Name: Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-30T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 20 s
Description: Poznaj terapię podskórną Fu w leczeniu bólu neuropatycznego u szczurów z przewlekłym zwężeniem nerwu kulszowego. Metoda obejmuje oceny behawioralne i elektrofizjologiczne, oferując niefarmakologiczną alternatywę dla tradycyjnych interwencji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało wsparte grantem z centrum dla zwierząt Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Tajwan. Autorzy pragną podziękować Show Chwan Memorial Hospital IRCAD TAJWAN za nieocenione wsparcie i pomoc w trakcie trwania tego projektu badawczego.

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) w Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Tajwan (111031) w październiku 2022 r. (Rycina 1).
1. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Należy zakupić 48 samców szczurów Sprague-Dawley (SD) (wiek: 8-10 tygodni, masa ciała: 250-300 g).</li>
	<li>Szczury należy utrzymywać indywidualnie w klatkach z wentylacją w temperaturze 24 ± 2 °C i 12-godzinnym cyklu światła i ciemności.</li>
	<li>Szczury należy karmić standardową karmą peletowaną, zapewniając dostęp do sterylnej wody pitnej oraz miękkiej ściółki.</li>
</ol>
2. Grupowanie zwierząt
<ol>
	<li>Losowo podziel 48 szczurów linii SD na sześć grup (n = 8 na grupę): grupę pozorowaną (sham), grupę CCI, grupę CCI+FSN, grupę CCI+TENS, grupę z samym FSN oraz grupę z samym TENS, zgodnie z poprzednim badaniem przeprowadzonym przez Chan i wsp.24. 
	UWAGA: Szczegóły dotyczące sześciu grup: (1) Grupa pozorowana: brak operacji i brak leczenia; (2) Grupa CCI: przygotowana do operacji, bez leczenia; (3) Grupa leczenia CCI+FSN: leczenie FSN po skutecznym stworzeniu modelu CCI; (4) Grupa leczenia CCI+TENS: leczenie TENS po skutecznym stworzeniu modelu CCI; (5) Grupa z samym leczeniem FSN: tylko leczenie FSN bez operacji; (6) Grupa z samym leczeniem TENS: tylko leczenie TENS bez operacji.</li>
</ol>
3. Utworzenie szczurzego modelu CCI
UWAGA: Model chirurgiczny CCI u szczurów został zmodyfikowany zgodnie z metodą opracowaną przez Bennetta i Xie w 1988 roku25.
<ol>
	<li>Należy upewnić się, że operator nosi maseczkę chirurgiczną, jednorazową czepkę operacyjną oraz sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Powierzchnię stołu operacyjnego należy zdezynfekować 70% etanolem. Instrumenty (np. nożyczki, pęsety i haki), gazę, zszywki oraz patyczki bawełniane należy wysterylizować w autoklawie. 
	UWAGA: Przez cały czas trwania procedury chirurgicznej stosuje się techniki aseptyczne.</li>
	<li>Szczury należy zanestezjować 4% izofluranem po standardowym przygotowaniu skóry (goleniu) i utrzymywać anestezyję za pomocą 2% izofluranu (Rysunek 2A).
	<ol>
		<li>Odpowiednią głębokość anestezji należy potwierdzić, obserwując brak reakcji po uciśnięciu tylnej łapy oraz monitorując zanestezjowane szczury przez cały czas trwania procedury.</li>
		<li>Na oczy należy nanieść odpowiednią ilość weterynaryjnej maści oftalmicznej w celu ochrony przed wysychaniem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Szczura należy ułożyć w pozycji brzusznej na stole operacyjnym i ogolić sierść z boku prawej tylnej łapy, a następnie trzykrotnie zdezynfekować skórę roztworem powidonu z jodem oraz 75% etanolem. Przez cały czas trwania procedury należy zapewnić wsparcie termiczne i użyć sterylnych pól operacyjnych do osłonięcia miejsca zabiegu.
	<ol>
		<li>Należy wykonać równoległe nacięcie skóry o długości około 20-50 mm, 3-4 mm poniżej kości udowej.</li>
		<li>W pierwszej kolejności należy zidentyfikować położenie mięśnia pośladkowego wielkiego oraz mięśnia dwugłowego uda. Tłuszcz podskórny i powięź powierzchowną należy oddzielać warstwa po warstwie za pomocą nożyczek chirurgicznych, przecinając otaczającą tkankę łączną, aby odsłonić mięsień (Rysunek 2B). 
