Name: Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T13:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Naucz się metody stymulacji zewnątrzczaszkowej i pomiaru przepływu krwi w mózgu u myszy z modelami choroby Alzheimera. Protokół umożliwia ocenę odpowiedzi neurowaskularnych na bodźce metaboliczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez następujące granty (dla D.A.T.): NIA RO1 AG074999, NIA R21AG051103, VA I21RX002223 i VA I21 BX003023.

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) na Uniwersytecie Duke lub przez równoważny lokalny organ regulujący badania z udziałem zwierząt. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów, instrumentów i sprzętu użytych w tym protokole znajdują się w Tabeli materiałów.
1. Przygotowanie instrumentu
<ol>
	<li>Upewnij się, że wszystkie wymagane przedmioty i instrumenty chirurgiczne są przygotowane (Rysunek 2): roztwór do oczyszczania skóry głowy (gaziki nasączone alkoholem), taśma, pęseta, nożyczki oraz wiertarka do wykonania małych (0.5 mm) otworów trepanacyjnych.</li>
	<li>Przygotuj elektrody powierzchniowe pozaczaszkowe do aplikacji na czaszkę i upewnij się, że zostały oczyszczone z resztek kleju chirurgicznego, jeśli były wcześniej używane.</li>
	<li>Bezpośrednio przed aplikacją na czaszkę zweryfikuj impedancję tych elektrod tACS. W tym celu użyj wbudowanej funkcji pomiarowej stymulatora tACS, umieszczając obie elektrody w kąpieli solnej. 
	UWAGA: Preferowana impedancja wynosi &lt;5 KΩ na parę elektrod, aby umożliwić przepływ wystarczającego prądu przez czaszkę. Urządzenie stymulujące sprawdza impedancję przed podaniem impulsów prądu stałego i podaje wartość bezpośrednio.</li>
</ol>
<img alt="Układ zestawu narzędzi chirurgicznych; nożyczki, pęsety, skalpel, pęsety precyzyjne; przygotowanie do procedury sterylnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Fotografia wymaganego instrumentarium, w tym narzędzi do dyssekcji i nożyczek, niezbędnych do przygotowania stymulacji pozaczaszkowej. 1. Mikronożyczki do dyssekcji, 11,5 cm; 2. Pęseta, 11,5 cm, lekko zakrzywiona, z ząbkami; 3. Pęseta Dumont #7, zakrzywiona; 4. Pęseta Dumont #5; 5. Mikroküreta, 13 cm; 6. Patyczki higieniczne; 7. Taśma chirurgiczna; 8. Gaziki nasączone alkoholem. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
2. Przygotowanie zwierzęcia do zabiegu
UWAGA: W tych eksperymentach wykorzystano 14 myszy kontrolnych szczepu C57BL/6 w wieku od 12 do 33 tygodni, z czego pięć było samcami, a dziewięć samicami.
<ol>
	<li>Zanurz zwierzę w znieczuleniu w komorze indukcyjnej przy użyciu izofluranu w 30% O22 przy przepływie ok. 1,5 l/min, z początkowym stężeniem ok. 4% w celu indukcji i stężeniem 1,25%–1,5% w celu utrzymania poziomu znieczulenia przy oddychaniu spontanicznym, wystarczającym do zniesienia odruchu na uciśnięcie ogona.</li>
	<li>Po indukcji przenieś zwierzę do aparatu stereotaktycznego, a następnie unieruchom głowę w stożku nosowym i uchwytach usznych, aby umożliwić późniejsze wprowadzenie elektrod i wykonanie otworu trepanacyjnego (Rycina 1 i Rycina 3).</li>
	<li>Podłącz stożek nosowy ramy stereotaktycznej do waporyzatora poprzez do wlotu i wylotu, aby usunąć wszelkie pozostałości izofluranu za pomocą systemu odprowadzającego (np. filtra z węglem aktywnym lub odsysacza). Należy upewnić się, że z maski nosowej nie występują żadne wycieki powietrza, zarówno w celu utrzymania poziomu znieczulenia izofluranem, jak i zapobiegania przypadkowemu przedostawaniu się gazu do powietrza w pomieszczeniu (Rycina 3).</li>
	<li>Sprawdzić położenie myszy w aparacie stereotaksycznym, w tym pozycję stożka nosowego, aby umożliwić oddychanie spontaniczne bez intubacji, a także zapewnić odpowiednie wybudzanie z narkozy i odprowadzanie gazów anestetycznych w celu ochrony personelu badawczego (Rycina 3).</li>
	<li>Umieść na zwierzęciu sondy do pomiaru tętna, saturacji tlenem we krwi (pulse OX), ciśnienia tętniczego oraz temperatury; upewnij się, że minimalna saturacja tlenem wynosi 90%, a tętno jest &gt;450/min (dolna granica alarmu jest wyświetlana jako 380 impulsów/min). Należy rejestrować te parametry w regularnych odstępach czasu lub w sposób ciągły w trakcie procedury, w zależności od systemu rejestrującego (Rycina 3).</li>
	<li>Przed rozpoczęciem procedury należy sprawdzić stopień sedacji zwierzęcia, na przykład za pomocą uciśnięcia palca w celu sprawdzenia odruchów. Brak odruchu świadczy o optymalnym poziomie sedacji, o ile zwierzę utrzymuje spontaniczny oddech i odpowiednie wysycenie krwi tlenem. W przypadku wystąpienia odruchu należy zwiększyć podaż izofluranu, aby pogłębić znieczulenie, a następnie ponownie sprawdzić odruchy. Należy stale obserwować i monitorować częstość oddechów zwierzęcia i odpowiednio dostosowywać podaż izofluranu.</li>
	<li>Zgolić włosy z owłosienia skóry głowy lub usunąć je za pomocą kremu do depilacji (pozostałości kremu należy usunąć, przecierając skórę gazikiem nasączonym alkoholem).</li>
