata aktywności skurczowej mięśni szkieletowych znacznie zmniejszyła wzrost mięśni. U larw opisano protokół, który pozwala na ponowne wprowadzenie wzorzystej aktywności skurczowej wywołanej elektrycznie. Opisane metody minimalizują wpływ zmienności międzyosobniczej i pozwolą na analizę wpływu bodźców elektrycznych, genetycznych, lekowych lub środowiskowych na różnorodność komórkowych i fizjologicznych parametrów wzrostu w kontekście żywego organizmu. Następnie można przeprowadzić długoterminową obserwację zmierzonych skutków zdefiniowanej interwencji we wczesnym okresie życia u poszczególnych osób.

Szybki i precyzyjny pomiar objętości somitu 
Opisano metodę przygotowania próbek, pozyskiwania danych i analizy wolumetrycznej, która umożliwia szybki pomiar wzrostu mięśni u larw zebrafish. Wielkość mięśni u żywych zwierząt można mierzyć, wykorzystując ryby z GFP skierowaną do błony komórkowej (β-actin:HRAS-EGFP) lub mCherry (α-actin:mCherry-CAAX) w obrębie ich błon plazmatycznych. Larwy poddano krótkotrwałej anestezji przy użyciu trikainy, zamocowano w agarozie niskotopliwej i obra...

Przejrzystość optyczna jest główną zaletą dla biologicznej i fizjologicznej pracy komórek u danio pręgowanego. Opisano solidne metody pomiaru wzrostu komórek u poszczególnych zwierząt, które pozwalają na nowy wgląd w to, w jaki sposób wzrost mięśni szkieletowych i sąsiednich tkanek jest zintegrowany ze wzrostem całego ciała.

Wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish ...

Nasz protokół pozwala nam badać, w jaki sposób tkanki, takie jak mięśnie szkieletowe, regulują swój rozmiar, co pozostaje kluczowym pytaniem w biologii komórki i rozwoju z ważnymi implikacjami fizjologicznymi i medycznymi. Główną zaletą naszej techniki jest to, że wzrost komórek można obserwować i mierzyć u żywych zwierząt in vivo z dużą dokładnością przestrzenną i czasową. Postęp w podstawowej wiedzy na temat wczesnego wzrostu mięśni może uwypuklić rozwojowe pochodzenie wczesnych problemów z mięśniami i doprowadzić do odkrycia Novo Therapeutics w celu ochrony przed utratą mięśni u osób starszych i pacjentów z zaburzeniami zaniku mięśni.Przygotuj 1% LMA w 1,5 mililitrowej tubie i przechowuj go w bloku grzewczym o temperaturze 37 stopni Celsjusza do wielokrotnego użycia. Wybierz rybę, która ma być zamontowana i tymczasowo znieczul każdą rybę. Aby uniknąć szoku cieplnego, wyjmij podwielokrotność LMA z bloku grzewczego i pozwól mu ostygnąć do temperatury nieco powyżej ustawienia.Weź 60-mililitrową szalkę Petriego, która została pokryta warstwą 1% LMA i umieść ją na stoliku mikroskopu preparacyjnego. Przenieść larwę za pomocą jednomililitrowej plastikowej pipety Pasteura na 60-milimetr

real-time-repeated-measurement-skeletal-muscle-growth-individual-live

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Ten film demonstruje rejestrację sygnałów elektrycznych z neuronów doprowadzających u sparaliżowanej larwy danio pręgowanego poprzez umieszczenie mikropipety w pobliżu zwoju linii bocznej i utworzenie luźnej uszczelki do przechwytywania sygnału. Roztwór zewnątrzkomórkowy utrzymuje żywotność neuronów podczas tego procesu.

Monitorowanie sygnałów elektrycznych z neuronów aferentnych w unieruchomionej larwie danio pręgowanego

Opisana jest prosta metoda rejestrowania potencjałów pola zewnątrzkomórkowego w przodomózgowiu larwy danio pręgowanego. Metoda ta zapewnia solidny odczyt in vivo aktywności podobnej do napadowej. Technika ta może być stosowana w przypadku genetycznie zmodyfikowanych larw danio pręgowanego będących nosicielami genów związanych z padaczką lub napadów wywołanych podawaniem leków przeciwdrgawkowych.

Zapis elektrofizjologiczny przodomózgowia u larw danio pręgowanego

Danio pręgowany to nowy system do modelowania zaburzeń mięśni szkieletowych u ludzi.  Opisujemy szybką i skuteczną metodę izolowania włókien mięśniowych mięśni szkieletowych od embrionalnego i larwalnego danio pręgowanego.  Metoda ta pozwala uzyskać preparat z włókien mięśniowych o dużej gęstości, odpowiedni do badania morfologii pojedynczych włókien mięśni szkieletowych, lokalizacji subkomórkowej białek i fizjologii mięśni.

