Name: Terapia sonodynamiczna w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu przenośnego stacjonarnego systemu ultrasonograficznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-10T14:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: Poznaj terapię sonodynamiczną w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu ultrasonografii pod kierunkiem rezonansu magnetycznego. Ta nieinwazyjna metoda oferuje precyzyjne niszczenie guzów przy zachowaniu zdrowej tkanki mózgowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują za wsparcie finansowe od National Science Foundation (NSF) STTR Phase 1 Award (#: 1938939), przez ASME Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA) Award (#: N660012024075), oraz Johns Hopkins Institute for Clinical and Translational Research (ICTR's) Clinical Research Scholars Program (KL2), zarządzany przez National Institutes of Health (NIH) National Center for Advancing Translational Sciences (NCATS). Ogniwa zostały zakupione i dostarczone przez Fundację Mayo na rzecz Edukacji Medycznej i Badań.

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z Komitetem ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa (IACUC). Atymiczne nagie samice myszy (wiek: 10 tygodni) uzyskano ze źródeł komercyjnych (patrz tabela materiałów). Przestrzegano wszystkich przepisów poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2), w tym stosowania masek, rękawiczek i fartuchów.
1. Implantacje nowotworów i obrazowanie bioluminescencyjne
<ol>
	<li>W początkowej fazie badania należy wykonać implantację guza wewnątrzczaszkowego, postępując zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem6. 
	UWAGA: W tym badaniu 100 000 ludzkich komórek ksenoprzeszczepu GBM M59 w 4 μl zawiesiny komórkowej użyto do implantacji na głębokości 3,0 mm do czaszki.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem leczenia należy nieinwazyjnie określić ilościowo wielkość guza u każdej myszy za pomocą systemu obrazowania luminescencyjnego in vivo (patrz tabela materiałów) zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem7. 
	UWAGA: Zrobiono to w dniu leczenia, 7 dni po początkowej implantacji guza.</li>
	<li>Korzystając z obrazowania ilościowego, podziel myszy na porównywalne podgrupy w celu leczenia. 
	UWAGA: W tym badaniu uwzględniono dwie podgrupy: (1) nieleczone myszy z guzem (n = 4) i (2) myszy z guzem poddawane SDT (n = 4). Nie zaobserwowano statystycznie istotnej różnicy w wielkości guza przed leczeniem między obiema grupami (p > 0,05).</li>
</ol>
2. Ustawienie dnia leczenia
<ol>
	<li>Usunąć chlorowodorek 5-ALA (patrz tabela materiałów) z zamrażarki i odważyć 200 mg/kg masy myszy 5-ALA (np. w przypadku myszy o masie 25 g odważyć 5 mg.). Rób to tylko w świetle otoczenia. 
	UWAGA: Wysterylizuj cały sprzęt przed użyciem. </li>
	<li>Rozpuścić całkowitą ilość 5-ALA w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS), tak aby każdemu zwierzęciu podano 60 mg/ml roztworu 5-ALA o odpowiedniej dawce wagowej (np. dla myszy 25 g rozpuścić 5 mg 5-ALA w 83,33 μl PBS).</li>
	<li>Dla każdego zwierzęcia w grupie badanej SDT należy wstrzyknąć odpowiednią ilość roztworu 5-ALA zwierzęciu dootrzewnowo (obliczone w krokach 2.1 i 2.2).</li>
	<li>Pozostaw zwierzęta w klatkach na 3 godziny, aby zmetabolizować 5-ALA.</li>
</ol>
3. Przygotowanie rekwizytów do eksperymentów
<ol>
	<li>Napełnij zbiornik wodą dejonizowaną (DI). 
	UWAGA: Ilość potrzebnej wody zależy od liczby myszy użytych w badaniu.</li>
	<li>Podłącz rurki przepływu i wylotu do odgazowywacza ultradźwiękowego (patrz tabela materiałów) i podłącz odgazowywacz do zasilania (1 = WŁ., 0 = WYŁ.).</li>
	<li>Umieść drugi koniec rurek wlotowych i wylotowych w zbiorniku na wodę DI.</li>
	<li>Włącz odgazowywacz i pracuj przez 45 minut.</li>
	<li>Napełnij nowo odgazowaną wodę do górnej części hermetycznego, szczelnego pojemnika, który będzie używany podczas badania.</li>
	<li>Wlać żel ultradźwiękowy (patrz Tabela Materiałów) do stożkowej probówki, a następnie umieścić w wirówce i wirować z prędkością 160 x g przez 5 minut, aby usunąć powietrze z żelu. 
	UWAGA: Potrzebna jest wystarczająca ilość żelu, aby uformować porcję żelu na głowie każdego zwierzęcia.</li>
</ol>
4. Ustawienia systemu MRgFUS
<ol>
	<li>Podłącz system MRgFUS (patrz tabela materiałów) za pomocą schematu połączeń, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1 (dolny panel).
	<ol>
		<li>Podłącz wszystkie niezbędne komponenty (komputer stacjonarny, monitor, platforma MRgFUS, oscyloskop, wzmacniacz) do zasilania.</li>
		<li>Podłącz wszystkie we właściwe miejsca.</li>
		<li>Podłącz żądany przetwornik do platformy MRgFUS za pomocą BNC i koncentrycznych, a następnie podłącz odpowiednią skrzynkę dopasowania impedancji do odpowiednich przewodów. 
		UWAGA: W niniejszym badaniu zastosowano przetwornik o częstotliwości 515 kHz.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włącz wszystkie urządzenia.</li>
	<li>W systemie operacyjnym komputera stacjonarnego otwórz aplikację AUREUS, która jest już zintegrowana z oprogramowaniem systemu FUS.</li>
	<li>Wybierz opcję Połącz cały sprzęt, aby podłączyć sprzęt do systemu i upewnić się, że składniki komunikują się z oprogramowaniem.</li>
	<li>Wybierz używany przetwornik, wybierając menu rozwijane i wybierając żądany przetwornik.</li>
</ol>
5. Inicjalizacja
<ol>
	<li>Odkręć dolną od fantomu i napełnij wnękę wodą zdejonizowaną i odgazowaną, aż się przeleje, a następnie ponownie wkręć.</li>
	<li>Włóż fantom w odpowiednie miejsce na łóżku MRI (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 2), a następnie umieść łóżko MRI w kołysce MRI w odpowiednim gnieździe.</li>
	<li>Umieść podstawkę MRI w odpowiednim miejscu w skanerze MRI (patrz Tabela materiałów). Wyreguluj kołyskę tak, aby łóżko fantomowego rezonansu magnetycznego mogło wsunąć się w otwór rezonansu magnetycznego bez żadnych przeszkód, aby uzyskać wysokiej jakości obraz fantomu. Oznacz tę lokalizację, aby można ją było łatwo powielić w przyszłości. 
	UWAGA: Po znalezieniu tej lokalizacji, nie zostanie ona zmieniona do końca zabiegu. Dlatego upewnij się, że jest to odpowiednie miejsce do umieszczenia rezonansu magnetycznego zwierzęcia, w przeciwnym razie cała rejestracja będzie musiała zostać powtórzona.</li>
	<li>Wykonać rezonans magnetyczny fantomu, korzystając z ustawień podanych w Tabeli 1.</li>
	<li>Zdejmij podstawkę z otworu magnesu, ale trzymaj ją na skanerze. Wyjmij łóżko MRI zawierające fantom z kołyski, a następnie umieść łóżko z fantomem na systemie MRgFUS, wsuwając kołek na spodzie w odpowiednie miejsce.</li>
	<li>Wsuń końcówkę rejestracyjną w szczeliny magnetyczne na ramieniu przetwornika tak, aby była skierowana w dół w kierunku fantomu (patrz Rysunek 2).</li>
	<li>W oprogramowaniu wybierz opcję Wybierz nową pozycję początkową, a następnie wybierz opcję Włącz tryb impulsowania, aby rozpocząć wyszukiwanie z przewodnikiem w ostrości. Po przełączeniu trybu impulsowania użyj w lewo, w prawo, w górę, w dół, ze stroną w górę i stroną w dół, aby ręcznie przesunąć ramię przetwornika odpowiednio w lewo, w prawo, do przodu, do tyłu, w górę i w dół.</li>
	<li>Ustaw wskaźnik ręcznie we wszystkich trzech wymiarach, aż końcówka wskaźnika dotknie środka wzoru krzyża, który leży na górze fantomu (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Pobierz fantomowe obrazy MRI do komputera i umieść je w folderze w wybranym katalogu, a następnie załaduj obrazy MRI do oprogramowania, wybierając opcję Załaduj obrazy fantomowe. Osiowe plasterki fantomowe wypełnią ekran po prawej stronie. Przewijaj te plasterki za pomocą paska przewijania myszy. Dostosuj jasność, klikając i przytrzymując obraz, a następnie przesuwając mysz w górę lub w dół. 
	UWAGA: Jeśli którykolwiek z plików w folderze nie jest nieskompresowanymi plikami DICOM, oprogramowanie nie będzie w stanie ich odczytać i zaimportować, więc usuń wszystkie inne pliki z tego folderu.</li>
	<li>Przewiń do dowolnego obrazu fantomu, na którym znajduje się wyraźny okrąg z trzema ciemnymi otworami w każdym. Kliknij na środku fantomu, a pojawi się czerwone kółko. Kliknij i przeciągnij okrąg, aż osiągnie tę samą średnicę i zrówna się z obwodem fantomu (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Współrzędne tej pozycji są określane jako "pozycja wyjściowa"; zapisz ją, klikając Ustaw L/R, A/P i S/I.</li>
	<li>Kliknij opcję Jog Mode Off (Wyłącz tryb impulsowania), wyjmij końcówkę rejestracyjną z ramienia przetwornika, a następnie wybierz opcję Exit Focus Finding (Wyjdź z wyszukiwania ostrości). Potwierdź pozycję początkową, aby zakończyć sekwencję inicjalizacji.</li>
</ol>
6. Przygotowanie zwierząt do SDT
<ol>
	<li>Znieczulić mysz za pomocą mieszaniny gazów izofluranu-O2 w komorze indukcyjnej. Ustaw natężenie przepływu gazu na 1.0 ml/min, a parownik na 2.0% w celu indukcji znieczulenia, zwykle wymagając 3-5 minut w komorze (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Oceń, czy zwierzę jest odpowiednio uspokojone, szczypiąc palec u nogi. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki. 
	UWAGA: Monitoruj głębokość znieczulenia przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>Wstrzyknąć myszowi 40 μl środka kontrastowego z gadolinu przez żyłę ogonową (patrz Tabela Materiałów).</li>
	<li>Usuń wszelkie włosy zasłaniające skórę głowy nad czaszką za pomocą kremu do depilacji i golarki elektronicznej.</li>