	<li>Należy nałożyć maść do oczu, a następnie w sposób aseptyczny oczyścić skórę głowy, przemywając ją trzykrotnie jodyną i alkoholem przed wycięciem zmiany za pomocą nożyczek.</li>
</ol>
<img alt="układ badania zwierzęcego, eksperyment optyczny, mysz na stole chirurgicznym, sprzęt do badań biomedycznych" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Zdjęcie zwierzęcia w aparacie stereotaktycznym z odsłoniętą czaszką i umieszczonymi jedynie elektrodami stymulatora tACS (przed wykonaniem otworów trepanacyjnych). Zwróć uwagę na urządzenie do pomiaru ciśnienia krwi wokół ogona oraz pulsoksymetr na łapie, z odczytem widocznym po lewej stronie. Wokół maski nosowej znajdują się rurki odsysające izofluran. Skrót: tACS = przezczaszkowa stymulacja prądem zmiennym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
3. Procedura chirurgiczna: Aplikacja elektrod stymulujących i wykonanie otworów trepanacyjnych
<ol>
	<li>W przypadku badania terminalnego usunąć skórę głowy za pomocą nożyczek chirurgicznych i odsłonić czaszkę w odległości ok. 3 mm ku tyłowi od szwu jagodowego oraz ok. 3 mm przed bregma, aby odsłonić część tylnego szwu czołowego. Wyciąć skórę w okolicy ciemieniowej, aby odsłonić początkową część mięśnia skroniowego po obu stronach (Rycina 3).</li>
	<li>Usunąć wszelkie pozostałe podskórne tkanki łącznościowe, aby czaszka była czysta i sucha przed aplikacją elektrod stymulujących.</li>
	<li>Nanieść żel lub pastę przewodzącą na stronę elektrod, która będzie w kontakcie z czaszką, a następnie przymocować elektrody za pomocą chirurgicznego superkleju, nakładając go punktowo wokół krawędzi. 
	UWAGA: Należy dopilnować, aby żel przewodzący nie zmieszał się z chirurgicznym superklejem, co zapewni lepszą przyczepność do powierzchni czaszki. Zewnętrzną powierzchnię elektrod można również odizolować (od skóry głowy, jeśli jest ona zamknięta podczas operacji z przeżyciem zwierzęcia) za pomocą chirurgicznego superkleju.</li>
	<li>Użyć komercyjnych elektrod płaskich lub wykonać elektrody we własnym zakresie, stosując izolowany drut o średnicy 100 µm (przylutowany do płytki) oraz elastyczną, izolowaną (z jednej strony) miedzianą płytkę o wymiarach 1 mm x 3 mm, dociętą do rozmiaru czaszki.</li>
	<li>Nanieść pastę z lidokainą na mięsień skroniowy i skórę głowy po obu stronach, nie naruszając elektrod, aby zredukować aktywację mięśni i nerwów obwodowych.</li>
	<li>Po umieszczeniu pozaczaszkowych elektrod stymulujących w odległości 4 mm bocznie od każdej strony czaszki (między bregma a lambda), wywiercić dwa otwory trepanacyjne o średnicy 0,5 mm dla elektrod szklanych, w odległości 2 mm od linii środkowej po każdej stronie, w odstępie 4 mm od siebie, prostopadle do szwu strzałkowego (Rycina 1). Wypełnić otwory trepanacyjne sterylnym olejem mineralnym, aby zapobiec przedostawaniu się prądu z elektrod pozaczaszkowych do wnętrza czaszki.</li>
	<li>Jeśli w danym eksperymencie planowane jest wywołanie depresji rozprzestrzeniającej (tj. depresji rozprzestrzeniającej indukowanej potasem [K+-SD]), wywiercić po prawej stronie czaszki trzeci otwór trepanacyjny o średnicy 0,5 mm, ok. 1,5 mm rostralnie od szwu wieńcowego i ok. 1 mm bocznie od tylnego szwu czołowego. Wypełnić ten otwór solą fizjologiczną w celu późniejszej aplikacji 1 M KCl dla indukcji K+-SD.</li>
	<li>Przetestować impedancję pozaczaszkowych elektrod stymulujących zarówno przed wykonaniem otworów trepanacyjnych (porównując z tymi samymi elektrodami umieszczonymi w kąpieli z soli fizjologicznej), jak i po wykonaniu otworów, aby zweryfikować, że otwory trepanacyjne nie zakłócają przepływu prądu do mózgu (tj. upewnić się, że rezystancja nie uległa zmianie). 
	UWAGA: Pomiar impedancji jest dostarczany bezpośrednio przez urządzenie stymulujące. Zazwyczaj stwierdzono, że całkowita impedancja systemu (tj. od elektrod pozaczaszkowych przez ścieżkę czaszka/mózg, zazwyczaj ok. 3 KΩ) pozostaje względnie stała niezależnie od otworów trepanacyjnych i szklanych mikroelektrod, co wskazuje na minimalny wyciek prądu bezpośrednio do mózgu przez otwory trepanacyjne.</li>
	<li>Elektrody do przewlekłej stymulacji przezczaszkowej umieścić w podobny sposób. W tym przypadku należy odizolować zewnętrzną powierzchnię elektrod, zamknąć skórę głowy, a następnie wyprowadzić izolowane przewody poprzez skórę lub skierować je do zamocowanej na czaszce stałej głowicy.</li>
</ol>
4. Procedura fizjologiczna
<ol>
	<li>Rozpocznij od aspektów fizjologicznych eksperymentu, gdy zwierzę zostanie w pełni przygotowane do nieprzeżyciowego badania fizjologicznego. Utrzymuj poziom znieczulenia wystarczający dla zachowania spontanicznego oddychania oraz odpowiednich wartości saturacji tlenem, częstości oddechów i tętna.</li>
	<li>Zmierz CBF wynikający ze stymulacji poza czaszkowej, stosując jedną z dwóch poniższych metod.
	<ol>