		UWAGA: Aby odróżnić warstwę tłuszczu podskórnego od powięzi powierzchownej, należy zwrócić uwagę na teksturę i kolor. Warstwa tłuszczu podskórnego powinna być miękka i plastyczna, o żółtawym lub białym wyglądzie. Powięź powierzchowna jest cienką warstwą włóknistą znajdującą się bezpośrednio pod tłuszczem podskórnym. Warstwy można rozróżnić poprzez delikatną palpację lub sondowanie tępym instrumentem; tłuszcz podskórny stawia większy opór przy nacisku w porównaniu do powięzi powierzchownej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą tępych nożyczek należy przeciąć tkankę łączną między mięśniem pośladkowym powierzchownym a mięśniem dwugłowym uda.
	<ol>
		<li>Przerwa między tymi dwoma mięśniami powinna zostać poszerzona za pomocą haka, aby odsłonić nerw kulszowy (Rysunek 2C). 
		UWAGA: Aby wizualnie zidentyfikować nerw kulszowy u szczura, należy skupić się na obszarze uda. Aby zwizualizować nerw kulszowy, należy zlokalizować punkt środkowy uda. Zazwyczaj nerw biegnie wzdłuż tylnej części uda, zaczynając od okolicy biodra i rozciągając się w stronę kolana.</li>
		<li>Bez zmiany morfologii nerwu, należy uchwycić nerw kulszowy mikroigłą przy dobrym oświetleniu. Nerw kulszowy należy podwiązać dwukrotnie za pomocą nici katgutu chromowanego 3-0, umieszczając punkty podwiązania w odległości około 1 mm od siebie pomiędzy dwoma szwami.</li>
		<li>Zaczynając od luźnej pętli dla każdego podwiązania, należy chwycić końce nici blisko pętli i zacisnąć, aż pętla będzie dopasowana, upewniając się, że podwiązanie nie przesuwa się wzdłuż nerwu. Czynność należy przerwać, gdy podczas podwiązywania zaobserwuje się lekkie drżenie kończyny (Rysunek 2D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Warstwę mięśniową i skórę należy zamknąć warstwa po warstwie szwami 4-0. Na koniec ranę należy zdezynfekować jodem (Rysunek 2E).</li>
	<li>Podczas anestezji należy ściśle monitorować funkcje życiowe szczurów i umieszczać je w indywidualnych klatkach rekonwalescencyjnych do momentu przebudzenia, przed przeniesieniem ich z powrotem do klatek głównych. Klatki należy wyścielić płaską ściółką papierową, aby zapobiec uduszeniu nieprzytomnych zwierząt. Krótkie drżenie kończyny pooperacyjnej wskazuje na udany zabieg (Rysunek 2F).</li>
	<li>Testy nadwrażliwości bólowej należy przeprowadzić kilka razy przed CCI (poziom bazowy) oraz w różnych punktach czasowych po CCI.</li>
	<li>W dniach 1, 3, 5 i 7 po stworzeniu modelu należy obserwować występowanie spontanicznego bólu i zmian behawioralnych. 
	UWAGA: Należy obserwować chód i postawę prawej tylnej kończyny oraz występowanie lizania i gryzienia kończyny.
	<ol>
		<li>Należy zidentyfikować obecność bólu neuropatycznego, aby potwierdzić prawidłowe ustanowienie modelu i wykluczyć szczury, u których model nie powiódł się. 
		UWAGA: Sukces modelu należy ocenić, obserwując takie objawy jak osłabienie podczas chodzenia kończyną dolną, złączone palce prawej kończyny z lekkim koślawieniem, częste zwisanie kończyny oraz niechęć do opierania jej o podłoże. Należy zaobserwować, czy szczur stoi, opierając ciężar ciała na lewej tylnej kończynie, podczas gdy prawa tylna kończyna jest uniesiona i znajduje się blisko brzucha.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Podanie manipulacji FSN
<ol>
	<li>Ustabilizuj szczura z grupy zabiegowej FSN (w tym grupy CCI+FSN oraz grupy FSN) w ograniczniku dla gryzoni, tak aby dotknięta kończyna była wystawiona bocznie. Zapewnij wsparcie termiczne przez cały czas trwania procedury. W obu grupach zastosowano jednorazowe igły FSN (Rycina 3A).</li>
	<li>Bez znieczulenia stopniowo i powoli prostuj tylne kończyny szczura, aż zostaną w pełni rozciągnięte (Rycina 3B). 
	UWAGA: Głowa szczura jest przykryta chustą chirurgiczną, aby zwierzę pozostało spokojne i stabilne. Nie rozciągaj kończyny nadmiernie, aby nie spowodować urazu u szczura. Uważnie obserwuj reakcję szczura pod kątem wszelkich oznak stresu lub dyskomfortu. Jeśli szczur wykaże oznaki bólu lub dyskomfortu, przerwij prostowanie i zrób przerwę przed kolejną próbą.</li>
	<li>Zdejmij osłonkę ochronną igły FSN.
	<ol>
		<li>Wprowadź końcówkę igły FSN w kierunku TMs (mięśni z MTrPs), mniej więcej w pobliżu mięśnia pośladkowego wielkiego, znajdującego się w dolnej części pleców i tylnej części ciała.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ułóż igłę FSN płasko i wprowadź ją w skórę pod kątem około 15°.