	<li>Przymocuj zwierzę do łóżka do rezonansu magnetycznego, wykonując następujące czynności (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 3).
	<ol>
		<li>Podłącz rurkę wlotową łóżka do rezonansu magnetycznego (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 3A) do źródła izofluranu do znieczulenia i ustaw natężenie przepływu gazu na 1,0 ml/min, a parownik na 2,0% w celu indukcji znieczulenia. Podłącz rurkę wylotową do kanistra z filtrem węglowym w celu wchłonięcia znieczulenia.</li>
		<li>Umieść stożek nosowy w jego gnieździe, jak pokazano na Rysunek 3B. Wsuń pręt gryzowy przez otwory pręta gryzowego zarówno w stożku nosowym, jak i na końcu łóżka, jak pokazano, z końcem osłony przed zgryzami unoszącym się nad otwartą studzienką w łóżku MRI.</li>
		<li>Umieść zwierzę na łóżku do rezonansu magnetycznego tak, aby jego uszy znajdowały się w jednej linii ze stereotaktycznymi otworami na nauszniki i zatrzasnij zęby przez osłonę przeciwgryzową, aby utrzymać je na miejscu. Przesuń stożek nosowy do przodu, tak aby znajdował się nad pyskiem zwierzęcia, aby zapewnić stały strumień znieczulenia.</li>
		<li>Wsuń nauszniki przez otwory po obu stronach łóżka MRI i podnieś głowę zwierzęcia, aż obie listwy uszne będą pasować do kanałów słuchowych myszy. 
		UWAGA: Nie pchaj zbyt daleko, ponieważ może to uszkodzić błony bębenkowe zwierzęcia.</li>
		<li>Upewnij się, że zwierzę znajduje się w wygodnej pozycji. Następnie za pomocą płaskiego śrubokręta wkręć kompatybilne z MRI, aby zablokować oba nauszniki, stożek nosowy i pasek zgryzowy. Spowoduje to zablokowanie zwierzęcia na miejscu i zapobiegnie wszelkim ruchom głowy, dopóki zwierzę nie zostanie usunięte z łóżka. 
		UWAGA: Upewnij się, że nie ma żadnych zakłóceń w ułożeniu zwierzęcia na łóżku do rezonansu magnetycznego po wykonaniu tego kroku. Jeśli zwierzę się porusza, cała konfiguracja (krok 6.5) będzie musiała zostać powtórzona, niezależnie od tego, jak daleko znajduje się protokół.</li>
		<li>Podczas gdy zwierzę czeka, umieść łóżko MRI na ciepłej poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała. 
		UWAGA: Monitoruj i utrzymuj temperaturę ciała przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Izofluran jest w sposób ciągły dostarczany zwierzęciu za pośrednictwem rurek przymocowanych do stożków nosowych przez cały czas trwania zabiegu, gdy legowisko zwierzęcia jest zamocowane w systemie FUS, za pomocą uchwytów dostarczonych na platformie.</li>
</ol>
7. Procedury MRI
<ol>
	<li>Weź łóżko do rezonansu magnetycznego ze zwierzęciem stereotaktycznie zamocowanym i umieść je w kołysce do rezonansu magnetycznego wcześniej podłączonej do skanera MRI (patrz tabela materiałów), umieszczając otwór w łóżku MRI na jego końcu do kołka na kołysce MRI, jak pokazano na <silna klasa = "xfig">Rysunek 3. Podłącz rurki anestezjologiczne wlotowe i wylotowe do odpowiednich rurek w aparacie do rezonansu magnetycznego.</li>
	<li>Wsuń kołyskę MRI zawierającą zwierzę do otworu MRI, upewniając się, że zachowałeś tę samą pozycję, w której umieszczono fantom</li>.
	<li>Wykonaj lokalizator, aby zobaczyć lokalizację mózgu zwierzęcia, a następnie skan MRI zależny od T1 po kontraście obejmujący cały mózg przy użyciu ustawień MRI z Tabeli 2.</li>
	<li>Wyeksportuj skan MRI jako zestaw nieskompresowanych plików DICOM, po jednym dla każdego wycinka.</li>
</ol>
8. Skoncentrowane leczenie ultradźwiękami (<silna klasa="xfig">Rysunek 4)
<ol>
	<li>Po zakończeniu skanowania wyjmij zwierzę z kołyski do rezonansu magnetycznego i umieść je na platformie, wsuwając przód łóżka w odpowiedni kołek z tyłu platformy i wsuwając tył łóżka w odpowiedni kołek.</li>
	<li>Podłącz rurkę wlotową łóżka MRI do źródła izofluranu w celu znieczulenia i ustaw natężenie przepływu gazu na 1,0 ml/min, a parownik na 2,0% w celu utrzymania znieczulenia. Podłącz rurkę wylotową do kanistra z filtrem węglowym w celu wchłonięcia znieczulenia.</li>
	<li>Przenieś zestaw plików DICOM do komputera i umieść je w folderze w głównym katalogu roboczym bieżącego badania. 
	UWAGA: Zapoznaj się z krokiem 5.9, aby zapoznać się z wymaganiami dotyczącymi plików.</li>
	<li>W oprogramowaniu przejdź do głównej strony inicjalizacji i włącz tryb impulsowania, klikając Guided Focus Finding, a następnie kliknij Jog Mode On.</li>
	<li>Umieść odrobinę odwirowanego żelu ultradźwiękowego na głowie zwierzęcia, z taką ilością żelu, aby pokryć całą skórę głowy nad czaszką.</li>
	<li>Wlej wodę DI i odgazowaną do łaźni wodnej do 80%, a następnie umieść łaźnię wodną na odpowiednich kolumnach na platformie.</li>
	<li>Opuść łaźnię wodną wypełnioną wodą demineralizowaną, aż dolna membrana dotknie żelu ultradźwiękowego na głowie zwierzęcia, tworząc powierzchnię sprzęgającą między wodą a żelem. Upewnij się, że żel do ultradźwięków pokrywa całą głowę zwierzęcia do kąpieli wodnej i aby w żelu ultradźwiękowym między kąpielą wodną a skórą głowy myszy nie było pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Zanurz przetwornik ultradźwiękowy w łaźni wodnej, upewniając się, że na powierzchni przetwornika nie tworzą się pęcherzyki powietrza.</li>
	<li>Opuść ramię przetwornika w trybie Jog Down w kierunku częściowo zanurzonego przetwornika i sprzęgnij je z przetwornikiem, wyrównując ze sobą szczeliny magnetyczne, podczas gdy powierzchnia przetwornika pozostaje zanurzona.</li>
	<li>Wyłącz tryb impulsowania, a następnie zakończ wyszukiwanie ostrości, tak jak to zrobiono na etapie inicjalizacji. Upewnij się, że potwierdziłeś pozycję wyjściową, tak jak wcześniej.</li>
	<li>Przejdź do zakładki leczenia, a następnie prześlij pliki MRI po kontraście T1-zależnym, klikając ikonę folderu w górnej środkowej części ekranu. Wybierz folder zawierający pliki DICOM, które zostały wcześniej przesłane do komputera, i otwórz je. Ten krok powinien automatycznie załadować wszystkie pliki DICOM w prawym górnym panelu.</li>
	<li>Następnie w zakładce Sonication Mode wybierz odpowiedni tryb leczenia, wybierając Burst lub Continuous Wave. Jeśli jesteś w trybie serii, w zakładce Ustawienia sonikacji wprowadź długość serii, okres serii i liczbę okresów. Parametry te będą odpowiadały każdemu miejscu sonikacji. W trybie fali ciągłej wprowadź tylko czas trwania sonikacji. 
	UWAGA: W tym badaniu tryb fali ciągłej był używany przez 120 sekund.</li>
	<li>Kliknij ikonę celu w górnej środkowej części strony i wybierz odpowiednie miejsca na odpowiednim wycinku MRI, w które ma być skierowany obszar ogniskowy FUS. W miejscu kliknięcia pojawi się jasnoczerwony kwadrat z czerwonym kółkiem. Można wybrać więcej niż jedną opcję.</li>
	<li>Po lewej stronie obrazu MRI znajduje się tabela, która zostanie wypełniona współrzędnymi 3D wybranych obszarów ogniskowych. W ostatniej kolumnie tabeli wprowadź poziom mocy, który ma być poddany sonikacji w każdym ognisku, który można obliczyć oddzielnie dla każdego używanego przetwornika w celu uzyskania żądanych poziomów ciśnienia lub intensywności. Kliknij każdy punkt ogniskowy w tabeli, aby potwierdzić, co spowoduje podświetlenie współrzędnych, a odpowiadający mu obszar ogniskowej na obrazie zmieni kolor na niebieski. 
	UWAGA: Zapoznaj się z arkuszem danych przetwornika, aby określić, w jaki sposób przeliczyć poziom mocy wprowadzony do tabeli na ciśnienie lub intensywność, ponieważ wartości te są specyficzne dla przetwornika.</li>
	<li>Gdy wszystkie obszary ogniskowe są zadowalające, wybierz Test ruchu. Spowoduje to, że oprogramowanie przesunie przetwornik do wszystkich ognisk, aby upewnić się, że ruchy są możliwe. Po potwierdzeniu oprogramowanie wskaże, że test ruchu został zakończony. Jeśli wystąpi błąd, dostosuj obszary ogniskowych tak, aby pasowały do osi 3D silników przetworników.</li>
	<li>Gdy będziesz gotowy, wybierz Rozpocznij sonikację, aby rozpocząć protokół sonikacji, przesuwając przetwornik i stosując prawidłowe parametry FUS w każdym wybranym obszarze ogniskowym.</li>
	<li>Po zakończeniu protokołu sonikacji odłącz przetwornik od ramienia przetwornika, usuń kąpiel wodną z platformy i zetrzyj żel ultradźwiękowy ze skóry głowy zwierzęcia.</li>
	<li>Odkręć pręty gryzące i nauszniki, wyjmij zwierzę z łóżka do rezonansu magnetycznego, a następnie umieść zwierzę na ciepłej podkładce, aż zwierzę obudzi się ze znieczulenia. W tym momencie włóż zwierzę z powrotem do klatki.</li>
	<li>W przypadku kolejnych zwierząt powtórzyć ten sam protokół, zaczynając od sekcji 6.</li>
	<li>Po leczeniu pożądanych zwierząt należy oczyścić wszystkie powierzchnie dotykane przez zwierzęta 70% etanolem (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Zamknij oprogramowanie, a następnie wyłącz i wyłącz każdy element wyposażenia.</li>
</ol>
9. Etapy po zabiegu
<ol>
	<li>Powtórzyć protokół systemu obrazowania in vivo (IVIS) z sekcji 1 dla bioluminescencji mierzonej 24 godziny po zabiegu. Aby przeanalizować skuteczność leczenia, porównaj zapisy bioluminescencji przed i po leczeniu, aby określić tempo wzrostu zarówno dla grup leczonych, jak i nieleczonych.</li>
	<li>Wykonaj kontrolne skany MRI przy użyciu tych samych ustawień, co w kroku 6.4. Korzystając ze skanów ze wzmocnieniem kontrastowym, porównaj średnią intensywność skali szarości obszaru guza lub oblicz całkowitą objętość, która jest pokryta środkiem kontrastowym, aby określić różnice w objętości guza przed i po leczeniu.</li>
</ol>