		<li>Umieść mysz pod urządzeniem do obrazowania laserowego rozproszenia (laser speckle imaging), z zastosowaniem lub bez zastosowania wewnątrzczaszkowych elektrod rejestrujących, aby zmierzyć wewnątrzczaszkowe pole elektryczne podczas epizodów stymulacji (Rycina 3).</li>
		<li>Przenieś zwierzę do preparacji fizjologicznej w celu umieszczenia obustronnych sond laserowych Dopplera oraz elektrod wewnątrzczaszkowych, aby zmierzyć wewnątrzczaszkowe pole elektryczne podczas epizodów stymulacji (Rycina 1).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Umieszczenie obustronnych elektrod laserowych Dopplera i szklanych
<ol>
	<li>Przenieś zwierzę na stolik mikroskopu w celu aplikacji obustronnych sond laserowych Dopplera. Umieść sondy na górnej powierzchni czaszki pomiędzy obustronnymi otworami trepanacyjnymi a szwem czołowym (Rysunek 1).</li>
	<li>Wypełnij dociągane szklane mikroelektrody (~0,1 µM, impedancja 2-6 MΩ) 0,2 M NaCl i wprowadź je za pomocą mikromanipulatora do dwóch otworów trepanacyjnych umieszczonych bocznie względem szwu strzałkowego3,14 (Rysunek 1). 
	UWAGA: Otwory trepanacyjne te znajdują się pomiędzy dwiema symetrycznymi elektrodami do stymulacji pozaczaszkowej (Rysunek 1).</li>
	<li>Po wprowadzeniu do mózgu upewnij się, że szklane mikroelektrody znajdują się na głębokości ~1 mm w korze mózgowej. Wykonaj profile głębokości na różnych symetrycznych poziomach. Ponownie wypełnij otwory trepanacyjne sterylnym olejem mineralnym, aby odizolować tę drogę przepływu prądu.</li>
</ol>
6. Procedura stymulacji i pomiar natężenia prądu w transkranialnej stymulacji prądem zmiennym (tACS) lub transkranialnej stymulacji prądem stałym (tDCS)
<ol>
	<li>Rejestruj dane w trybie ciągłym z podwójnych sond laserowych Dopplera umieszczonych na czaszce oraz z dwóch wyjść wewnątrzczaszkowych mikroelektrod (rejestrowanych za pomocą wzmacniacza DC z przedwzmacniaczami głowicowymi), wykorzystując system digitalizacji i oprogramowanie z co najmniej czterema kanałami (przy częstotliwości próbkowania 1 KHz). Po zarejestrowaniu wszystkich wartości przez wystarczająco stabilny czas bazowy (tj. &gt;10 min), przetestuj stymulację pozaczaszkową. 
	UWAGA: Rycina 4 przedstawia przykład czterech kanałów, gdzie dwie elektrody rejestrujące wewnątrzczaszkowe znajdują się w kanałach górnych, a odpowiedź CBF w kanałach dolnych.</li>
	<li>Stosuj krótkie okresy włączania/wyłączania stymulacji przy różnych amplitudach (tj. 20-30 s, 0.5-2.0 mA, w zakresie tolerancji), aby uzyskać wyraźną linię bazową przed i po stymulacji (Rycina 4). Stymulację aplikuj między dwie czaszkowe elektrody tACS po obu stronach (Rycina 1), używając komercyjnego, kompatybilnego z ludźmi urządzenia stymulującego, które dostarcza stały prąd.</li>
	<li>Uważnie obserwuj mysz pod kątem drgawek mięśniowych lub innych reakcji na tACS, takich jak zmiana tętna lub oddychania, aby określić górną granicę tolerancji (zazwyczaj ~2 mA).</li>
	<li>Kontynuuj monitorowanie impedancji między elektrodami podczas epok stymulacji, aby upewnić się, że pozostaje ona stała.</li>
	<li>Dodaj niewielką ilość (2-3 µL) 1 M KCl do przedniego otworu trepanacyjnego14, aby wywołać spontaniczne zdarzenia K+-SD. Generują one dużą odpowiedź CBF oraz interakcje między odpowiedzią CBF indukowaną przez K+-SD a ogólną odpowiedzią CBF. Oszacuj odpowiedź CBF na tACS, stosując stymulację tACS zarówno przed, jak i po wystąpieniu SD.</li>
	<li>Na koniec eksperymentu przeprowadź eutanazję poprzez przedawkowanie izofluranu (5%), a następnie dokonaj dekapitacji po ustaniu oddechów i bicia serca.</li>
</ol>
<img alt="Analiza równowagi statycznej, wykresy szeregów czasowych; przedstawiają dynamiczne pomiary siły, trendy danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Dane przedstawiające cztery kanały surowych danych w odpowiedzi na tACS o niskim natężeniu. Dane są ułożone w taki sposób, że dwa górne rzędy stanowią wewnątrzczaszkowe, bezpośrednie zapisy elektryczne DC (oznaczone jako Input 1 [IN0] i input 2 [IN1]), a dwa dolne rzędy stanowią obustronne zapisy laserowskiej dopplerometrii przepływu krwi mózgowej. Należy zauważyć, że odpowiedzi są asymetryczne między prawymi (górnymi) a lewymi (dolnymi) śladami elektrycznymi i przepływu krwi mózgowej. (A) Mała odpowiedź (wzrost przepływu krwi o 16%) w odpowiedzi na bodziec 1,2 mV/mm przez 20 s (0,75 mA). (B>) Większa odpowiedź (wzrost przepływu krwi o 21%) w odpowiedzi na bodziec 1,4 mV/mm (1,0 mA). Skrót: tACS = przezczaszkowa stymulacja prądem zmiennym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
7. Obliczenie pola elektrycznego
<ol>
	<li>Zmierz różnicę w sygnale z dwóch elektrod wewnątrzczaszkowych, wykorzystując różnicę w półfali (jednym cyklu) dwóch zarejestrowanych fal sinusoidalnych (dwie górne ścieżki na Rysunku 4). Podziel tę różnicę (mV) przez odległość między dwiema elektrodami (mm, tutaj ~4 mm, lecz mierzona bezpośrednio w każdym przypadku), aby obliczyć natężenie pola (mV/mm)3,6.</li>
</ol>

