Name: Ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-29T14:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 49 s
Description: Poznaj model perfuzji płuc szczura ex vivo do badań nad transplantacją. Ta metoda pozwala oceniać, zachowywać i naprawiać płuca dawcy, poprawiając wyniki przeszczepów i umożliwiając testowanie nowych terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Rysunek 1 został stworzony na podstawie BioRender.com (potwierdzenie praw do publikacji i licencji [Umowa: BT25KGSKWF]).

Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzano zgodnie z Protokołem Użytkowania Zwierząt zatwierdzonym przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia. Samce szczurów Lewisa (255-330 g) miały ad libitum dostęp do jedzenia i wody. Następnie były utrzymywane w kontrolowanym środowisku (18-22 °C) z cyklem dnia i nocy trwającym 12 godzin. Zobacz Tabelę Materiałów , aby poznać szczegóły dotyczące wszystkich materiałów, rozwiązań i instrumentów używanych w tym protokole.
1. Inicjalizacja systemu perfuzji płuc ex vivo
<ol>
	<li>Upewnij się, że wszystkie przetworniki są podłączone do izolowanego sprzętu do perfuzji oraz systemu akwizycji danych (Rysunek 1). Następnie otwórz oprogramowanie do akwizycji danych.</li>
	<li>Przed przelewem napełnij obwód EVLP 150 mL roztworu Steena, uzupełnionego o 1000 jednostek USP heparyny sodu, 50 mg cefazoliny i 50 mg metyloprednizolonu.</li>
	<li>Ustaw ciepłą kąpiel na 20 °C. Zacznij cyrkulować ciepłą wodę, aby ogrzać cały system EVLP.</li>
</ol>
2. Procedura pobierania płuc dawcy
<ol>
	<li>Znieczulaj szczura za pomocą intraotrzewnejowego zastrzyku ketaminy (50 mg/kg) i ksylazyny (5 mg/kg), lub zgodnie z lokalną praktyką, a następnie potwierdzić odpowiednią znieczulenie poprzez ocenę odruchu uszczypania palców u stóp. Przez cały zabieg stosuj nawilżenie oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki i utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia, używając poduszki grzewczej lub podobnego systemu aż do pobrania organów.</li>
	<li>Wykonaj intubację tchawicową (14 G dożylnie cewnik). Po intubacji podłącz rurkę tchawicową do systemu wentylacji dla małych zwierząt. Wentyluj szczura objętością pływową 10 mL/kg, szybkością 60 oddechów/min, udziałem tlenu wdechowego (FiO2) 0,5 oraz dodatnim ciśnieniem końcowym wydechowym (PEEP) 2 cmH2O.</li>
	<li>Połóż szczura w pozycji leżącej.</li>
	<li>Za pomocą sterylnych nożyczek i kleszczy wejdź do jamy otrzewnej i przenieś nacięcie w czaszce, wykonując laparotomię środkową i wstrzykując heparynę sodu (400 jednostek USP) do żyły wrotnej.</li>
	<li>Następnie wejdź do jamy piersiowej przez wyrostek ksyloidalny. Sternotomia wykonana jest z resekcją czaszki mostka i ostrożnym promieniowym otwarciem przepony, aby nie uszkodzić płuc.</li>
	<li>Aby usunąć blokadę serca i płuc, wykonaj nacięcie w dolnej żyłze głowej (dożylnej kości dożylnej) oraz wzdłuż wierzchołka lewego serca.</li>
	<li>Za pomocą mikronożyczek wykonaj przednie nacięcie w prawym odpływie komorowym. Następnie należy wprowadzić dożylny cewnik o pojemności 18 G do pnia płucnego i przepłukać płuca 20 mL roztworu dekstranu o niskiej zawartości potasu (LPD) zawierającego 10 μg/mL prostaglandyny E1.</li>