<ol><li>Tan, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+glioblastoma%3A+State+of+the+art+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22CA%3A+A+Cancer+Journal+for+Clinicians%22%5BJournal%5D)">Management of glioblastoma: State of the art and future directions.</a> CA: A Cancer Journal for Clinicians. 70 (4), 299-312 (2020).</li>
<li>Stupp, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiotherapy+plus+concomitant+and+adjuvant+temozolomide+for+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma.</a> The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).</li>
<li>McHale, A. P., Callan, J. F., Nomikou, N., Fowley, C., Callan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonodynamic+therapy%3A+concept%2C+mechanism+and+application+to+cancer+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Experimental+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Sonodynamic therapy: concept, mechanism and application to cancer treatment.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 880, 429-450 (2016).</li>
<li>Ohmura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonodynamic+therapy+with+5-aminolevulinic+acid+and+focused+ultrasound+for+deep-seated+intracranial+glioma+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Anticancer+Research%22%5BJournal%5D)">Sonodynamic therapy with 5-aminolevulinic acid and focused ultrasound for deep-seated intracranial glioma in rat.</a> Anticancer Research. 31 (7), 2527-2533 (2011).</li>
<li>Shono, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+cellular+PpIX+potentiates+sonodynamic+therapy+in+a+mouse+glioma+stem+cell-bearing+glioma+model+by+downregulating+the+Akt%2FNF-%CE%BAB%2FMDR1+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Elevated cellular PpIX potentiates sonodynamic therapy in a mouse glioma stem cell-bearing glioma model by downregulating the Akt/NF-κB/MDR1 pathway.</a> Scientific Reports. 11 (1), 15105(2021).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).</li>
<li>Poussard, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+systems+%28IVIS%29+detection+of+a+neuro-invasive+encephalitic+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus.</a> Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).</li>
<li>Borah, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonodynamic+therapy+in+combination+with+photodynamic+therapy+shows+enhanced+long-term+cure+of+brain+tumor%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Sonodynamic therapy in combination with photodynamic therapy shows enhanced long-term cure of brain tumor.</a> Scientific Reports. 10 (1), 21791(2020).</li>
<li>Wu, S. -K., Santos, M. A., Marcus, S. L., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MR-guided+focused+ultrasound+facilitates+sonodynamic+therapy+with+5-Aminolevulinic+acid+in+a+rat+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">MR-guided focused ultrasound facilitates sonodynamic therapy with 5-Aminolevulinic acid in a rat glioma model.</a> Scientific Reports. 9 (1), 10465(2019).</li>
<li>Zhang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonodynamic+therapy-assisted+immunotherapy%3A+A+novel+modality+for+cancer+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Science%22%5BJournal%5D)">Sonodynamic therapy-assisted immunotherapy: A novel modality for cancer treatment.</a> Cancer Science. 109 (5), 1330-1345 (2018).</li>
<li>Nonaka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonodynamic+therapy+consisting+of+focused+ultrasound+and+a+photosensitizer+causes+a+selective+antitumor+effect+in+a+rat+intracranial+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22Anticancer+Research%22%5BJournal%5D)">Sonodynamic therapy consisting of focused ultrasound and a photosensitizer causes a selective antitumor effect in a rat intracranial glioma model.</a> Anticancer Research. 29 (3), 943-950 (2009).</li>
<li>Pi, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonodynamic+therapy+on+intracranial+glioblastoma+xenografts+using+sinoporphyrin+sodium+delivered+by+ultrasound+with+microbubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Sonodynamic therapy on intracranial glioblastoma xenografts using sinoporphyrin sodium delivered by ultrasound with microbubbles.</a> Annals of Biomedical Engineering. 47 (2), 549-562 (2019).</li>
<li>Rodgers, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Virtual+histology+of+an+entire+mouse+brain+from+formalin+fixation+to+paraffin+embedding.+Part+1%3A+Data+acquisition%2C+anatomical+feature+segmentation%2C+tracking+global+volume+and+density+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 1: Data acquisition, anatomical feature segmentation, tracking global volume and density changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 364, 109354(2021).</li>
<li>Chimata, A. V., Deshpande, P., Mehta, A. S., Singh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+to+study+cell+death+using+TUNEL+assay+in+Drosophila+imaginal+discs%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protocols%22%5BJournal%5D)">Protocol to study cell death using TUNEL assay in Drosophila imaginal discs.</a> STAR Protocols. 3 (1), 101140(2022).</li>
</ol>

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów. Amir Manbachi uczy i konsultuje dla BK Medical (GE Healthcare), Neurosonics Medical i jest wynalazcą wielu zgłoszonych do opatentowania technologii FUS. Betty Tyler jest finansowana na badania przez NIH i jest współwłaścicielką Accelerating Combination Therapies*. Ashvattha Therapeutics Inc. uzyskała również licencję na jeden z jej patentów, a ona sama jest udziałowcem Peabody Pharmaceuticals (*obejmuje akcje lub opcje).