	<ol>
		<li>Wprowadź ją ostrożnie i szybko przez skórę do przestrzeni podskórnej, aby zapobiec stresowi u szczura aż do pełnego wprowadzenia. Upewnij się, że igła została wprowadzona wystarczająco głęboko, aby miękka rurka została całkowicie ukryta pod skórą.</li>
		<li>Podczas wprowadzania igły lekko unieś jej końcówkę, aby sprawdzić, czy wybrzuszenie skóry przemieszcza się wraz z końcówką igły (Rycina 3C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj ruch kołyszący, płynnie i delikatnie wachlując końcówką igły FSN, używając kciuka jako punktu podparcia, podczas gdy palec wskazujący, środkowy i serdeczny pozostają ustawione w linii prostej.
	<ol>
		<li>Trzymaj igłę FSN między palcem środkowym a kciukiem w pozycji naprzeciwległej i wykonuj naprzemienne ruchy w przód i w tył, używając palców wskazującego i serdecznego.</li>
		<li>Ustaw częstotliwość na 100 ruchów na minutę i wykonuj zabieg przez około 1 min (Rycina 3D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu manipulacji szybko wyjmij igłę FSN. 
	​UWAGA: Zabieg wykonywano co 2 dni, łącznie przez cztery sesje (w dniach 1, 3, 5 i 7 po utworzeniu modelu CCI). Jednorazowe igły FSN muszą być użyte tylko raz. Wielokrotne użycie stępi igłę i spowoduje zwiększenie bólu u szczurów.</li>
</ol>
5. Podanie manipulacji TENS
<ol>
	<li>Ustabilizuj szczura z grupy traktowanej TENS (w tym grupy CCI+TENS oraz grupy TENS) w ograniczniku dla gryzoni, tak aby dotknięta kończyna była wystawiona bocznie. Przez cały czas trwania procedury zapewnij wsparcie termiczne. Przed przystąpieniem do zabiegu należy upewnić się, że sierść została zgolona. 
	UWAGA: Elektrody zostały docięte do wymiarów 45 mm (długość) na 5 mm (szerokość) (Rysunek 4A).</li>
	<li>Jako miejsca aplikacji TENS wybierz punkt Zusanli (ST36) oraz punkt Sanyinjiao (SP6). Wybór ten oparto na teorii leczenia bólu neuropatycznego26,27.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj punkt Zusanli (ST36) około 5 mm bocznie od guzka przedniego kości piszczelowej, pomiędzy kością piszczelową a strzałkową, tuż poniżej kolana28.</li>
		<li>Zlokalizuj punkt Sanyinjiao (SP6) na tylnej krawędzi kości piszczelowej, 3 mm proksymalnie od kostki przyśrodkowej28. 
		UWAGA: Oba te punkty akupunkturowe są lokalizowane poprzez badanie manualne, zgodnie z opisami Stuxa i Pomeranza oraz atlasem akupunktury zwierząt28,29 (Rysunek 4B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podaj niskoczęstotliwościową stymulację elektryczną (ciągła fala sinusoidalna 2 Hz, 3 mA) przez 10 min przy użyciu urządzenia TENS z elektrodą przyłożoną do nogi wokół nerwu. Przykryj głowę szczura chustą chirurgiczną, aby utrzymać go w spokoju i stabilnej pozycji. 
	​UWAGA: Procedurę tę wykonuje się co 2 dni, łącznie w czterech sesjach (w dniach 1, 3, 5 i 7 po utworzeniu modelu CCI).</li>
</ol>
6. Pomiary fizjologiczne podczas przeprowadzania testu behawioralnego zwierząt
UWAGA: Wskaźnik funkcji nerwu kulszowego (SFI)30 jest szeroko stosowanym przez badaczy indeksiem w studiach nad patologią i potencjalnym leczeniem uszkodzeń nerwów, wyznaczanym poprzez porównanie geometrii objętej procesem chorobowym tylnej łapy u szczurów z uszkodzeniem z geometrią łapy przeciwległej.
<ol>
	<li>Zaprojektować ścieżki dla szczurów z przezroczystego pleksiglasu i luster pochylonych, aby rejestrować odciski łap i orientację ciała szczurów podczas chodzenia. 
	UWAGA: Ścieżka jest platformą o długości 10 cm, szerokości 50 cm i wysokości 15 cm z białą papierową wyściółką na spodzie (Ryc. 5A).</li>
	<li>Delikatnie i swobodnie umieścić szczury w pudełku i pozwolić im na aklimatyzację w nowym środowisku przez co najmniej 5 min przed rozpoczęciem rejestracji. 
	UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność, aby zminimalizować niepotrzebny stres zwierzęcia, by uniknąć jego ewentualnego wpływu na napięcie mięśni postawy.</li>
	<li>Zanurzyć łapy szczura w czerwonym tuszu i pozwolić mu przejść wzdłuż paska ścieżki, pozostawiając ślady na papierze podkładowym. Dla każdego testu zarejestrować co najmniej 2 s ciągłego chodzenia. Szczur powinien przejść co najmniej 3 razy w jednym kierunku (Ryc. 5B). 