Mapping Cerebral Blood Flow and Electrical Fields: Electrode Placement in Mice

<ol><li>Bestmann, S., Walsh, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Transcranial electrical stimulation.</a> Current Biology. 27 (23), R1258-R1262 (2017).</li>
<li>Bikson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rigor+and+reproducibility+in+research+with+transcranial+electrical+stimulation%3A+An+NIMH-sponsored+workshop%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Rigor and reproducibility in research with transcranial electrical stimulation: An NIMH-sponsored workshop.</a> Brain Stimulation. 11 (3), 465-480 (2018).</li>
<li>Turner, D. A., Degan, S., Galeffi, F., Schmidt, S., Peterchev, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid%2C+dose-dependent+enhancement+of+cerebral+blood+flow+by+transcranial+AC+stimulation+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Rapid, dose-dependent enhancement of cerebral blood flow by transcranial AC stimulation in mouse.</a> Brain Stimulation. 14 (1), 80-87 (2020).</li>
<li>Shah, S., Chhatbar, P. Y., Feld, J. A., Feng, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrating+tDCS+into+routine+inpatient+rehabilitation+practice+to+boost+post-stroke+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Integrating tDCS into routine inpatient rehabilitation practice to boost post-stroke recovery.</a> Brain Stimulation. 13 (4), 953-954 (2020).</li>
<li>Voroslakos, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+effects+of+transcranial+electric+stimulation+on+brain+circuits+in+rats+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Direct effects of transcranial electric stimulation on brain circuits in rats and humans.</a> Nature Communications. 9 (1), 483(2018).</li>
<li>Alekseichuk, I., Mantell, K., Shirinpour, S., Opitz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+modeling+of+transcranial+magnetic+and+electric+stimulation+in+mouse%2C+monkey%2C+and+human%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Comparative modeling of transcranial magnetic and electric stimulation in mouse, monkey, and human.</a> Neuroimage. 194, 136-148 (2019).</li>
<li>Tavakoli, A. V., Yun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+alternating+current+stimulation+%28tACS%29+mechanisms+and+protocols%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transcranial alternating current stimulation (tACS) mechanisms and protocols.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 214(2017).</li>
<li>Yavari, F., Jamil, A., Mosayebi Samani, M., Vidor, L. P., Nitsche, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+and+functional+effects+of+transcranial+electrical+stimulation+%28tES%29-An+introduction%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+and+Biobehavioral+Reviews%22%5BJournal%5D)">Basic and functional effects of transcranial electrical stimulation (tES)-An introduction.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 85, 81-92 (2018).</li>
<li>Wachter, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+direct+current+stimulation+induces+polarity-specific+changes+of+cortical+blood+perfusion+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat.</a> Experimental Neurology. 227 (2), 322-327 (2011).</li>
<li>Han, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+responses+in+rat+brain+during+transcranial+direct+current+stimulation%3A+A+functional+near-infrared+spectroscopy+study%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic responses in rat brain during transcranial direct current stimulation: A functional near-infrared spectroscopy study.</a> Biomedical Optics Express. 5 (6), 1812-1821 (2014).</li>
<li>Ayata, C., Lauritzen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spreading+depression%2C+spreading+depolarizations%2C+and+the+cerebral+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Spreading depression, spreading depolarizations, and the cerebral vasculature.</a> Physiological Reviews. 95 (3), 953-993 (2015).</li>
<li>Berenyi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+control+of+epilepsy+by+transcranial+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation.</a> Science. 337 (6095), 735-737 (2012).</li>
<li>Hoang, K. B., Cassar, I. R., Grill, W. M., Turner, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomarkers+and+stimulation+algorithms+for+adaptive+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Biomarkers and stimulation algorithms for adaptive brain stimulation.</a> Frontiers in Neuroscience. 11, 564(2017).</li>