Dla pacjentów z GBM konieczne są nowe opcje terapeutyczne i skuteczne leczenie. W protokole tym przedstawiono przedkliniczne leczenie GBM za pośrednictwem FUS, które jest obecnie poddawane szeroko zakrojonym badaniom w celu zastosowania klinicznego. Chociaż SDT ma ekscytujący potencjał, wciąż pozostaje wiele do zrozumienia i optymalizacji w warunkach przedklinicznych.
Jednym z najważniejszych elementów tego protokołu jest wykorzystanie FUS pod kontrolą MR do celowania w guz w celu uzyskania maksymalnej skuteczności. Za pomocą fantomu można utworzyć przestrzeń współrzędnych 3D, w której każdemu pikselowi osiowych wycinków MRI można przypisać współrzędną. Następnie, prosta procedura wyboru miejsca sonikacji na obrazie MR informuje przetwornik, gdzie należy celować. Zastosowany przedkliniczny system FUS jest bardzo wszechstronny i ma zastosowanie, gdy konieczne jest celowanie w lokalizacje określonej patologii, takie jak guz, w tym guzy głębiej osadzone, które byłyby trudne do namierzenia bez potwierdzenia obrazowego. Stosując gadolin jako środek kontrastowy, uzyskuje się wyraźną wizualizację guza, co pozwala użytkownikowi podejmować świadome decyzje przy wyborze celów. Przewagą SDT nad wieloma innymi metodami leczenia jest to, że jest to terapia specyficzna dla nowotworu. FUS o niskiej intensywności powinien być ukierunkowany tylko na tkankę nowotworową, pozostawiając zdrowy miąższ mózgu stosunkowo nietknięty 3,8.
Wyniki tego eksperymentu podkreślają, w jaki sposób zalety tego protokołu mogą prowadzić do wyników terapeutycznych, które są podobne do innych odkryć w literaturze dotyczącej SDT. Rycina 5 pokazuje, że w ciągu zaledwie 24 godzin od dnia leczenia nastąpiło spowolnienie wzrostu guza w leczonej kohorcie. Chociaż jest to nieistotne przy użyciu tej małej próby, istotność może wynikać z większej liczby zwierząt. To opóźnienie wzrostu guza jest podobne do tego, co wykazano w pionierskim artykule na ten temat autorstwa Wu i in. (2019), w którym wykazano spowolniony wzrost guza w czasie u leczonych zwierząt, a także wydłużony czas przeżycia9.
Rozważania, które zostały wzięte pod uwagę podczas projektowania tego protokołu, obejmowały szczep zwierzęcy, typ guza i dobór czynnika sonouczulającego. Atymiczne nagie myszy zostały wybrane do tego protokołu z wielu powodów. Po pierwsze, naga mysz jest łatwiejsza do sonikacji, ponieważ brak włosów zapobiega jakiemukolwiek tłumieniu. Ponadto brak układu odpornościowego pozwala na wszczepienie ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta (PDX), dzięki czemu model guza bardziej przypomina sytuację kliniczną. Wadą stosowania modelu atymicznego jest to, że nie można scharakteryzować układu odpornościowego, więc żadna odpowiedź immunologiczna generowana przez SDT nie będzie mierzona w tych badaniach10. Wybrana linia nowotworowa to agresywna i szybko rosnąca linia PDX. Czas leczenia jest bardzo ważny, ponieważ ustalenie guza musi być zweryfikowane, ale obciążenie guzem nie powinno wypełniać półkuli czaszki. Różne linie komórkowe wymagają różnych czasów inkubacji, aby uzyskać optymalną wielkość guza do eksperymentów przedklinicznych. W tym protokole 5-ALA został użyty jako sonosensybilizator ze względu na jego preferencyjny wychwyt w nowotworach GBM, co zostało potwierdzone in vitro dla tej linii komórkowej w poprzednich eksperymentach (dane niepublikowane). Inne sonosensybilizatory mogą być podstawione i przetestowane w celu określenia związku najbardziej odpowiedniego pod względem skuteczności i bezpieczeństwa. Ostatecznie leczenie rozpoczęto 3 godziny po wstrzyknięciu 5-ALA, ponieważ wcześniejsza literatura wykazała, że jest to optymalny czas przy tej dawceiniekcyjnej 5.
Parametry FUS wybrane w tym protokole (10 W/cm2 przez 2 min przy 515 kHz w każdym miejscu docelowym) zostały ustalone na podstawie przeglądu dotychczasowej literatury i wstępnych doświadczeń 4,9. Wybrano siatkę punktów sonikacji obejmujących cały guz w celu wygenerowania efektu ROS w całym guzie. Zastosowana tutaj intensywność jest wyższa niż w innych publikacjach, ale w krótkim okresie czasu nie oczekuje się, że doprowadzi to do żadnych niekorzystnych skutków związanych z temperaturą, ponieważ intensywności do 25 W/cm2 zostały z powodzeniem zastosowane w modelu mysim bez znaczących skutków ubocznych11. Co ważne, w literaturze nie opublikowano wystandaryzowanego ani zoptymalizowanego zestawu parametrów FUS. W związku z tym konkretne wartości, które są tutaj podawane, można dostosować w celu określenia optymalnego zestawu parametrów, co prowadzi do maksymalnej redukcji tkanki nowotworowej przy zachowaniu bezpieczeństwa. Dodatkowo, ponieważ różne linie komórkowe mają różny poziom unaczynienia i niedotlenienia, leczenie to może wymagać dostosowania. Wykazaliśmy ogólny zmniejszony wzrost guza (ryc. 5) w ciągu 24 godzin od leczenia SDT, chociaż parametry muszą zostać zoptymalizowane i należy przebadać więcej zwierząt, aby określić maksymalny efekt tego leczenia. Skany MRI po leczeniu nie wykazują pojawienia się zmian powstałych w wyniku leczenia FUS w zdrowej tkance, z efektem zlokalizowanym w tkance nowotworowej (ryc. 6). Istnieje również możliwość połączenia SDT z innymi technikami FUS, takimi jak przejściowa przepuszczalność bariery krew-mózg, w celu maksymalizacji wychwytu 5-ALA w guzie12. Protokół ten można dodatkowo uzupełnić poprzez wykonanie różnych technik histologicznych w celu sprawdzenia bezpieczeństwa i skuteczności na poziomie strukturalnym. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) można wykonać w celu sprawdzenia uszkodzeń strukturalnych lub nowotworowych13, podczas gdy barwienie końcowym deoksynukleotydylotransferazą dUTP (TUNEL) można wykonać w celu sprawdzenia apoptozy komórkowej14. Niezależnie od tego, protokół ten przedstawia bezpieczne i specyficzne dla nowotworu leczenie, w którym zmiany są zauważalne nawet 24 godziny po leczeniu, co jest widoczne poprzez porównanie tempa wzrostu guzów leczonych SDT i guzów nieleczonych, a także porównanie wycinków guza przed i po sonikacji.
W przypadku każdego protokołu zawsze istnieją wady lub ograniczenia, które należy rozważyć. Głównym ograniczeniem obecnego protokołu jest czas i koszty. Tymczasem jedną z zalet tego protokołu jest jego zautomatyzowany, skoncentrowany cel. Aby przeprowadzić tę ukierunkowaną procedurę, należy wykonać skany MRI dla każdego zwierzęcia z osobna, aby upewnić się, że celowanie w guz jest prawidłowe, co może być zarówno czasochłonne, jak i kosztowne. Dodatkowo, w zależności od pożądanej liczby ognisk, czas potrzebny na wykonanie tego protokołu może wynosić godziny nawet dla zaledwie kilku zwierząt, co skutkuje niską liczbą zwierząt doświadczalnych. Pomimo tych wad, ten ukierunkowany nieinwazyjny protokół pozostaje realną preferencją w porównaniu z otwartymi opcjami chirurgicznymi.
Podsumowując, protokół ten wykazał zdolność leczenia SDT do zmniejszania wzrostu guza w mózgu w ciągu 24 godzin od leczenia przy jednoczesnym utrzymaniu zdrowej tkanki nerwowej w przedklinicznym modelu myszy. Badania nad skutecznością SDT i optymalizacja różnych parametrów w celu zwiększenia produkcji ROS są konieczne, aby leczenie to było klinicznie odpowiednie. Należy zbadać nowe możliwości wykorzystania SDT jako nieinwazyjnego modelu terapeutycznego.