	UWAGA: Na obie tylne łapy należy nanieść szybko schnący, nietoksyczny, rozpuszczalny w wodzie czerwony tusz, aby odciski tylnych łap były wyraźnie widoczne.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu wysuszyć paski ścieżki w celu pomiaru parametrów. Zmierzyć odciski łap linijką i zaokrąglić wynik do najbliższych 0,5 mm. 
	UWAGA: Z wielu odcisków wybrano trzy wyraźne odciski od każdego szczura i zmierzono trzy różne parametry. Czynniki dla SFI obejmują długość odcisku (PL), rozstaw palców (TS) i pośredni rozstaw palców (ITS). 
	Wartości SFI oblicza się za pomocą następującego wzoru31: 
	<img alt="Wzór równowagi statycznej: równanie SFI, matematyka, obliczenia, zastosowanie w badaniach edukacyjnych." src="/files/ftp_upload/65406/65406eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Równanie 1"> 
	(EPL, eksperymentalna długość odcisku; NPL, normalna długość odcisku; ETS, eksperymentalny rozstaw palców; NTS, normalny rozstaw palców; EIT, eksperymentalny pośredni rozstaw palców; NIT, pośredni rozstaw palców.) 
	Wartości SFI wynoszące 0 oraz -100 wskazują odpowiednio na prawidłową funkcję i całkowitą dysfunkcję. Szczury, które szurały palcami, otrzymały arbitralnie wartość -100. W przypadku prawidłowej funkcji neurologicznej SFI oscyluje wokół 0, natomiast SFI w okolicach -100 reprezentuje całkowitą dysfunkcję32.</li>
</ol>
7. Ocena neurofizjologiczna za pomocą pomiarów elektrofizjologicznych33
UWAGA: W niniejszym badaniu do rejestracji aktywności elektrofizjologicznej wykorzystano elektromiografię. Złożony potencjał czynnościowy mięśnia (CMAP) jest wynikiem aktywacji włókien mięśniowych w mięśniu docelowym unerwionym przez dany nerw. Badaniu poddano amplitudę oraz latencję CMAP. Amplitudę CMAP mierzy się od linii bazowej do szczytu ujemnego. Latencję CMAP określa się poprzez pomiar czasu między podaniem bodźca a początkiem złożonego potencjału czynnościowego, co jest zależne od odległości między miejscem stymulacji a miejscem rejestracji. Elektrofizjologia umożliwia obiektywną ocenę funkcji nerwów obwodowych u szczurów.
<ol>
	<li>Podaj Zoletil 50 (40 mg/kg, ip), aby znieczulić szczury. Przygotuj skórę zgodnie ze standardowymi protokołami (golenie).</li>
	<li>Umieść jednorazowe przylepne elektrody powierzchniowe (średnica zewnętrzna 20 mm) w wyznaczonych obszarach. Przymocuj elektrody rejestrujące do bocznej i grzbietowej powierzchni mięśnia brzuchatego łydki (Rysunek 6A).</li>
	<li>Zastosuj stymulację elektryczną (natężenie 1,2 mA) prawego proksymalnego pnia nerwu kulszowego. Zarejestruj złożony potencjał czynnościowy mięśnia (CMAP) z brzuśca mięśnia brzuchatego łydki (Rysunek 6B). 
	UWAGA: Podczas wprowadzania elektrod należy zachować ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia tkanki mięśniowej.</li>
	<li>Zarejestruj wyniki trzech powtórzonych pomiarów dla każdego szczura. 
	UWAGA: CMAP wyrażono jako średnia ± SD dla każdej grupy. Sygnał został wzmocniony za pomocą wzmacniacza i przefiltrowany (0,3-3 kHz). Po całkowaniu (stała czasowa = 0,05 s) do systemu wprowadzono zarówno sygnał oryginalny, jak i sygnał całkowany. Sygnał oryginalny oraz sygnał całkowany zostały następnie zdigitalizowane w systemie PowerLab i zapisane na dysku twardym komputera.</li>
	<li>Po zakończeniu procedur elektrofizjologicznych przenieś szczura do innej klatki i monitoruj go, aż odzyska wystarczającą świadomość, by utrzymać pozycję leżącą na brzuchu. Gdy szczur całkowicie wybudzi się z narkozy, przenieś go z powrotem do oryginalnej klatki.</li>
</ol>
8. Statystyka:
<ol>
	<li>Ocenić różnice w SFI i CMAP między grupami, wykorzystując analizę wariancji z powtarzanymi pomiarami (ANOVA).</li>
	<li>Dokonać kwantyfikacji danych przez asystentów nieznających warunków eksperymentalnych. Przedstawić dane jako średnia ± odchylenie standardowe.</li>
	<li>Porównać dane, w zależności od potrzeby, stosując dwustronny test t Studenta dla prób parowanych i nieparowanych. Przyjąć poziom istotności statystycznej p &lt; 0,05.</li>
</ol>