<li>Turner, D., A, D. S., Hoffmann, U., Galleffi, F., Colton, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CVN-AD+Alzheimer%27s+mice+show+premature+reduction+in+neurovascular+coupling+in+response+to+spreading+depression+and+anoxia+compared+to+aged+controls%5BTitle%5D)+AND+%22Alzheimer%27s+and+Dementia%22%5BJournal%5D)">CVN-AD Alzheimer's mice show premature reduction in neurovascular coupling in response to spreading depression and anoxia compared to aged controls.</a> Alzheimer's and Dementia. 17 (7), 1109-1120 (2021).</li>
<li>Colton, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mNos2+deletion+and+human+NOS2+replacement+in+Alzheimer+disease+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuropathology+and+Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">mNos2 deletion and human NOS2 replacement in Alzheimer disease models.</a> Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 73 (8), 752-769 (2014).</li>
<li>Castano-Prat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+slow+%28%3C1+Hz%29+and+fast+%28beta+and+gamma%29+neocortical+oscillations+in+the+3xTg-AD+mouse+model+of+Alzheimer%27s+disease+under+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Aging%22%5BJournal%5D)">Altered slow (<1 Hz) and fast (beta and gamma) neocortical oscillations in the 3xTg-AD mouse model of Alzheimer's disease under anesthesia.</a> Neurobiology of Aging. 79, 142-151 (2019).</li>
<li>Etter, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+gamma+stimulation+rescues+memory+impairments+in+an+Alzheimer%27s+disease+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Optogenetic gamma stimulation rescues memory impairments in an Alzheimer's disease mouse model.</a> Nature Communications. 10 (1), 5322(2019).</li>
<li>Iaccarino, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gamma+frequency+entrainment+attenuates+amyloid+load+and+modifies+microglia%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia.</a> Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).</li>
<li>Martorell, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-sensory+gamma+stimulation+ameliorates+Alzheimer%27s-associated+pathology+and+improves+cognition%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Multi-sensory gamma stimulation ameliorates Alzheimer's-associated pathology and improves cognition.</a> Cell. 177 (2), 256-271 (2019).</li>
<li>Dawson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation+paired+with+rehabilitation+for+upper+limb+motor+function+after+ischaemic+stroke+%28VNS-REHAB%29%3A+A+randomised%2C+blinded%2C+pivotal%2C+device+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation paired with rehabilitation for upper limb motor function after ischaemic stroke (VNS-REHAB): A randomised, blinded, pivotal, device trial.</a> Lancet. 397 (10284), 1545-1553 (2021).</li>
<li>Hacker, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+in+early-stage+Parkinson+disease%3A+Five-year+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation in early-stage Parkinson disease: Five-year outcomes.</a> Neurology. 95 (4), e393-e401 (2020).</li>
<li>Duun-Henriksen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+era+in+electroencephalographic+monitoring%3F+Subscalp+devices+for+ultra-long-term+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A new era in electroencephalographic monitoring? Subscalp devices for ultra-long-term recordings.</a> Epilepsia. 61 (9), 1805-1817 (2020).</li>
<li>Haneef, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-scalp+electroencephalography%3A+A+next-generation+technique+to+study+human+neurophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Sub-scalp electroencephalography: A next-generation technique to study human neurophysiology.</a> Clinical Neurophysiology. 141, 77-87 (2022).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Protokół ten koncentruje się na znieczulonym pomiarze odpowiedzi CBF in vivo jako biomarkera w celu oszacowania odpowiedzi mózgu na tES14. Długoterminowe biomarkery odpowiedzi tES obejmują efekty leczenia histologicznego, takie jak zapobieganie lub zmiany w tworzeniu blaszek amyloidowych (tj. ze stymulacją gamma przy 40 Hz w kilku modelach AD)16,17,18,19, ale krótkoterminowe biomarkery są również pomocne w oszacowaniu natychmiastowych efektów fizjologicznych i obli...