Glejak wielopostaciowy (GBM) jest formą wysoce agresywnego raka mózgu, którego częstość występowania wynosi 3,21 na 100 000 osób i jest najczęstszym złośliwym nowotworem mózgu1. Obecny standard opieki obejmuje resekcję chirurgiczną, radioterapię i chemioterapię2. Ze względu na inwazyjny i naciekający charakter guza, całkowita resekcja guza jest rzadka. Resztki tkanki na brzegach guza powodują wysoki wskaźnik nawrotów guza i niski wskaźnik przeżycia poniżej 6% po 5 latach1.
Ze względu na tę prognozę, naukowcy badają nowe opcje terapeutyczne do walki z tą śmiertelną chorobą. Terapia sonodynamiczna (SDT) to nieinwazyjne leczenie, które łączy skoncentrowane ultradźwięki o niskiej intensywności (FUS) i środki sonosensytyzujące w celu wywołania efektu cytotoksycznego w docelowych komórkach3. Na przykład sonosensybilizatory na bazie porfiryny, takie jak kwas 5-aminolewulinowy (5-ALA), są preferencyjnie wychwytywane przez komórki nowotworowe i zwiększają produkcję reaktywnych form oksydacyjnych (ROS) do szkodliwych poziomów pod wpływem skoncentrowanych ultradźwięków. Nadmierna ekspresja ROS w komórkach może uszkadzać struktury komórkowe i wywoływać apoptozę. Ponieważ 5-ALA jest preferencyjnie pobierany przez komórki nowotworowe, zdrowa tkanka w regionie leczenia pozostaje nieuszkodzona3,4. Wstępne badania in vitro wykazały, że wiele komórek nowotworowych ulega lizie w wyniku leczenia SDT, chociaż tempo śmierci komórek zależy od linii komórkowej. Wstępne badania in vivo dają podobne wyniki, potwierdzając, że SDT może wywołać apoptozę5.
Ten protokół ma na celu opisanie skutecznych technik i parametrów leczenia SDT modeli gryzoni z wewnątrzczaszkowo wszczepionymi komórkami GBM przy użyciu stacjonarnej platformy badawczej FUS. Naukowcy mogą korzystać z tego protokołu do wykonywania i optymalizacji SDT pod kątem translacyjnych badań FUS.

<table><tbody><tr><td>0,5% Trypsin-EDTA</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15400054</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Strzykawki</td><td>BD</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>10 i mikro; L Strzykawka Hamilton</td><td>Company</td><td>49AL65</td><td></td></tr><tr><td>10 &mikro; L Końcówki do pipet</td><td>USAScientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1000 mL Kolba</td><td>Corning</td><td>MP-34514-25</td><td></td></tr><tr><td>Probówki stożkowe 15 ml</td><td>Corning</td><td>CLS430791</td><td></td></tr><tr><td>200 Proof</td><td>PharmCo</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>Pipety 5 mL</td><td>Falcon</td><td>357543</td><td></td></tr><tr><td>50 mL Rurki stożkowe</td><td>Corning</td><td>430290</td><td></td></tr><tr><td>500 ml filtr</td><td>Corning</td><td>431097</td><td></td></tr><tr><td>chlorowodorek kwasu 5-aminolewulinowego&nbsp;</td><td>Research Products International</td><td>A11250</td><td></td></tr><tr><td>7T PET-MR System</td><td>Bruker</td><td>Biospec 70/30</td><td></td></tr><tr><td>Folia aluminiowa</td> Wzmacniacz marki <td></td><td></td><td>Reynolds</td></tr><tr><td></td><td>FUS Instruments</td><td>2175</td><td></td></tr><tr><td>Atymiczne nagie myszy</td><td>Charles River</td><td>Laboratories Kod szczepu 490</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło do kości</td><td>Foredom</td><td>HP4-917</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>75004261</td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na odpady izoflouranu z węglem drzewnym</td><td>Patterson scientific</td><td>78909457</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>FUS Instruments</td><td>2269</td><td></td></tr><tr><td>Szkło osłonowe</td><td>Fisherbrand</td><td>12-545J</td><td></td></tr><tr><td>Monitor biurkowy</td><td>ASUS</td><td>VZ239H</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin</td><td>Gold Biotechnologia</td><td>LUCK-1G</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Golarka elektroniczna</td><td>Wahl&nbsp;</td><td>93235-002</td><td></td></tr><tr><td>Rurki Eppendorfa</td><td>Posi-Click</td><td>1149K01</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca</td><td>płodu Thermo Fisher Scientific</td><td>16000044</td><td></td></tr><tr><td>Formalin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>SF100-20</td><td></td></tr><tr><td>Generator funkcyjny</td><td>Siglent</td><td>QS0201X-E01B</td><td></td></tr><tr><td>Gadolinowy środek kontrastowy (Gadavist)</td><td>McKesson Corporation</td><td>2068062</td><td></td></tr><tr><td>Gaza</td><td>Henry Schein</td><td>101-4336</td><td></td></tr><tr><td>Lampa</td><td></td><td></td><td></td>grzewcza</tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Kent Scientific</td><td>RT-0501</td><td></td></tr><tr><td>Hemocytometr</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauki</td><td>63514-12</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna</td><td>Patterson naukowy</td><td>78933388</td><td></td></tr><tr><td>Parownik izofluoranowy</td><td>Patterson naukowy</td><td></td><td></td>78916954</tr><tr><td>Izofluran&nbsp;</td><td>Covetrus</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>System izofluranu</td><td>Patterson Scientific</td><td>78935903</td><td></td></tr><tr><td>IVIS widmo</td><td>Perkin Elmer</td><td>124262</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop pola świetlnego</td><td>BioTek</td><td>Cytation 5</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church i Dwight Co.</td><td></td><td></td>42010553</tr><tr><td>Maść okulistyczna&nbsp;</td><td>Puralube maść weterynaryjna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>P-20 pipeta</td><td>Rainin</td><td>17008650</td><td></td></tr><tr><td>Ksenografie pochodzące od pacjenta</td><td>Mayo Clinic</td><td>M59</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomiozyna</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10378016</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>70-011-069</td><td></td></tr><tr><td>Pippetter</td><td>Drummond</td><td>4-000-101</td><td></td></tr><tr><td>Jod powidonowy</td><td>Covetrus</td><td>PI050CV</td><td></td></tr><tr><td>RK-50 MRgFUS system&nbsp;</td><td>FUS Instruments</td><td>2182</td><td></td></tr><tr><td>Skala</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela</td><td>Covetrus</td><td>7319</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela</td><td>Fine Science Tools</td><td>91003-12</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw wkrętaków</td><td>Jakemy</td><td>JM-8160</td><td></td></tr><tr><td>Marker do skóry</td><td>Time Out</td><td>D538,851</td><td></td></tr><tr><td>Ściągacz do zszywek</td><td>MikRon</td><td>ACR9MM</td><td></td></tr><tr><td>Zszywacz</td><td>MikRon</td><td>ACA9MM</td><td></td></tr><tr><td>Zszywki</td><td>Clay Adams</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Rama stereotaktyczna</td><td>Kopf Instruments</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktyczny rezonans magnetyczny prototyp plastikowego urządzenia do obrazowania</td><td>Instrumenty FUS Kolba</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hodowlana T-25</td><td>Corning</td><td>430641U</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik i pasujące pudełko</td><td>FUS Instrumenty</td><td>T515H750-118</td><td></td></tr><tr><td>Odgazowywacz ultradźwiękowy</td><td>FUS Instruments</td><td>2259</td><td></td></tr><tr><td>Żel do ultradźwięków</td><td>ParkerLabs</td><td>&nbsp; 01-08</td><td></td></tr><tr><td>Łaźnia wodna</td><td>FUS Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Covetrus</td><td>1XYL006</td><td></td></tr></tbody></table>

terapia sonodynamiczna w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu przenośnego stacjonarnego systemu ultrasonograficznego