Improving FSN Therapy in the Rat Model&#58; Minimizing Discomfort and Maximizing Efficiency

Autorzy oświadczają, że nie występują konkurencyjne konflikty interesów.

W badaniu tym zaobserwowano wpływ leczenia FSN na ból neuropatyczny w szczurzych modelach CCI. W pracy przedstawiono protokół badań SFI i elektrofizjologicznych w celu oceny efektów terapeutycznych po leczeniu FSN lub TENS. Dodatkowo ilustruje, jak ocenić funkcjonalną regenerację uszkodzonego nerwu za pomocą nieinwazyjnych testów behawioralnych i pomiarów fizjologicznych. Wyniki wykazały, że leczenie FSN po bólu nerwu kulszowego wywołanym przez CCI wykazało istotnie lepszą poprawę wszystkich wskaźników prognostycznych ni...

Szacuje się, że ból neuropatyczny, zdefiniowany jako ból spowodowany uszkodzeniem nerwów, dotyka 6,9%-10% światowej populacji, a podawana częstość występowania w ciągu życia wynosi 49%-70%1,2. Jest również uważany za jeden z najtrudniejszych do opanowania zespołów bólowych. Stosowanie środków farmakologicznych do radzenia sobie z bólem neuropatycznym przyniosło ograniczony sukces, ponieważ powszechnie przepisywane leki przeciwbólowe, takie jak niesteroidowe leki przeciwzapalne i opioidy, wykazały niewielką skuteczność w łagodzeniu tego rodzaju bólu3,4. W związku z tym istnieje ogromna potrzeba zbadania nowych możliwości leczenia, zwłaszcza leczenia niefarmakologicznego. Akupunktura, jako interwencja niefarmakologiczna, potencjalnie łagodzi ból neuropatyczny poprzez wywieranie działania przeciwbólowego na układ somatosensoryczny. Zarówno badania kliniczne, jak i przedkliniczne wykazały, że akupunktura jest skuteczna w łagodzeniu objawów bólu neuropatycznego bez znaczących skutków ubocznych5,6,7. Jednak główny mechanizm leczenia akupunkturą w celu złagodzenia bólu w bólu neuropatycznym wymaga dalszych badań.
W ostatnich latach igłowanie podskórne (FSN) Fu zyskało popularność w leczeniu zaburzeń neurologicznych związanych z bólem8. FSN wywodzi się z tradycyjnej chińskiej akupunktury i został po raz pierwszy opisany przez tradycyjnego chińskiego lekarza Zhonghua Fu w 1996 roku9,10. Chociaż wywodzi się z tradycyjnej akupunktury, FSN znacznie różni się swoimi technikami i teoriami od akupunktury opartej na meridianach, zasad yin i yang oraz koncepcji punktów akupunkturowych. FSN kładzie większy nacisk na podejścia neurofizjologiczne i anatomiczne, aby skutecznie radzić sobie z bólem mięśniowo-powięziowym11. Terapia FSN jest stosowana w praktyce klinicznej w leczeniu różnych bolesnych zaburzeń mięśniowych, ukierunkowanych na tkanki łączne ściśle związane z mięśniami, szczególnie koncentrując się na leczeniu napiętych mięśni (TM)12. Jako terapia uzupełniająca w łagodzeniu bólu, istnieją również dowody kliniczne, że FSN jest skuteczny w leczeniu urazów tkanek miękkich, a także zapewnia szybkie leczenie bólu i znaczną poprawę skurczów tkanek miękkich13,14. Terapia FSN obejmuje specyficzne techniki dostosowane do leżących u podstaw mięśniowo-powięziowych punktów spustowych (MTrP) związanych z chorobą. Pozycja wprowadzenia igły FSN jest starannie dobrana w oparciu o lokalizację tych punktów spustowych, co pozwala na precyzyjne celowanie w dotknięte obszary. Podczas zabiegu igła FSN jest wprowadzana do warstwy podskórnej, gdzie celowo zostaje zatrzymana w celu optymalizacji efektów terapeutycznych. Następnie stosuje się charakterystyczną technikę znaną jako ruch kołysania, polegającą na delikatnym ruchu oscylacyjnym igły w celu stymulacji tkanek i promowania reakcji terapeutycznych10. Rozwój MTrP wiąże się z teorią kryzysu energetycznego, która wyjaśnia, że czynniki takie jak przewlekłe przeciążenie mięśni, nadmierny wysiłek, niewłaściwa postawa wysiłkowa, zanik mięśni i zwyrodnienie mogą przyczyniać się do wystąpienia niedokrwienia i niedotlenienia tkanki mięśniowej. Uważa się, że ten niedobór tlenu i energii w tkance mięśniowej odgrywa kluczową rolę w tworzeniu MTrPs15,16. Wcześniejsze badania na zwierzętach wykazały, że leczenie przewlekłego bólu u szczurów FSN poprawia w pewnym stopniu strukturę morfologiczną i funkcję mitochondriów w TM, potwierdzając potencjał terapii FSN w promowaniu regeneracji uszkodzonych nerwów i mięśni17.
Rwa kulszowa została sklasyfikowana jako ból neuropatyczny18. Uważa się, że źródło bólu neuropatycznego leży w dowolnym miejscu między motoryczną płytką końcową a zewnętrzną włóknistą warstwą mięśnia, obejmującą układ mikronaczyniowy i neuroprzekaźniki na poziomie komórkowym. Utrata unerwienia mięśni i apoptoza unerwionych komórek nerwowych występuje, gdy dochodzi do uszkodzenia nerwów19, co prowadzi do chodu związanego z bólem w dotkniętej kończynie. Dodatkowo, przewlekły ucisk lub podrażnienie nerwu może prowadzić do różnych zmian w sposobie funkcjonowania nerwów, co może jeszcze bardziej zaostrzyć objawy rwy kulszowej20. Jednak złożoność układu nerwowego utrudnia jego odtworzenie in vitro, co wymaga wykorzystania modeli zwierzęcych do takich badań. W badaniach nad zaburzeniami bólu neuropatycznego powszechnie stosuje się organizmy modelowe, obejmujące różne metody bezpośredniego uszkodzenia nerwów obwodowych, takie jak podwiązanie nerwu kulszowego, przecięcie lub kompresja21,22. Model przewlekłego urazu zwężonego (CCI) u szczurów Sprague-Dawley został wykorzystany do wywołania bólu neuropatycznego. Model ten replikuje ból wywołany uszkodzeniem nerwów obserwowanym u ludzi poprzez chirurgiczne zwężenie nerwu obwodowego, naśladując ucisk lub uwięzienie obserwowane w stanach takich jak zespoły ucisku nerwów i neuropatie obwodowe.
W tym badaniu oceniliśmy przeciwbólowe efekty terapii FSN i elektroterapii o niskiej częstotliwości (przezskórny elektryczny stymulator nerwów, TENS) u szczurów z przewlekłym urazem zwężenia i bólem neuropatycznym. Ponieważ znieczulenie spowalnia lub blokuje impulsy nerwowe i wpływa na przekaźnictwo synaptyczne i funkcje neuronów23, zwierzęta nie mogą być znieczulone przy wszystkich procedurach igłowania i ruchach kołyszących. Dlatego wymagana jest odpowiednia technika igłowania, aby zmniejszyć dyskomfort u szczurów. Szczegółowo opisano etapy tworzenia modelu CCI szczura, sposób, w jaki szczury były traktowane FSN, łącząc ruch kołysania bez znieczulenia, wykonalne testy wzorców zachowań zwierząt i badania elektrofizjologiczne.