	<li>Zaraz po płukaniu zaciskaj dolną trzecią część tchawicy na końcu wdechu, aby zachować płuca w stanie nadmuchania.</li>
	<li>Pobierz blok serca i płuc i umieść go w roztworze LPD do przechowywania. UWAGA: Przeszczep płuc można przechowywać w temperaturach i różnych odstępach czasowych w zależności od celów badawczych. Tutaj pokazujemy reprezentatywne wyniki płuc, które przeszły różne długości zimnego czasu niedokrwiennego (CIT) na lodzie.</li>
</ol>
3. Procedura perfuzji płuc ex vivo
<ol>
	<li>Pod główną tętnicą płucną (PA) i wokół komór należy założyć jedwabną ligaturę 0, którą przygotuj w celu ułatwienia kaniulacji.</li>
	<li>Podłącz kaniulę PA do linii dopływu systemu EVLP i uruchom pompę perystaltyczną z 10% przepływu utrzymania, co pozwala usunąć powietrze z kaniuli PA.</li>
	<li>Umieść i zabezpiecz kaniulę dolotową do głównego pna (średnica przelotowa: 2,0 mm/średnica głowy: 2,5 mm), a następnie kanyulę drenażową od wierzchołka serca do lewego przedsionka (średnica LA-Head: 4,0 mm) przez zastawkę mitralną w celu dalszej perfuzji. Użyj kleszczy do rozszerzenia zastawki mitralnej, ułatwiając kanilowość.</li>
	<li>Zrób mały otwór w tchawicy i włóż kaniulę tchawicową (oddalony: 2,0 mm/L: 14 mm). Następnie podłącz go do przewodu wentylacyjnego systemu.</li>
	<li>Podłącz kaniulę LA do linii odpływowej systemu.</li>
	<li>UWAGA: Ustawiamy 10% przepływu utrzymania jako inicjację perfuzji. Aby uniknąć wprowadzania pęcherzyków powietrza do płuc, upewnij się, że pułapka jest wypełniona.</li>
	<li>Stopniowo zwiększać przepływ perfuzji do 20% wydajności serca (CO). UWAGA: Do perfuzji obu płuc użyliśmy szacowanego stężenia CO na poziomie 75 mL/min dla szczurów10,11 g o wadze 250 g. Przepływ perfuzji stopniowo zwiększano do 1 godziny, aby osiągnąć docelową prędkość przepływu zgodnie z naszym klinicznym protokołem EVLP12. Parametry perfuzji są podsumowane w Tabeli 113.</li>
	<li>Usuń zacisk tchawicowy 20 minut po rozpoczęciu perfuzji i rozpocznij wentylację płuc, a następnie rozpocznij przepływ gazu EVLP (8% CO2, 6%O2, 86% N2), aby utrzymać napływ perfuzacji PCO2 w zakresie od 35 do 45 mmHg. UWAGA: Parametry wentylacji są podsumowane w Tabeli 113.</li>
</ol>
4. Parametry i zarządzanie próbkami
<ol>
	<li>Co godzinę podczas EVLP zapisuj w czasie rzeczywistym dynamiczną zgodność płuc oraz opór naczyniowy płuc (PVR). UWAGA: Na 5 minut przed badaniami fizjologicznymi płuca powinny zostać rozszerzone do ciśnienia inflacyjnego.</li>
	<li>Pobieraj próbki perfuzacji z portu próbki co godzinę i zamrażaj je w ciekłym azocie do dalszych analiz. UWAGA: Dodatkowo wykonujemy manewr rekrutacyjny (do 20 cmH2O) 5 minut przed oceną, po czym pobieramy perfuzatory do badań gazów we krwi w celu pomiaru pH, PCO2, PO2, elektrolitów, glukozy i mleczanu.</li>
	<li>Zatrzymaj perfuzję i zaciskaj tchawicę, aby utrzymać płuca w stanie napompowania. Następnie izolować próbki płuc i szybko je zamrażać w ciekłym azocie lub umieścić w roztworach utrwalających do dalszych badań. UWAGA: Tutaj płuca były perfuzowane przez 4 godziny.</li>
</ol>