Sonodynamic Therapy for the Treatment of Glioblastoma Multiforme in a Mouse Model Using a Portable Benchtop Focused Ultrasound System

Terapia sonodynamiczna (SDT) to zastosowanie skoncentrowanych ultradźwięków (FUS), które umożliwiają sonosensybilizacji działanie guzów w celu zwiększenia wrażliwości podczas sonikacji. Niestety, obecnie brakuje klinicznych metod leczenia glejaka wielopostaciowego (GBM), co prowadzi do niskich wskaźników długoterminowego przeżycia wśród pacjentów. SDT jest obiecującą metodą leczenia GBM w sposób skuteczny, nieinwazyjny i specyficzny dla nowotworu. Sonosensybilizatory preferencyjnie wnikają do komórek nowotworowych w porównaniu z otaczającym miąższem mózgu. Zastosowanie FUS w obecności środka sonouczulającego generuje reaktywne formy utleniające, co prowadzi do apoptozy. Chociaż wcześniej wykazano skuteczność tej terapii w badaniach przedklinicznych, brakuje ustalonych standardowych parametrów. Standaryzowane metody są niezbędne do optymalizacji tej strategii terapeutycznej do użytku przedklinicznego i klinicznego. W tym artykule szczegółowo opisano protokół wykonywania SDT w przedklinicznym modelu gryzoni GBM przy użyciu FUS sterowanego rezonansem magnetycznym (MRgFUS). MRgFUS jest ważną cechą tego protokołu, ponieważ pozwala na specyficzne celowanie w guz mózgu bez konieczności przeprowadzania inwazyjnych operacji (np. kraniotomii). Zastosowane tutaj urządzenie laboratoryjne może skupić się na określonym miejscu w trzech wymiarach, klikając cel na obrazie MRI, dzięki czemu wybór celu jest prostym procesem. Protokół ten zapewni naukowcom ustandaryzowaną metodę przedkliniczną dla MRgFUS SDT, z dodatkową elastycznością w zakresie zmiany i optymalizacji parametrów badań translacyjnych.

Wielkość guza u zwierząt leczonych za pomocą SDT maleje 24 h po zastosowaniu terapii. 
W dniu leczenia SDT pierwotny średni sygnał bioluminescencyjny dla grup kontrolnej i leczonej (N = 4 w każdej grupie) wynosił odpowiednio 2.0 x 106 ± 3.1 x 106 oraz 2.3 x 106 ± 1.3 x 106 p/s/cm2/sr. Średnie wartości bioluminescencji odpowiadające wielkości guza przed leczeniem w obu grupach nie wykazywały istotności statystycznej (p = 0.89). Średni sygnał bioluminescencyjny w grupie leczonej wynosił 3.57 x 106 ± 2.3 x 106 24 h po SDT, podczas gdy sygnał bioluminescencyjny w grupie kontrolnej wzrósł do 5.5 x 106 ± 8.2 x 106 p/s/cm2/sr. Jak pokazano na Ryc. 5, odpowiada to tempo wzrostu wynoszącym odpowiednio 83,4% ± 78% i 172% ± 34%, przy założeniu wzrostu wykładniczego (p = 0.08). Spośród czterech leczonych zwierząt trzy wykazały niższe tempo wzrostu po leczeniu w porównaniu z grupą kontrolną. W grupie leczonej wystąpił jeden przypadek odstający, w którym odnotowano wzrost porównywalny z grupą kontrolną, co wpłynęło na odchylenia.
Dodatkowo, dzień po zastosowaniu leczenia zwierzęta poddano kolejnemu badaniu MR z kontrastem w celu porównania stanu guza przed i po terapii. W celu oszacowania wielkości guza, w każdym przekroju MRI dla każdego zwierzęcia obliczano średnią intensywność poziomów szarości środka kontrastowego w guzach, aby zmierzyć, jaka ilość kontrastu przenikała do guzów po leczeniu. Przed leczeniem średnia intensywność poziomów szarości guza była podobna w grupie kontrolnej i leczonej. Średnio intensywność poziomów szarości w grupie kontrolnej wzrosła w większym stopniu niż w grupach leczonych, choć różnica ta nie była istotna statystycznie (p = 0,47). Dane te przedstawiono w Tabeli 2. Wysoka zmienność tych wyników może wynikać z faktu, że badania MRI wykonano zaledwie 24 h po leczeniu, kiedy potencjał terapeutyczny SDT dopiero zaczyna się ujawniać. Niemniej jednak Rysunek 6 przedstawia przykład zmian wywołanych przez SDT.
<img alt="Schemat układu spektroskopowego do badań nad wzbudzeniem optycznym z opisanymi połączeniami urządzeń." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Konfiguracja systemu FUS. (Góra) System MRgFUS z opisanymi komponentami. (Przód) 1. Platforma. 2. Zmotoryzowane ramię przetwornika osiowego. 3. Przetwornik FUS. 4. Kąpiel wodna. 5. Stół MRI. 6. Monitor. 7. Przekładnia dopasowująca impedancję przetwornika. 8. Obudowa wzmacniacza mocy. 9. Generator funkcji. 10. Port BNC kanału 1 generatora funkcji. 11. Komputer stacjonarny. (Dół) System MRgFUS ze schematem okablowania zakodowanym kolorami z następującymi połączeniami. (Tył) 1. Przewody zasilające. 2. HDMI monitora do HDMI komputera. 3. USB B portu B do USB A komputera. 4. Ethernet LAN oscyloskopu do ethernetu komputera. 5. Ethernet interfejsu ruchu do ethernetu komputera. 6. BNC aux in/out oscyloskopu do wejścia BNC AWG. 7. BNC kanału 1 oscyloskopu (przód) do BNC SYNC. 8. Wyjście BNC przekładni dopasowującej do wejścia koaksjalnego RF. 9. Wyjście koaksjalne RF do wejścia koaksjalnego przekładni dopasowującej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Konfiguracja fantoma MRI z końcówką rejestracyjną, łóżkiem do obrazowania i schematem wymiarów fantoma." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Rejestracja fantoma. (A) Konfiguracja systemu i oprogramowanie podczas rejestracji fantoma. (B) Zrzut ekranu z ekranu rejestracji fantoma, gdzie czerwone koło oznacza wybrany obwód przekroju osiowego. (C) Fantom umieszczony na stole MRI, widok z góry. (D) Widok boczny fantoma, gdzie czerwona linia znajduje się w przekroju osiowym odpowiadającym kołu w punkcie C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat układu MRI z przewodami do izofluranu, cewką MRI i przetwornikiem FUS; eksperyment na modelu gryzoni." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Pozycjonowanie zwierzęcia. (A) Łóżko i podstawka MRI z oznakowanymi poszczególnymi elementami: 1. Podstawka MRI. 2. Stereotaktyczne łóżko MRI. 3. Pręty uszne. 4. Pręt zgryzowy. 5. Stożek nosowy. 6. Otwór kołkowy łóżka MRI. 7. Przewody do anestezji izofluranem. (B) Ilustracja przedstawiająca umieszczenie myszy na łóżku MRI i w podstawce, wraz z cewką RF (pomarańczowa) (ilustracja zmodyfikowana przy użyciu szablonu Biorender 2022). (C) Ilustracja przedstawiająca umieszczenie myszy na łóżku MRI podczas zabiegu FUS (ilustracja zmodyfikowana przy użyciu szablonu Biorender 2022). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza granic guza w MRI; przekroje MRI, zaznaczony obrys guza, siatka sonikacji, wyniki badania obrazowego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Wybór punktów ogniskowania. Przykład wyboru punktów sonikacji u jednego zwierzęcia. Każda kolumna przedstawia przekrój MRI T1-zależnego po podaniu kontrastu, gdzie każdy przekrój ma grubość 0.5 mm w kierunku od proksymalnego (przekrój 1) do dystalnego (przekrój 5). Granica guza została wysegmentowana ręcznie i jest zaznaczona czerwoną linią (wiersz 1), a odpowiadające im miejsca sonikacji (wiersz 2) są reprezentowane przez jasnozielony kwadrat (centrum maksymalnego skupienia ogniska) i niebieskie koło (obwód ogniska o połowie maksymalnej wartości). Każde miejsce było sonikowane przez 2 min. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący tempo wzrostu w grupie 5-ALA+FUS i grupie kontrolnej; p-value=0.08, analiza statystyczna." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Tempo wzrostu po SDT. Tempo wzrostu guzów GBM od momentu przed zabiegiem do 24 h po leczeniu SDT u zwierząt z wewnątrzczaszkowymi guzami M59, leczonych i nieleczonych (kontrola), na podstawie pomiaru luminescencji. Słupki błędu oznaczają odchylenie standardowe. W celu określenia istotności statystycznej przeprowadzono test t-Studenta dla dwóch prób. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Skanowanie MRI w stanie równowagi statycznej pokazuje punkty przed sonikacją i 24 h po SDT; analiza obrazowania." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Lesja wywołana przez SDT. Skanowanie MRI T1-zależne przed i po wzmocnieniu kontrastowym w modelu zwierzęcym, przedstawiające reprezentatywny przekrój osiowy z widoczną lesją w guzie powstałą w wyniku SDT. (Lewo) Skanowanie MRI wykonane przed leczeniem SDT, z guzem obrysowanym na czerwono. (Środek) Wybór punktu ogniskowego FUS, gdzie maksymalne ciśnienie jest reprezentowane przez jasnoniebieskie okręgi, a obszary o połowie maksymalnego ciśnienia przez niebieskie okręgi. (Prawo) Skanowanie MRI po SDT, z guzem obrysowanym na czerwono. Przedstawiono lesje wywołane przez SDT oraz otwór po strzykawce użytej do implantacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sekwencja</td>
			<td>T1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Czas repetycji</td>
			<td>3000 ms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Czas echa</td>
			<td>30 ms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grubość warstwy</td>
			<td>0,5 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liczba przekrojów</td>
			<td>25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odstępy między pikselami</td>
			<td>0,187 mm x 0,187 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macierz akwizycji</td>
			<td>133 x 133</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Średnie</td>
			<td>4</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Ustawienia MRI.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Kontrola</td>
			<td>Grupa SDT</td>
			<td>Wartość p</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Obróbka wstępna</td>
			<td>7,49 x 103 ± 2,2 x 103</td>
			<td>7,48 x 103 ± 1 x 103</td>
			<td>0.99</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Po opracowaniu</td>
			<td>8,79 x 103 ± 7,7 x 102 </td>
			<td>7,95 x 103 ± 1,1 x 103 </td>
			<td>0.33</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Procentowa różnica</td>
			<td>16% ± 16%</td>
			<td>7% ± 12% </td>
			<td>0.47</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 2: Skala szarości obrazów MRI ważonych T1 po wzmocnieniu kontrastowym.