Przezczaszkowa stymulacja elektryczna (tES; w przypadku stymulacji falą sinusoidalną – tACS) jest powszechną, zewnętrzną i nieinwazyjną metodą neuromodulacji mózgu1,2. Wcześniej postawiliśmy hipotezę, że przy określonych dawkach tES (a w szczególności tACS) może zwiększać mózgowy przepływ krwi (CBF) w leżących poniżej obszarach mózgu3. Ponadto może istnieć zależność dawka-odpowiedź między przyłożonym prądem zewnętrznym lub wewnątrzczaszkowym polem elektrycznym a wynikającymi z nich odpowiedziami CBF. Jednak większość klinicznych protokołów stymulacji koncentrowała się na maksymalnym, komfortowym poziomie stymulacji skóry (tj. ~ 2 mA) przez zaplanowane okresy czasu (tj. 30-45 min) jako protokół terapeutyczny4,5. U gryzoni możliwe jest zastosowanie inwazyjnych, pozaczaszkowych elektrod mózgowych przyłożonych bezpośrednio do czaszki w celu zbadania pól elektrycznych w mózgu indukowanych przez tES6. Zatem celem niniejszego podejścia jest określenie wpływu intensywności tACS przy odpowiednich częstotliwościach na zmiany CBF w kontekście zależności dawka-odpowiedź. Ta krzywa dawka-odpowiedź opiera się na krótkoterminowym biomarkerze fizjologicznym – bezpośrednich pomiarach CBF – w relacji do pola elektrycznego narzuconego na mózg3. Wykazaliśmy wcześniej, że przy większych amplitudach, zazwyczaj wykraczających poza zakres pól elektrycznych w mózgu indukowanych klinicznie przez tACS, występuje niemal liniowa korelacja między indukowanym polem elektrycznym a CBF w korze3. Jednak stymulacja słabszym polem (tj. o intensywności 1-5 mV/mm) może być bardziej istotna i wykonalna do zastosowania u ludzi; dlatego zmodyfikowaliśmy nasze techniki, aby wykrywać mniejsze zmiany CBF.
Niniejsza praca opisuje protokół analizy wpływu prądów zmiennych sinusoidalnych tES o niskiej natężeniu pola (tj. prąd 0.5-2.0 mA, pole elektryczne 1-5 mV/mm), które są tolerowane przez budzące się gryzonie5. Protokół ten obejmuje zastosowanie nowatorskiego obrazowania speckle laserowego podczas tACS, a także podwójnych wewnątrzczaszkowych elektrod szklanych, w celu określenia zarówno rozprzestrzeniania się aktywnego tACS w mózgu (monitorowanego poprzez CBF), jak i natężenia pola elektrycznego wewnątrz czaszki, co przedstawiono w formie schematu oraz rzeczywistej fotografii eksperymentalnej (Rycina 1). Istnieje wiele możliwych efektów fizjologicznych tES w mózgu, w tym bezpośrednia modulacja neuronalna, plastyczność neuronalna oraz aktywacja astrocytów7,8. Chociaż CBF mierzono przy użyciu tDCS9,10, pomiary te były powolne, pośrednie i niewystarczające do oceny funkcji dawka-odpowiedź w mózgu. Dlatego, stosując odpowiednie biomarkery krótkoterminowe (tj. CBF, pola elektryczne) oraz szybkie sekwencje włączania/wyłączania tACS, możemy obecnie dokładniej oszacować funkcję dawka-odpowiedź. Ponadto możemy zastosować różne techniki pomiaru CBF, w tym zarówno ogniskowe sondy laserowego Dopplera (LD), jak i obrazowanie speckle laserowe (LSI) z zdefiniowanymi obszarami zainteresowania.
<img alt="Układ stymulacji przezczaszkowej; laser Doppler, mikroelektroda, schemat z elektrodami do badania przepływu krwi." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65195/65195fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat i przykład fotograficzny stymulacji przezczaszkowej. (A) Schemat układu stymulacji przezczaszkowej. Schemat przedstawia czaszkę myszy z szwami wieńcowymi i strzałkowymi. Elektrody przezczaszkowe są umieszczone bocznie i symetrycznie na czaszce, a następnie przymocowane za pomocą kleju chirurgicznego i pasty przewodzącej pomiędzy elektrodami a czaszką. Elektrody te są podłączone do kompatybilnego z ludźmi urządzenia do stymulacji prądem stałym, które umożliwia określenie częstotliwości, amplitudy i czasu trwania stymulacji. Do oceny wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych w korze mózgu (tj. w odległości 1 mm od wewnętrznej powierzchni czaszki poprzez małe otwory trepanacyjne) umieszcza się obustronne elektrody szklane (~2 MΩ), które są uszczelnione olejem mineralnym i posiadają uziemienia AgCl w mięśniach szyi (przedstawione jako grubsze przewody w centrum, zatopione w podskórnej tkance szyi). Elektrody szklane są podłączone do wzmacniacza DC, a ich wyjścia są rejestrowane za pomocą cyfryzatora z co najmniej czterema kanałami. Do pomiarów na czaszce umieszczone są również obustronne sondy laser Dopplera. Cała czaszka jest dodatkowo obrazowana za pomocą urządzenia do obrazowania laserowego speckle lub chłodzonej kamery o wysokiej rozdzielczości (co najmniej 1,024 x 1,024 pikseli, głębokość bitowa piksela 12-14 bit) do detekcji wewnętrznego sygnału optycznego. Do obrazowania przepływu krwi zazwyczaj wybiera się częstotliwość izosbestyczną hemoglobiny (tj. 562 nm) do oświetlenia. (B) Zbliżenie z rzeczywistego eksperymentu, pokazujące obustronne sondy laser Dopplera (po lewej), (obustronne) wewnątrzczaszkowe szklane mikroelektrody rejestrujące umieszczone przez otwory trepanacyjne oraz elektrody stymulujące tACS umieszczone bocznie. Skrót: tACS = przezczaszkowa stymulacja prądem zmiennym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65195/65195fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
W celu oceny mechanizmów możemy również badać interakcje z innymi procesami fizjologicznymi, które również zmieniają CBF, takimi jak indukowana K+ depolaryzacja rozprzestrzeniająca11. Ponadto, zamiast zaplanowanych sesji w regularnych odstępach czasu, możliwe jest opracowanie systemu w pętli zamkniętej opartego na dodatkowych biomarkerach dla różnych schorzeń, co zostało zaproponowane w leczeniu epilepsji12 (np. kliniczne urządzenia Neuropace). Przykładowo, stymulacja mózgu w pętli zamkniętej w chorobie Parkinsona opiera się zazwyczaj na wewnętrznych, nieprawidłowych lokalnych potencjałach polowych (LFPs) charakterystycznych dla tej choroby przy niedoborze dopaminy (zazwyczaj LFPs w paśmie β)13.