<table><tbody><tr><td>Kleszcze</td><td>World Precision Instruments</td><td>14098</td><td></td></tr><tr><td>Fu' s igłowanie podskórne</td><td>Nanjing Paifu Medycyna Nauki i Technologie Co.&nbsp;</td><td></td><td>Igły FSN przeznaczone są do jednorazowego użytku. Igła FSN składa się z trzech części: solidnego stalowego rdzenia igły (na dole), miękkiej rurki osłonowej (w środku) i osłonki ochronnej (na górze).</td></tr><tr><td>Elektromiografia Medelec Synergy</td><td>Oxford Instrument Medical Sp. z o.o.</td><td>034W003&nbsp;</td><td>Elektromiogram (EMG) jest stosowany w diagnostyce i leczeniu zaburzeń, takich jak neuropatie. Zawiera przenośny dwukanałowy elektromiografia/system prędkości przewodnictwa nerwowego.</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna (0,9%) 20 ml</td><td>Taiwan Biotech Co., Ltd.</td><td>4711916010323</td><td>Partia: 1TKB2022</td></tr><tr><td>POLYSORB 4-0 FIOLETOWY 30" CV-25</td><td>STANY ZJEDNOCZONE CHIRURGICZNE, ODDZIAŁ TYCO HEALTHC</td><td>GL-181</td><td></td></tr><tr><td>Retraktor</td><td>COOPERSURGICAL, INC. (USA)</td><td>3311-8G</td><td></td></tr><tr><td>Rompun</td><td>Elanco Animal Health Korea Co. Ltd.</td><td>27668</td><td></td></tr><tr><td>NOŻYCZKI CVD 90MM</td><td>BBRUAN</td><td>XG-LBB-BC101R</td><td></td></tr><tr><td>Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów</td><td>Well-Life Healthcare Co.</td><td>Numer modelu 2205Jednostka cyfrowa</td><td>, która oferuje TENS. Dostarczany w komplecie z przewodami pacjenta, samoprzylepnymi elektrodami, 3 bateriami AAA i instrukcją w miękkiej torbie transportowej. Interwał czasu włączenia 1&ndash; 30 sekund. Interwał czasu wyłączenia 1&ndash; 30 sekund.</td></tr><tr><td>Zoletil&nbsp;</td><td>VIRRBAC</td><td>8V8HA</td><td></td></tr></tbody></table>

skuteczność podskórnego igłowania fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Efficacy of Fu's Subcutaneous Needling on Sciatic Nerve Pain: Behavioral and Electrophysiological Changes in a Chronic Constriction Injury Rat Model

Podskórne igłowanie (FSN), technika akupunktury wynaleziona przez tradycyjną medycynę chińską, jest stosowana na całym świecie do uśmierzania bólu. Jednak mechanizmy działania wciąż nie są w pełni poznane. Podczas leczenia FSN igła FSN jest wprowadzana i utrzymywana w tkankach podskórnych przez długi czas ruchem kołyszącym. Jednak utrzymanie postawy podczas manipulowania FSN w modelach zwierzęcych (np. szczurach) wiąże się z wyzwaniami dla badaczy. Niewygodne leczenie może prowadzić do strachu i oporu przed igłami FSN, zwiększając ryzyko kontuzji, a nawet może wpłynąć na dane badawcze. Znieczulenie może również wpłynąć na wyniki badania. W związku z tym istnieje zapotrzebowanie na strategie w terapii FSN na zwierzętach, które minimalizują obrażenia podczas interwencji. W badaniu tym wykorzystano model przewlekłego uszkodzenia zwężonego u szczurów Sprague-Dawley w celu wywołania bólu neuropatycznego. Model ten replikuje ból wywołany uszkodzeniem nerwów obserwowanym u ludzi poprzez chirurgiczne zwężenie nerwu obwodowego, naśladując ucisk lub uwięzienie obserwowane w stanach takich jak zespoły ucisku nerwów i neuropatie obwodowe. Wprowadzamy odpowiednią manipulację w celu łatwego wprowadzenia igły FSN do podskórnej warstwy ciała zwierzęcia, w tym wprowadzanie i kierunek igły, utrzymywanie igły i ruch kołysania. Zminimalizowanie dyskomfortu szczura zapobiega napięciu szczura, co powoduje skurcz mięśnia i utrudnia wejście igły oraz poprawia efektywność badania.

Odciski łap i wyznaczanie SFI 
Zbadano rozwój SFI w grupach CCI, CCI+FSN oraz CCI+TENS (Rysunek 7). Po 4 sesjach zabiegów FSN i TENS w 7. dniu po operacji CCI, wskaźnik SFI w grupach CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) oraz CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) uległ znaczącej poprawie w porównaniu z grupą CCI (-87,40 ± 14,22). Poprawa była istotna w grupie CCI+FSN w porównaniu z grupą CCI+TENS (Rysunek 7A).
Zbadaliśmy również SFI w grupac...

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Fu&#39;s subcutaneous needling (FSN), an invented acupuncture technique from traditional Chinese medicine, is used worldwide for pain relief. However, the ...