<ol><li>Chambers, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+International+Thoracic+Organ+Transplant+Registry+of+the+International+Society+for+Heart+and+Lung+Transplantation%3A+Thirty-eighth+adult+lung+transplantation+report+%E2%80%94+2021%3B+Focus+on+recipient+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-eighth adult lung transplantation report — 2021; Focus on recipient characteristics.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 40 (10), 1060-1072 (2021).</li>
<li>Meyer, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22F1000Research%22%5BJournal%5D)">Recent advances in lung transplantation.</a> F1000Research. 7, 1684(2018).</li>
<li>Valapour, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN%2FSRTR+2018+Annual+Data+Report%3A+Lung%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">OPTN/SRTR 2018 Annual Data Report: Lung.</a> American Journal of Transplantation. 20, 427-508 (2020).</li>
<li>Chaney, J., Suzuki, Y., Cantu, E., van Berkel, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+donor+selection+criteria%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+thoracic+disease%22%5BJournal%5D)">Lung donor selection criteria.</a> Journal of thoracic disease. 6 (8), 1032-1038 (2014).</li>
<li>Watanabe, T., Cypel, M., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+Disease%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> Journal of Thoracic Disease. 13 (11), 6602-6617 (2021).</li>
<li>Saddoughi, S. A., Cypel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expanding+the+lung+donor+pool%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+Chest+Medicine%22%5BJournal%5D)">Expanding the lung donor pool.</a> Clinics in Chest Medicine. 44 (1), 77-83 (2023).</li>
<li>Wang, A., Ali, A., Keshavjee, S., Liu, M., Cypel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion+for+donor+lung+assessment+and+repair%3A+a+review+of+translational+interspecies+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion for donor lung assessment and repair: a review of translational interspecies models.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (6), L932-L940 (2020).</li>
<li>Noda, K., Philips, B. J., Atale, N., Sanchez, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+protection+in+lung+grafts+through+heparanase+inhibition+during+ex+vivo+lung+perfusion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Endothelial protection in lung grafts through heparanase inhibition during ex vivo lung perfusion in rats.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 42 (6), 697-706 (2023).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+of+isolated+ex+vivo+lung+perfusion+in+a+rat+model%3A+lessons+learned+from+developing+a+rat+EVLP+program%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program.</a> Journal of Visualized Experiments. (96), (2015).</li>
<li>Malik, A. B., Kaplan, J. E., Saba, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reference+sample+method+for+cardiac+output+and+regional+blood+flow+determinations+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Reference sample method for cardiac output and regional blood flow determinations in the rat.</a> Journal of Applied Physiology. 40 (3), 472-475 (1976).</li>
<li>Noda, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+prolonged+ex+vivo+lung+perfusion+for+graft+preservation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardio-Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats.</a> European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (3), e54-e60 (2014).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+for+prolonged+normothermic+ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).</li>
<li>Ohsumi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+translational+rat+ex+vivo+lung+perfusion+experimentation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (1), L61-L70 (2020).</li>
<li>Soares, P. R. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+between+perfadex+and+locally+manufactured+low-potassium+dextran+solution+for+pulmonary+preservation+in+an+ex+vivo+isolated+lung+perfusion+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Comparison between perfadex and locally manufactured low-potassium dextran solution for pulmonary preservation in an ex vivo isolated lung perfusion model.</a> Transplantation Proceedings. 43 (1), 84-88 (2011).</li>
<li>Pêgo-Fernandes, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+model+of+isolated+lung+perfusion+in+rats%3A+first+Brazilian+experience+using+the+IL-2+isolated+perfused+rat+or+guinea+pig+lung+system%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Experimental model of isolated lung perfusion in rats: first Brazilian experience using the IL-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system.</a> Transplantation Proceedings. 42 (2), 444-447 (2010).</li>
<li>Yamanashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+donor+mononuclear+phagocytes+with+clodronate-liposome+during+ex+lung+perfusion+attenuates+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Reduction of donor mononuclear phagocytes with clodronate-liposome during ex lung perfusion attenuates ischemia-reperfusion injury.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 165 (4), e181-e203 (2023).</li>
</ol>