<table><tbody><tr><td>Wkładki alkoholowe</td><td>HenryShein</td><td>112-6131</td><td></td></tr><tr><td>Olej mineralny dla dzieci</td><td>Johnson & Strzykawka Johnson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD 1 ml</td><td>Becton Dikinson</td><td>REF 305699</td><td></td></tr><tr><td>C3 Elektrody o płaskiej powierzchni</td><td>Myszy</td> Neuronexus <td></td><td></td></tr><tr><td>C57BI</td><td>z kolonii NIH&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Miedziane elektrody czaszki</td><td>Przygotowanie</td><td></td><td></td>własne</tr><tr><td>Digidata 1440, Clampex</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #5</td><td>FST</td><td>#5</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #7 zakrzywione</td><td>Dumont</td><td>RS-5047</td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu</td><td>Major</td><td>LubiFresh P.M. NDC-0904-6488-38</td><td></td></tr><tr><td>Ściągacz</td> <td>do mikropipet płonący/brązowyInstrument Sutter Co.</td><td>Model P-87</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze 11,5 cm lekka krzywizna&nbsp; ząbkowane</td><td>Roboz</td><td>RS-8254</td><td></td></tr><tr><td>Igła intramedic 23 G</td><td>Becton Dikinson</td><td>REF 427565</td><td></td></tr><tr><td>KCl 1 M</td><td>Przygotowanie</td><td></td><td></td>we własnym zakresie</tr><tr><td>Laserowe sondy dopplerowskie</td><td>Moor Instruments</td><td>Laserowe sondy dopplerowskie</td><td></td>0,46 mm</tr><tr><td>Laserowe urządzenie do obrazowania plamek</td><td>RWD</td><td>RFLSI-ZW</td><td></td></tr><tr><td>Mikro łyżeczka 13 cm</td><td>FST</td><td>10080-05</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do mikropreparacji, 11,5 cm</td><td>Roboz</td><td>RS-5914</td><td></td></tr><tr><td>Fiksacja znieczulenia myszy</td><td>Stoelting</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neuroconn-DS</td><td>Neurocare</td><td>DC-Stimulator Plus</td><td></td></tr><tr><td>Monitorowanie PhysioSuite</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-tips</td><td>Fisherbrand</td><td>22363167</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna 0,9% roztwór NaCl</td><td>Baxter</td><td>281322</td><td></td></tr><tr><td>Sensicam QE</td><td>PCO Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie</td><td>Axon Instruments Clampex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klej chirurgiczny</td><td>Covetrus</td><td>31477</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>3M Transpore</td><td>T9784</td><td></td></tr></tbody></table>

umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

Wykrywanie reakcji przepływu krwi w mózgu (CBF) na różne formy aktywacji neuronów jest kluczowe dla zrozumienia dynamicznej funkcji mózgu i zmian w dostarczaniu substratu do mózgu. W artykule opisano protokół pomiaru odpowiedzi CBF na przezczaszkową stymulację prądem przemiennym (tACS). Krzywe dawka-odpowiedź są szacowane zarówno na podstawie zmiany CBF zachodzącej przy tACS (mA), jak i na podstawie wewnątrzczaszkowego pola elektrycznego (mV/mm). Szacujemy wewnątrzczaszkowe pole elektryczne na podstawie różnych amplitud mierzonych przez szklane mikroelektrody po każdej stronie mózgu. W tym artykule opisujemy konfigurację eksperymentalną, która polega na użyciu obustronnych laserowych sond dopplerowskich (LD) lub laserowego obrazowania plamkowego (LSI) do pomiaru CBF; W rezultacie, ta konfiguracja wymaga znieczulenia w celu umieszczenia elektrody i stabilności. Przedstawiamy korelację między odpowiedzią CBF a prądem w funkcji wieku, wykazując istotnie większą odpowiedź przy wyższych prądach (1,5 mA i 2,0 mA) u młodych zwierząt kontrolnych (12-14 tygodni) w porównaniu ze starszymi zwierzętami (28-32 tygodnie) (różnica p < 0,005). Wykazujemy również znaczącą odpowiedź CBF przy natężeniu pola elektrycznego <5 mV/mm, co jest ważnym czynnikiem dla ewentualnych badań na ludziach. Na te odpowiedzi CBF duży wpływ ma również zastosowanie znieczulenia w porównaniu z przebudzonymi zwierzętami, kontrola oddychania (tj. Oddychanie zaintubowane vs. spontaniczne), czynniki ogólnoustrojowe (tj. CO2 ) oraz miejscowe przewodnictwo w naczyniach krwionośnych, w którym pośredniczą perycyty i komórki śródbłonka. Podobnie, bardziej szczegółowe techniki obrazowania/rejestracji mogą ograniczyć rozmiar pola z całego mózgu do tylko małego obszaru. Opisujemy zastosowanie elektrod pozaczaszkowych do stosowania stymulacji tACS, w tym zarówno domowe, jak i komercyjne projekty elektrod dla gryzoni, jednoczesny pomiar CBF i wewnątrzczaszkowego pola elektrycznego za pomocą dwustronnych szklanych elektrod rejestrujących prąd stały oraz podejścia do obrazowania. Obecnie stosujemy te techniki do implementacji formatu zamkniętej pętli do rozszerzania CBF w zwierzęcych modelach choroby Alzheimera i udaru.

Reprezentatywne wyniki przedstawiono na Rysunku 4, Rysunku 5 oraz Rysunku 6. Rysunek 4 pokazuje przykład czterech kanałów, gdzie w górnych kanałach znajdują się dwie elektrody do rejestracji wewnątrzczaszkowej, a w dolnych kanałach odpowiedzi CBF. tACS jest symetryczny względem czaszki, jednak zazwyczaj odpowiedź pola wewnątrzczaszkowego jest lekko asymetryczna dla przyłożonych prądów AC, przy czym jedn...