W tym badaniu zbadano działanie przeciwbólowe podskórnej terapii igłowej Fu i elektroterapii o niskiej częstotliwości u szczurów z przewlekłym urazem zwężonym i bólem neuropatycznym. Bada niefarmakologiczne możliwości leczenia bólu neuropatycznego i bada potencjał terapii FSN jako skutecznej interwencji. Obecne wyzwania eksperymentalne obejmują opracowanie odpowiednich technik igieł w celu zmniejszenia dyskomfortu u szczurów podczas podskórnej terapii igłowej Fu, przeprowadzanie procedur igłowania i ruchów kołysania bez znieczulenia, ustanowienie wiarygodnego i powtarzalnego modelu przewlekłego zwężenia u szczurów oraz dokładna ocena wzorców zachowań i reakcji elektrofizjologicznych w modelach bólu neuropatycznego.Do istotnych wniosków z tego badania należy wykazanie terapeutycznego wpływu leczenia bólu neuropatycznego w czerwonych modelach przewlekłych urazów budowlanych oraz przedstawienie protokołu oceny efektu terapeutycznego za pomocą SFI i badań elektrofizjologicznych po leczeniu Fu nad TENS. Wyniki tego badania przyczynią się do postępu badań w tej dziedzinie, zapewniając protokół oceny leczenia N Fu, łącząc badania podstawowe i zastosowanie kliniczne, poprawiając wyniki leczenia pacjentów i zwiększając zrozumienie mechanizmów chorobowych w celu skuteczniejszego leczenia bólu neuropatycznego. W przyszłości nasze laboratorium zamierza włączyć immunohistochemię i aberrację morfologiczną, aby potwierdzić skuteczność podskórnej terapii igłowej Fu w chorobie związanej z uciskiem nerwów.Staramy się pogłębić naszą wiedzę na temat podskórnej terapii igłowej Fu, przyczynić się do leczenia bólu i rozwijać strategie rehabilitacji. Zacznij od noszenia maski chirurgicznej, jednorazowej czepka operacyjnej i sterylnych rękawiczek. Oczyść powierzchnię stołu chirurgicznego za pomocą 70% etanolu i narzędzi autoklawowych, gazy, zszywek i wacików.Umieść znieczulonego szczura na stole operacyjnym, a następnie ogol włosy na prawej tylnej nodze. Teraz trzykrotnie zdezynfekuj skórę roztworem jodu powidonu i 75% etanolem. Wykonaj równoległe nacięcie skóry o grubości od 20 do 50 milimetrów około trzech do czterech milimetrów poniżej kości udowej.Przetnij podskórne warstwy tłuszczu i powierzchownej powięzi za pomocą nożyczek chirurgicznych, a następnie zlokalizuj i odsłoń pośladek wielki i mięsień dwugłowy uda. Za pomocą nożyczek przetnij tkankę łączną między powierzchownymi mięśniami pośladkowymi i dwugłowymi uda. Za pomocą retraktora odsłoń nerw kulszowy, poszerzając szczelinę między dwoma mięśniami.Przeczesz nerw kulszowy mikroigłą przez dobre źródło światła, upewniając się, że nie zmienisz morfologii nerwu. Dwukrotnie podwiąż nerw kulszowy za pomocą chromowych ligatur jelitowych 3-0, umieszczając punkty ligatury w odległości około 1 milimetra od siebie między dwoma szwami. Utwórz luźną pętlę dla każdej ligatury i chwyć końce ligatury blisko pętli.Zamknij mięsień liniami szwów 4-0, a następnie zszyj warstwę skóry. Zacznij od zabezpieczenia szczura przed podskórnym igłowaniem Fu lub grupą leczoną FSN, w unieruchomionym gryzoniu, odsłaniając chorą kończynę z boku. Powoli i stopniowo rozciągaj tylne kończyny szczura, aż będą mocno rozciągnięte, bez znieczulenia.Teraz zdjąć osłonkę ochronną igły FSN. Włóż końcówkę igły w kierunku napiętych mięśni w pobliżu mięśnia pośladkowego maksymalnego w dolnej części pleców i z tyłu. Ustawić igłę płasko, wchodząc w skórę pod kątem 15 stopni.Popychaj go ostrożnie i szybko, aby uniknąć napięcia u szczura, zapewniając pełne wkłucie igły i zakopanie miękkiej rurki pod skórą. Rozpocznij ruch kołysania od płynnego i miękkiego wachlowania końcówką igły FSN, używając kciuka jako punktu podparcia i utrzymując palec wskazujący, środkowy i serdeczny w linii prostej. Trzymaj igłę FSN między środkowym palcem a kciukiem, zwróconymi do siebie i naprzemiennie wykonuj ruchy palcem wskazującym i serdecznym.Po zakończeniu manipulacji należy szybko wyciągnąć igłę FSN. Wskaźnik funkcji kulszowej lub SFI w urazie zwężonym, grupa FSN, znacznie się poprawiła w porównaniu z samą grupą urazową. Poprawa była istotna w grupie FSN w porównaniu z przezskórnym elektrycznym stymulatorem nerwów lub grupą TENS.SFI grup Sham, FSN i TENS nie różniły się od siebie istotnie, co dowodzi bezpieczeństwa grup leczonych. Amplituda CMAP i szczyty latencji w grupie leczonej FSN uległy znacznej poprawie w porównaniu z samą grupą urazową. Szczyty CMAP i latencji w grupach badanych nie różniły się istotnie od siebie.Amplitudy CMAP i opóźnienie we wszystkich trzech grupach były statystycznie podobne. Zacznij od unieruchomienia szczura z grupy przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów lub grupy leczenia TENS w unieruchomieniu gryzoni, odsłaniając boczną kończynę dotkniętą chorobą. Stosuj stymulację elektryczną o niskiej częstotliwości za pomocą elektrody umieszczonej na nodze wokół nerwu oraz w punktach Zu San Li i Sanyinjiao za pomocą urządzenia TENS przez 10 minut.Wskaźnik funkcji kulszowej lub SFI w grupie z urazem TENS znacznie się poprawił w porównaniu z samą grupą urazową. Poprawa była istotna w grupie FSN w stosunku do grupy TENS. SFI grup Sham, FSN i TENS nie różniły się od siebie istotnie, co dowodzi bezpieczeństwa grup leczonych.Zaobserwowano poprawę amplitudy CMAP w stosunku do grupy z samym urazem. Podobne obserwacje zaobserwowano w przypadku szczytu latencji w urazie, w grupie leczonej TENS. Szczyty CMAP i latencji w grupach badanych nie różniły się istotnie od siebie.Amplitudy CMAP i opóźnienie we wszystkich trzech grupach były statystycznie podobne.