MC jest udziałowcem Traferox Technologies Inc oraz konsultantem dla Lung Bioengineering Inc. MC otrzymuje wsparcie badawcze od Beyond Air Inc. oraz Synklino. Autorzy twierdzą, że nie istniały konkurencyjne interesy, które mogłyby wpłynąć na wyniki przedstawione w tym artykule.

Badanie to opisywało niezbędne kroki do ustanowienia protokołu EVLP dla szczurów. Tutaj pokazujemy, że płuca dawcy mogą być perfuzowane przez 4 godziny po chłodnym, statycznym zachowaniu do 18 godzin w temperaturze 4 °C. Wykazano to poprzez ocenę zgodności płuc, oporności naczyń płucnych, stężenia glukozy do mleczanu perfuzowanego oraz stosunku P/F.
Wzrost platformy EVLP jako ważnego narzędzia do oceny funkcji płuc oraz do rekondicjonowania przeszczepów zmotywował kilka grup do opracowania mod...

Przeszczep płuc został uznany za strategię terapeutyczną w przypadku chorób w końcowym stadium, z ulepszeniem metod chirurgicznych i immunosupresji w ostatnich dekadach. Pomimo wysokiego zapotrzebowania, liczba akceptowalnych zmarłych dawców płuc jest niższa niż w przypadku innych narządów stałych, a liczba przeprowadzonych przeszczepów płuc jest niższa: 1,2,3. Aby sprostać niedoborowi dawców, środowisko medyczne rozszerzyło kryteria dawstwa płuc, zamieniając narządy wcześniej uznawane za niezdolne do przeszczepu w potencjalne narządy do przeszczepu. Jednak rozszerzone kryteria wymagają różnych działań dla lepszego zrozumienia i interwencji, biorąc pod uwagę możliwe systemowe konsekwencje wynikające z oddanego organu. Perfuzja płuc ex vivo (EVLP) pojawiła się jako technika zapewniająca normotermiczną konserwację płuc, ocenę funkcji płuc oraz rekondicjonowanie płuc, które wcześniej uważano za niewykonalne w procesie dawstwa 4,5,6.
Biorąc pod uwagę rosnącą liczbę przeszczepów płuc od czasu wprowadzenia EVLP w dużych ośrodkach transplantacyjnych, coraz częściej badane są strategie zachowania i naprawy płuc. W tym sensie, w obliczu kwestii etycznych i logistycznych, a także w badaniu czynników immunologicznych związanych z transplantacją płuc, rozwój modeli EVLP dla gryzoni stał się istotny, ze względu na ich wiarygodność, możliwość manipulacji genetycznej oraz niższe koszty 7,8,9. Tutaj opisujemy niezbędne kroki do ustanowienia modelu EVLP szczura oraz pokazujemy profil zapalny związany z przekroczonymi płucami.

<table><tbody><tr><td>&nbsp; 14 g cewnika dożylnego</td><td>BD</td><td>381167</td><td>&nbsp; Intubacja orotchawicowa</td></tr><tr><td>16 G dożylnie cewnik</td><td>BD</td><td>381157</td><td>Cewnik do przepłukania płuc</td></tr><tr><td>2-0 Szawy Sofsilk</td><td>Covidien</td><td>S-305</td><td>&nbsp; Utrwalenie rurki tchawicowej</td></tr><tr><td>3-0 Szew Sofsilk</td><td>Covidien</td><td>S303</td><td>&nbsp; Utrwalenie kniąli tętniczej i przedsionkowej</td></tr><tr><td>Rdzeniowy IPL-2 izolowany perfuzowany system płuc dla szczurów</td><td>Aparat Harvarda</td><td>734276</td><td>System perfuzji płuc Ex Vivo (EVLP)</td></tr><tr><td>Ketamina (narketan)</td><td>Wetochinol</td><td>440894</td><td>Sedacja/znieczulenie</td></tr><tr><td>Duża tętnica płucna (kaniula tętnicy płucnej&nbsp);</td><td>Aparat Harvarda</td><td>73-0711</td><td></td></tr><tr><td>Lewa kaniula przedsionkowa &nbsp;</td><td>Aparat Harvarda</td><td>73-0712</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór glukozy z dekstranem o niskiej zawartości potasu (Perfadex)</td><td>XVIVO</td><td>19811</td><td>Rozwiązanie konserwatorskie</td></tr><tr><td>Metyloprednizolon sodu sukcynian (SOLU-MEDROL)</td><td>Pfizer</td><td>14705</td><td>Przeciwzapalne</td></tr><tr><td>Prostaglandyna E1 (Prostin VR)</td><td>Pfizer</td><td>RX297945</td><td></td></tr><tr><td>Respirator dla małych zwierząt (Model 683)</td><td>Aparat Harvarda</td><td>55-0000</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna sodu</td><td>Leo Pharma</td><td>453811</td><td></td></tr><tr><td>Rozwiązanie Steena</td><td>XVIVO</td><td>19004</td><td>Buforowany roztwór zewnątrzkomórkowy do perfuzji płuc podczas EVLP</td></tr><tr><td>Sugita Aneur clip curv</td><td>Mizuho</td><td>07-940-86</td><td>Zacisk tchawicowy</td></tr><tr><td>Kaniula tchawicowa i nbsp;</td><td>Aparat Harvarda</td><td>73-3384</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna (Rompun)</td><td>Bayer Healthcare &nbsp;</td><td>2169592</td><td>Sedacja/znieczulenie</td></tr></tbody></table>

ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc

Establishment of an Ex Vivo Lung Perfusion Rat Model for Translational Insights in Lung Transplantation