Tutaj opisujemy protokół, który szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić terapię sonodynamiczną w modelu glejaka in vivo myszy za pomocą ultradźwięków sterowanych rezonansem magnetycznym.

Terapia sonodynamiczna w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu przenośnego stacjonarnego systemu ultrasonograficznego

Sonodynamic therapy (SDT) is an application of focused ultrasound (FUS) that enables a sonosensitizing agent to prime tumors for increased sensitivity ...

Terapia sonodynamiczna to pozbawiona nacięć, specyficzna dla guza i o niskiej intensywności terapia ultradźwiękowa glejaka, tego szybko rosnącego i agresywnego guza mózgu. Wskazówki MR pozwalają na precyzyjne dostarczanie tej skoncentrowanej energii ultradźwiękowej do określonych obszarów mózgu, oszczędzając w ten sposób normalną tkankę mózgową i obszar elokwentny. Protokół ten stanowi dla naukowców wytyczne dotyczące przedklinicznej terapii sonodynamicznej i zawiera poparte literaturą parametry leczenia glejaka w modelu gryzoni.Technika ta ma potencjał do leczenia guzów mózgu i innych rodzajów chorób ośrodkowego układu nerwowego przy użyciu promieniowania niejonizującego bez konieczności inwazyjnych operacji, bez konieczności bolesnej chemioterapii lub bez konieczności radioterapii. Zgłoszony protokół z tego badania można ogólnie uznać za powtarzalny i wiarygodny dla badaczy zainteresowanych skoncentrowanymi ultradźwiękami, skoncentrowanymi ultradźwiękami pod kontrolą MR, terapią sonodynamiczną i neuronaukami, podczas gdy wiedza techniczna jest niezbędna do właściwego postępowania z MRI i zogniskowanym systemem ultrasonograficznym. Procedurę zademonstruje Griffin Mess, inżynier badawczy i wschodząca gwiazda naukowca z mojego laboratorium.Na początek przygotuj łóżko do rezonansu magnetycznego, umieszczając stożek nosowy w jego szczelinie. Następnie wsuń pręt gryzowy przez otwory pręta gryzowego znajdujące się na stożku nosowym i na końcu łóżka, tak aby koniec osłony przed zgryzem unosił się nad otwartą studzienką w łóżku MRI. Umieść znieczulone zwierzę na łóżku do rezonansu magnetycznego z uszami ustawionymi w jednej linii ze stereotaktycznymi otworami na nauszniki i zatrzasnij jego zęby przez osłonę przeciwgryzową, aby utrzymać ją na miejscu.Przesuń stożek nosa do przodu, tak aby znalazł się nad czubkiem pyska zwierzęcia. Wsuń nauszniki przez otwory po obu stronach łóżka do rezonansu magnetycznego i podnieś głowę zwierzęcia, aż oba paski uszne będą mogły zmieścić się w kanałach słuchowych myszy. Upewnij się, że zwierzę znajduje się w wygodnej pozycji.Następnie za pomocą płaskiego śrubokręta przykręć kompatybilne z MRI, aby zablokować oba nauszniki, stożek nosowy i pręt zgryzowy. Podczas gdy zwierzę czeka, umieść łóżko MRI na ciepłej poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała. Umieść fantom w odpowiednim miejscu na łóżku MRI, a następnie umieść łóżko MRI w kołysce MRI w odpowiednim gnieździe.Umieść kołyskę MRI w odpowiednim miejscu w MRI. Wykonaj rezonans magnetyczny fantomu. Zdejmij podstawkę z otworu magnesu, ale trzymaj ją na skanerze.Wyjmij łóżko MRI zawierające fantom z kołyski, a następnie umieść łóżko z fantomem w systemie MRGFUS, wsuwając kołek na spodzie w odpowiednie miejsce. Umieść końcówkę rejestracyjną w szczelinach magnetycznych na ramieniu przetwornika tak, aby była skierowana w dół w kierunku fantomu. W oprogramowaniu wybierz opcję Wyszukiwanie ostrości z przewodnikiem, a następnie włącz tryb impulsowania, aby rozpocząć wyszukiwanie ostrości z przewodnikiem.Po przełączeniu trybu impulsowania użyj w lewo, w prawo, w górę, w dół, strona w górę i strona w dół, aby ręcznie poruszać się po ramieniu przetwornika odpowiednio w lewo, w prawo, do przodu, do tyłu, w górę i w dół. Dostosuj wskaźnik ręcznie we wszystkich trzech wymiarach, aż końcówka wskaźnika dotknie środka wzoru krzyża, który leży na górze fantomu. Osiowe plasterki fantomowe wypełnią ekran po prawej stronie.Przewijaj te plasterki za pomocą paska przewijania myszy komputerowej. Dostosuj jasność, klikając i przytrzymując obraz, a następnie przesuwając mysz komputerową w górę lub w dół. Kliknij na środku fantomu, a pojawi się czerwone kółko.Kliknij i przeciągnij okrąg, aż osiągnie tę samą średnicę i zrówna się z obwodem fantomu. Zapisz współrzędne tej pozycji początkowej, klikając ustaw LR, AP i SI. Kliknij przycisk Wyłącz tryb impulsowania. Wyjmij końcówkę rejestracyjną z ramienia przetwornika, a następnie wybierz opcję wyjdź z wyszukiwania ostrości.Potwierdź pozycję początkową, aby zakończyć sekwencję inicjalizacji. Weź łóżko do rezonansu magnetycznego, na którym znajduje się zwierzę stereotaktyczne, i umieść je w kołysce do rezonansu magnetycznego podłączonej wcześniej do skanera MRI. Podłącz rurki anestezjologiczne wlotowe i wylotowe do odpowiednich rurek w aparacie do rezonansu magnetycznego.wsuń kołyskę MRI zawierającą zwierzę do otworu MRI, upewniając się, że zachowałeś tę samą pozycję, w której umieszczono fantom. Wykonaj lokalizator, aby zobaczyć lokalizację mózgu zwierzęcia, a następnie skan MRI po kontraście T1 zależny obejmujący cały mózg przy użyciu ustawień MRI. W oprogramowaniu przejdź do głównej strony inicjalizacji i kliknij wyszukiwanie ostrości z przewodnikiem.Następnie kliknij włączony tryb jog. Następnie umieść odrobinę odwirowanego żelu ultradźwiękowego na głowie zwierzęcia, tak aby żel pokrył całą skórę głowy nad czaszką. Następnie napełnij 80% łaźni wodnej wodą zdejonizowaną i odgazowaną i umieść łaźnię wodną na odpowiednich kolumnach na platformie.Opuścić łaźnię wodną, aż dolna membrana dotknie żelu ultradźwiękowego na głowie zwierzęcia, tworząc powierzchnię sprzęgającą między wodą a żelem. Zanurz przetwornik ultradźwiękowy w łaźni wodnej, upewniając się, że na powierzchni przetwornika nie tworzą się pęcherzyki powietrza. Po opuszczeniu ramienia przetwornika wyrównaj szczeliny magnetyczne ze sobą, podczas gdy powierzchnia przetwornika pozostaje zanurzona.W trybie zdjęć seryjnych przejdź do zakładki ustawień sonikacji i wprowadź czas sonikacji. Kliknij ikonę celu w górnej środkowej części strony i wybierz odpowiednie miejsca na odpowiednim wycinku MRI, w które ma być skierowany obszar ogniskowy FUS. Kliknięcie punktu fokalnego podświetli współrzędne, a odpowiadający mu obszar ogniskowej na obrazie zmieni kolor na niebieski.Ostatnia kolumna w tabeli pokazuje poziom mocy, który ma być poddany sonikacji w każdym ognisku. Gdy wszystkie obszary ogniskowe są zadowalające, wybierz test ruchu. Gdy wszystko będzie gotowe, wybierz rozpocznij sonikację, aby rozpocząć protokół sonikacji, przesuwając przetwornik i stosując parametry FUS w każdym wybranym obszarze ogniskowym.Tempo wzrostu guzów od fazy przed leczeniem do 24 godzin po leczeniu SDT obliczono na podstawie zmierzonej luminescencji. Wyniki pokazują, że leczone zwierzęta wykazały zmniejszenie wzrostu guza w porównaniu z grupą kontrolną. Co więcej, obrazowanie MR ze wzmocnieniem kontrastowym wykazało, że średnia intensywność środka kontrastowego w skali szarości w guzach wzrosła w grupie kontrolnej do większej wielkości niż w grupach leczonych, co wskazuje, że mniejsza ilość środka kontrastowego dostała się do guzów po leczeniu.Chociaż opracowaliśmy zgłoszony protokół leczenia guzów mózgu glejaka, nie możemy się doczekać, aby dowiedzieć się, w jaki sposób inni koledzy i badacze zoptymalizują swoje własne parametry dla własnych badań. Dobrą wiadomością jest to, że terapia sonodynamiczna jest obecnie w pierwszej fazie badań klinicznych na ludziach i nie możemy się doczekać, aby dowiedzieć się o jej obietnicach dla naszych pacjentów. Aby uzyskać maksymalną skuteczność, konieczna jest przedkliniczna optymalizacja tej zgłoszonej terapii w modelach zwierzęcych w celu zbadania zestawu i otoczenia, w tym całej gamy sonosensybilizatorów, a także terapii skojarzonych.