efficacy-fu-s-subcutaneous-needling-on-sciatic-nerve-pain-behavioral

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ze względu na prostotę zabiegu chirurgicznego oraz wyraźne efekty behawioralne, przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego jest jednym z najważniejszych modeli zwierzęcych bólu neuropatycznego. W ciągu 24 h po operacji rozwija się nadwrażliwość bólowa, którą można zmierzyć ilościowo za pomocą estezjometru von Freya (test mechaniczny) oraz urządzenia do pomiaru analgesii podeszwowej (test termiczny).

Przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego i badanie nadwrażliwości bólowej u szczurów

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego wywołuje długotrwały przewlekły ból neuropatyczny, charakteryzujący się przesadnymi reakcjami na bodźce termiczne i mechaniczne. Ten mysi model bólu neuropatycznego jest powszechnie stosowany do badania innowacyjnych terapii leczenia bólu. W tym artykule szczegółowo opisano procedurę chirurgiczną w celu poprawy standaryzacji i odtwarzalności.

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego: mysi model przewlekłego bólu neuropatycznego w celu zbadania antynocyceptywnego działania nowych terapii

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w leczeniu bólu związanego z chorobą zwyrodnieniową stawu kolanowego, który łączy w sobie techniki ruchu kołyszącego i podejścia reperfuzyjnego. Protokół ten ma ogromny potencjał do przyszłych zastosowań w leczeniu bólu mięśniowo-powięziowego i może poprawić umiejętności Fu w zakresie manipulacji igłowaniem podskórnym (FSN).

Podskórne igłowanie Fu w przypadku bólu związanego z chorobą zwyrodnieniową stawu kolanowego

Prezentujemy protokół wykorzystujący symulator manipulacji tuina do przeprowadzenia terapii tuina "Three-Manipulation and Three-Acupoint" dla szczurów z niewielkimi przewlekłymi urazami zwężeniowymi i oceny skutecznych punktów czasowych przeciwbólowych tuiny w ciągu 24 godzin, testując zmiany bólu poprzez analizę behawioralną i zmiany w ekspresji czynnika zapalnego za pomocą testu immunoenzymatycznego.

Charakterystyka zmian bólowych u szczurów z uszkodzeniem nerwów w ciągu 24 godzin po jednorazowej interwencji Tuina

Opisano protokół przewlekłych infuzji glukozy i intralipidów u szczurów. Model ten można wykorzystać do badania wpływu nadmiaru składników odżywczych na funkcjonowanie narządów i parametry fizjologiczne.

Model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczura

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się częściowo bólem miednicy. W celu zbadania udziału układu nerwowego w tym stanie, stosuje się fizjologiczny model bólu pęcherza moczowego u myszy i szczurów.

Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Ból neuropatyczny jest konsekwencją uszkodzenia lub choroby wpływającej na układ somatosensoryczny. "Model mankietowy" bólu neuropatycznego u myszy polega na wszczepieniu mankietu polietylenowego wokół głównej gałęzi nerwu kulszowego. Mechaniczna allodynia jest testowana przy użyciu filamentów von Freya.

Model kajdanki nerwu kulszowego bólu neuropatycznego u myszy

Prezentujemy protokół chirurgiczny szczegółowo opisujący, jak wykonać aksotomię cięcia lub zgniecenia nerwu twarzowego u myszy. Akskotomia nerwu twarzowego może być wykorzystana do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwu i testowania technik terapeutycznych.

Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

Ten manuskrypt opisuje model gryzonia do badania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego. Opisane metody obejmują zabiegi chirurgiczne w celu wykonania przewlekłego zwężenia nerwu podoczodołowego szczura oraz pooperacyjne testy behawioralne w celu zmierzenia zmian w spontanicznym i wywołanym zachowaniu, które wskazują na uporczywy ból i allodynię.

Przewlekłe zwężenie nerwu podoczodołowego szczura (IoN-CCI) w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego

Opisany poniżej model uszkodzenia balonu szyjnego u szczura pozwala badaczom ocenić leki lub terapie, które negują przerost tętnic wywołany urazem. Opisano szczegółowe przygotowanie przedoperacyjne, zabieg chirurgiczny i opiekę pooperacyjną nad zwierzęciem.

Model uszkodzenia balonu szyjnego szczura do testowania terapii przeciwnaczyniowej

Poznaj terapię podskórną Fu w leczeniu bólu neuropatycznego u szczurów z przewlekłym zwężeniem nerwu kulszowego. Metoda obejmuje oceny behawioralne i elektrofizjologiczne, oferując niefarmakologiczną alternatywę dla tradycyjnych interwencji.

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem (Wideo) | JoVE Journal

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Przeglądaj więcej filmów