Opisujemy protokół oceny krzywych dawka-odpowiedź dla stymulacji pozaczaszkowej pod względem pomiarów pola elektrycznego mózgu i odpowiedniego biomarkera przepływu krwi w mózgu. Ponieważ protokół ten obejmuje inwazyjne umieszczenie elektrod w mózgu, potrzebne jest znieczulenie ogólne, w którym preferowane jest spontaniczne oddychanie, a nie kontrolowane oddychanie.

Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...

Przepływ krwi w mózgu można zmierzyć za pomocą stopnia nasycenia hemoglobiny oksy-deoksy. Ten wzrost saturacji zmniejsza się wraz z wiekiem i w modelu choroby Alzheimera. Szacujemy siłę stymulacji elektrycznej za pomocą zarówno przyłożonych prądów, jak i gęstości wewnątrzczaszkowego pola elektrycznego.Najnowsze osiągnięcia obejmują ulepszenie stymulacji pozaczaszkowej do zastosowania w zwierzęcych modelach choroby Alzheimera. Obecnie stosuje się wiele technologii obrazowania w modelach zwierzęcych, w tym laserowe obrazowanie spektralne, podwójną mikroskopię fotomikroskopową i zapis fizjologiczny. Wyzwaniem jest zrozumienie mechanistycznych podstaw zmian w dynamicznych reakcjach przepływu krwi w mózgu w modelach choroby Alzheimera.Odkryliśmy deficyty w reakcjach na wyzwania metaboliczne u myszy z chorobą Alzheimera, a zastosowanie dodatkowej stymulacji czaszki poprawia te deficyty. Zaletą naszego protokołu jest to, że podejście oparte na stymulacji poprawia przepływ krwi w mózgu.

placement-extracranial-stimulating-electrodes-measurement-cerebral

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film demonstruje in vivo rejestrację potencjału lokalnego pola (LFP) z obustronnych obszarów M2 mózgu myszy. Znieczulona mysz jest zabezpieczona i przygotowana do zabiegu. Aby zarejestrować LFP, należy wprowadzić mikroelektrody do docelowych współrzędnych obustronnych obszarów M2, które są odpowiedzialne za złożone ruchy motoryczne.

Rejestracja potencjału pola lokalnego z obu półkul mózgu myszy

Nieograniczająca radiotelemetria EEG jest cennym podejściem metodologicznym do rejestrowania in vivo długoterminowych elektroencefalogramów od swobodnie poruszających się gryzoni. Ten szczegółowy protokół opisuje stereotaktyczne znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie domózgowe umieszczenie elektrod w różnych obszarach mózgu w celu uzyskania wiarygodnych zapisów rytmiczności OUN i etapów behawioralnych związanych z OUN.

Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG

W tym badaniu przedstawiono metodologię wykonywania wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo ze szlaku hiperbezpośredniego w znieczuleniu uretanowym.

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Ten protokół pokazuje, jak skonfigurować niezawodną metodę HFS u myszy. Neurony w zakręcie zębatym hipokampa są stymulowane elektrycznie przez HFS bezpośrednio i pośrednio in vivo. Aktywność neuronalną i sygnalizację molekularną bada się odpowiednio za pomocą barwienia immunofluorescencyjnego c-fos i Notch1; Neurogenezę określa się ilościowo za pomocą testu znakowania bromodeoksyurydyny.

Inwazyjna metoda aktywacji zakrętu zębatego myszy poprzez stymulację o wysokiej częstotliwości

Prezentujemy in vivo elektrofizjologiczny zapis potencjału pola lokalnego (LFP) w obustronnej wtórnej korze ruchowej (M2) myszy, który może być zastosowany do oceny lateralizacji półkuli. Badanie wykazało zmienione poziomy synchronizacji między lewym i prawym M2 u myszy APP/PS1 w porównaniu z kontrolami WT.

Ocena lateralizacji półkuli z obustronnym zapisem potencjału pola lokalnego w wtórnej korze ruchowej myszy

Ten protokół opisuje kwantyfikację wolumetrycznych zmian hemodynamicznych mózgu w mózgu myszy za pomocą funkcjonalnych ultradźwięków (fUS). Procedury dla mapy aktywacji funkcjonalnej 3D po stymulacji sensorycznej, a także łączności funkcjonalnej w stanie spoczynku są przedstawione jako przykłady ilustracyjne u myszy znieczulonych i obudzonych.

Aktywacja 3D całego mózgu i mapowanie łączności funkcjonalnej u myszy przy użyciu przezczaszkowego funkcjonalnego obrazowania ultrasonograficznego

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania in vivo, wysokiej gęstości nagrań pojedynczych neuronów z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową. Podejście to jest stosowane do pomiaru potencjału czynnościowego neuronów w brzuszno-bocznej szarości okołowodociągowej - regionie pnia mózgu nieaktywnym podczas snu z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM) - przed i podczas znieczulenia ogólnego.

Ostre jednojednostkowe nagrania wieloelektrodowe z pnia mózgu myszy z unieruchomioną głową

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Naucz się metody stymulacji zewnątrzczaszkowej i pomiaru przepływu krwi w mózgu u myszy z modelami choroby Alzheimera. Protokół umożliwia ocenę odpowiedzi neurowaskularnych na bodźce metaboliczne.

Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy (Wideo) | JoVE Journal

Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy

Przeglądaj więcej filmów