Analiza embrionalnych i larwalnych włókien mięśniowych szkieletu danio pręgowanego z preparatów zdysocjowanych

Pomiary siły mogą być użyte do pokazania zmian w funkcjonowaniu mięśni spowodowanych rozwojem, kontuzją, chorobą, leczeniem lub toksycznością chemiczną. W tym filmie pokazujemy metodę pomiaru siły podczas maksymalnego skurczu mięśnia tułowia larw danio pręgowanego.

Pomiar siły podczas skurczu w celu oceny funkcji mięśni u larw danio pręgowanego

Danio pręgowany jest teraz sprawdzonym i potężnym narzędziem do modelowania dystrofii mięśniowych, wrodzonych miopatii i pokrewnych chorób nerwowo-mięśniowych. Dwójłomność i zachowanie ucieczki wywołane dotykiem to dwa powszechne nieinwazyjne testy stosowane do określenia stopnia dezorganizacji mięśni i upośledzenia lokomocji zarodków danio pręgowanego we wczesnym okresie rozwoju.

Analiza wad mięśni szkieletowych u larw danio pręgowanego za pomocą testów dwójłomności i reakcji ucieczki wywołanej dotykiem

Ten artykuł opisuje, jak dorosły danio pręgowany może zostać unieruchomiony, zaintubowany i wykorzystany do eksperymentów elektrofizjologicznych in vivo, aby umożliwić rejestrację i manipulację aktywnością neuronalną u nienaruszonego zwierzęcia.

Zapis elektrofizjologiczny w mózgu nienaruszonego dorosłego danio pręgowanego

Danio pręgowany to doskonały model do badania funkcji mięśni i chorób. Podczas wczesnej embriogenezy danio pręgowany rozpoczyna regularne skurcze mięśni, powodując rytmiczne zachowanie podczas pływania, które zmienia się, gdy mięsień jest zakłócony. W tym miejscu opisujemy reakcję wywołaną dotykiem i test lokomocji, aby zbadać wydajność pływania jako miarę funkcji mięśni.

Wykorzystanie reakcji wywołanej dotykiem i testów lokomocji do oceny wydajności i funkcji mięśni u danio pręgowanego

Opisane tutaj protokoły pozwalają na badanie właściwości elektrycznych komórek pobudliwych w najbardziej nieinwazyjnych warunkach fizjologicznych poprzez wykorzystanie zarodków danio pręgowanego w systemie in vivo wraz z genetycznie kodowanym wskaźnikiem napięcia (GEVI) opartym na rezonansie fluorescencyjnym (FRET), selektywnie wyrażanym w interesującym typie komórki.

Biodetekcja potencjału błonowego neuronu ruchowego w żywych zarodkach danio pręgowanego

Tutaj pokazujemy proces tworzenia linii reportera napięcia elektrycznego komórkowego do wizualizacji rozwoju embrionalnego, ruchu i komórek nowotworowych ryb in vivo.

Wizualizacja komórkowej aktywności elektrycznej we wczesnych zarodkach i nowotworach danio pręgowanego

Regeneracja mięśni szkieletowych jest napędzana przez komórki macierzyste mięśni rezydujące w tkankach, które są upośledzone w wielu chorobach mięśni, takich jak dystrofia mięśniowa, co skutkuje niezdolnością mięśni do regeneracji. W tym miejscu opisujemy protokół, który pozwala na badanie regeneracji mięśni w modelach choroby mięśni danio pręgowanego.

Badanie regeneracji mięśni w modelach chorób mięśni danio pręgowanego

Połączenie nerwowo-mięśniowe larw danio pręgowanego jest atrakcyjnym modelem do badania fizjologii synaptycznej. Jest podatny na wiele technik eksperymentalnych, w tym elektrofizjologię i obrazowanie optyczne. W tym miejscu opisujemy protokół obrazowania transmisji synaptycznej za pomocą sondy na bazie pHluoryny pod pionowym mikroskopem epifluorescencyjnym.

Obrazowanie na żywo recyklingu pęcherzyków synaptycznych w złączu nerwowo-mięśniowym wypreparowanych larw danio pręgowanego

Poznaj metodę wielokrotnych pomiarów wzrostu mięśni szkieletowych u Danio rerio w czasie rzeczywistym. Technika ta umożliwia badanie regulacji wzrostu mięśni z wysoką dokładnością przestrzenną i czasową.

Wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej (Wideo) | JoVE Journal

Wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej

Przeglądaj więcej filmów