sonodynamic-therapy-for-treatment-glioblastoma-multiforme-mouse-model

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Insonacja mikropęcherzyków jest obiecującą strategią ablacji guzów przy zredukowanej średniej mocy akustycznej, a także ukierunkowanego dostarczania leków. Celem niniejszego badania jest opracowanie strategii impulsowania ultradźwiękami o niskim cyklu pracy oraz nanonośników w celu maksymalizacji nietermicznej ablacji mikro naczyniowej i dostarczania ładunku do podskórnych glejaków C6.

Porównanie ukierunkowanego leczenia glejaków u myszy z wykorzystaniem ultradźwięków poprzez dostarczanie nanocząsteczek z lekiem oraz ablację mikro naczyniową

Celem niniejszego artykułu jest opis zastosowania ortotopowego modelu glejaka wielopostaciowego w badaniach nad chemoradioterapią. Artykuł ten obejmuje procesy przetwarzania komórek, implantację oraz radioterapię myszy z wykorzystaniem modelu wewnątrzczaszkowego.

Radioterapia skojarzona w ortotopowym modelu guza mózgu u myszy

Zacznij od znieczulonej myszy z guzem i ogol jej głowę.Umieść go w skanerze MRI zintegrowanym z systemem zogniskowanego ultrasonografu.Wstępny skan MRI lokalizuje guz mózgu i pobliskie naczynia krwionośne.Wstrzyknąć dożylnie środek kontrastowy, a następnie podać znakowane fluorescencyjnie nanocząstki pokryte mikropęcherzykami wypełnionymi gazem.Środek kontrastowy i mikropęcherzyki krążą i docierają do mózgu.Zastosuj skoncentrowane fale ultradźwiękowe do miejsca guza.Ultradźwięki powodują, że...

Skoncentrowane dostarczanie nanocząstek wspomaganych ultradźwiękami w modelu mysim do terapii nowotworów

Źródło: Mess, G., et al. Terapia sonodynamiczna w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu przenośnego stacjonarnego systemu ultrasonograficznego. J. Vis. Exp. (2023)Ten film przedstawia protokół przeprowadzania terapii sonodynamicznej guza mózgu w modelu mysim przy użyciu zogniskowanych ultradźwięków pod kontrolą rezonansu magnetycznego (MRgFUS). Przed leczeniem podaje się prekursor sonosensybilizatora, który gromadzi się w komórkach nowotworowych i jest aktywowany przez...

Leczenie guzów mózgu w modelu mysim za pomocą terapii sonodynamicznej

Ten film opisuje metodę tymczasowego zakłócania bariery krew-mózg (BBB) poprzez tworzenie przejściowych otworów za pomocą zogniskowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). Te przejściowe lokalne otwory BBB mogą ostatecznie zostać wykorzystane do dostarczania większych cząsteczek leku bezpośrednio do miąższu mózgu.

Focus Ultrasounds Mikropęcherzykowe otwieranie bariery krew-mózg: technika tworzenia zlokalizowanych przejściowych otworów w barierze krew-mózg myszy za pomocą sonoporacji

Skoncentrowane ultradźwięki z mikropęcherzykami mogą otworzyć barierę krew-mózg punktowo i przejściowo. Technika ta została wykorzystana do dostarczania szerokiej gamy środków przez barierę krew-mózg. Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół miejscowego dostarczania do mózgu gryzonia z lub bez wskazówek MRI.

Podejście laboratoryjne do specyficznego dla lokalizacji otworu bariery krew-mózg przy użyciu zogniskowanych ultradźwięków w modelu szczurzym

Bariera krew-mózg (BBB) może być tymczasowo przerwana za pomocą skoncentrowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół wysokoprzepustowego otwierania BBB in vivo przy użyciu modułowego systemu FUS dostępnego dla ekspertów niebędących ekspertami w dziedzinie ultrasonografii.

Wysokoprzepustowy, sterowany obrazem stereotaktyczny neuronawigacja i skoncentrowany system ultrasonograficzny do otwierania bariery krew-mózg u gryzoni

Ten protokół określa kroki niezbędne do dostarczenia genu poprzez skoncentrowanie ultradźwięków na otwarciu bariery krew-mózg (BBB), ocenę wynikowej ekspresji genu oraz pomiar aktywności neuromodulacyjnej receptorów chemogenetycznych za pomocą testów histologicznych.

Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej

Prezentowany tutaj jest protokół do użycia kontrolowanej hipertermii, generowanej przez ultradźwięki o wysokiej intensywności sterowane rezonansem magnetycznym, do wywołania uwalniania leku z liposomów wrażliwych na temperaturę w modelu myszy mięsaka prążkowanokomórkowego.

Hipertermia ultradźwiękowa o wysokiej intensywności sterowana rezonansem magnetycznym: wykonalna metoda leczenia w modelu mysiego mięsaka prążkowanokomórkowego

Opisano nową metodę enkapsulacji pęcherzyków jajnikowych w trójwymiarowej sieci interpenetrującej z fibryny i alginianu. System ten łączy wsparcie strukturalne z degradacją proteolityczną, aby wspierać rozwój niedojrzałych pęcherzyków w celu wytworzenia dojrzałych oocytów. Metoda ta może być stosowana do hodowli agregatów komórkowych w celu utrzymania kontaktów międzykomórkowych bez ograniczania ekspansji.

Metoda enkapsulacji i hodowli pęcherzyków jajnikowych w proteolitycznie degradowalnym systemie trójwymiarowym

Poznaj terapię sonodynamiczną w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu ultrasonografii pod kierunkiem rezonansu magnetycznego. Ta nieinwazyjna metoda oferuje precyzyjne niszczenie guzów przy zachowaniu zdrowej tkanki mózgowej.

Terapia sonodynamiczna w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu przenośnego stacjonarnego systemu ultrasonograficznego (Wideo) | JoVE Journal

Terapia sonodynamiczna w leczeniu glejaka wielopostaciowego w modelu mysim przy użyciu przenośnego stacjonarnego systemu ultrasonograficznego

Przeglądaj więcej filmów