Od czasu ustanowienia przeszczepu płuc jako strategii terapeutycznej zaawansowanych chorób płuc, środowisko naukowe stoi przed problemem niskiej liczby płuc uznawanych za nadające się do procesu dawstwa. W ostatnich dekadach jednak sytuacja ta uległa pozytywnej zmianie, biorąc pod uwagę rozwój perfuzji płuc ex vivo (EVLP) jako strategii oceny i rekondycjonowania płuc marginalnych. Utworzenie EVLP w dużych ośrodkach transplantacyjnych sprzyjało zwiększeniu liczby przeszczepów płuc, zarówno poprzez zwiększenie dokładności diagnostycznej funkcji płuc, jak i poprzez stworzenie skutecznej platformy do rekondicjonowania przeszczepów płuc. W tym kontekście, w obliczu kwestii etycznych i logistycznych, a także w badaniu czynników immunologicznych związanych z przeszczepami płuc, rozwój modeli EVLP u gryzoni stał się istotny, ze względu na ich wiarygodność, możliwość manipulacji genetycznej oraz niższe koszty. Niniejszy artykuł opisuje protokół ustanawiania modelu EVLP u szczurów oraz pokazuje profil zapalny związany z przebitym płucem. To pomoże rozpowszechnić wiedzę o modelu EVLP szczurów, promując naszą wiedzę o biologicznych reakcjach związanych z tą rewolucyjną techniką.

Wszystkie płuca z CT trwającym od 20 do 18 godzin mogły być perfuzowane przez 4 godziny (rysunek 2)13. Zgodność była stabilna w większości grup, z wyjątkiem 18-godzinnego CIT, który stopniowo spadał w ciągu 4 godzin perfuzji (rysunek 2A). Mimo to nie zaobserwowano istotnych różnic w oporności naczyniowej, natlenieniu przeszczepów płuc oraz poziomach glukozy w obu grupach (Rysunek 2B-D...

Tutaj opisujemy niezbędne kroki do ustanowienia modelu EVLP u szczurów oraz pokazujemy profil zapalny związany z przekroczonymi płucami. Celem jest propagowanie wiedzy i doświadczeń na temat modelu EVLP szczurów, umożliwiając integralne zrozumienie biologicznych odpowiedzi związanych z tą rewolucyjną techniką.

Ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc

Since the establishment of lung transplantation as a therapeutic strategy for advanced lung diseases, the scientific community is faced with the problem ...

Badanie to ustanowiło haproducowalny model EVOP szczurów do badania urazów przerostu zespolenia niedokrwiennego, sygnałów zapalnych oraz funkcji przeszczepu dawcy, z celem oceny, zachowania i naprawy płuc ex vivo dla poprawy wyników przeszczepów. Najnowsze osiągnięcia obejmują wykorzystanie EVOP do dostępu, rekondicjonowania, a nawet leczenia płuc dawcy przed przeszczepem. Nasz protokół odpowiada na potrzebę opłacalnych, powtarzalnych modeli do badań nad translacyjnym przeszczepem płuc.Nasze wyniki stanowią wiarygodny model małego MOEVOP do testowania nowych terapii oraz poprawy oceny i zachowania płuc dawcy. Na początek sprawdź, czy wszystkie przetworniki są podłączone do izolowanego sprzętu perfuzyjnego i systemu akwizycji danych, a następnie uruchom oprogramowanie do akwizycji danych. Przed perfuzją napełnij obwód per perfuzji płuc ex vivo (EVLP) 150 mililitrami uzupełnionego roztworu pary.Ustaw ciepłą kąpiel wodną na 20 stopni Celsjusza i cyrkuluj roztwór perfuzatu, aby ogrzać układ EVLP. Orotrachealnie intubują znieczulonego szczura. Następnie podłącz rurkę tchawicową do systemu wentylacji małych zwierząt, aby wentylować szczura.Ułóż szczura na plecach. Nożyczkami i kleszczemi. Wchodzimy do jamy otrzewnej i prowadzę nacięcie czaszkowo, aby wykonać laparotomię środkową.Teraz wstrzyknij heparynę sodu do żyły głównej dolnej górnej części ciała. Wejdź do jamy piersiowej przez wyrostek ksunidelny i ostrożnie otwórz przeponę promieniowo, nie uszkadzając płuca. Następnie wyciąć mostek czaszkowo.Aby usunąć blokadę serca i płuc, wykonaj nacięcie na dolnej żyłie głowej wzdłuż wierzchołka lewego serca. Za pomocą mikronożyczek wykonaj przednie nacięcie w prawym odpływie komorowym. Następnie wprowadza się dożylny cewnik o grubości 18 gauge do pnia płucnego i płuca przepłukuje 20 mililitrami niskopotasu dekstranu lub roztworu LPD.Zaraz po płukaniu zaciskaj dolną trzecią część tchawicy na końcu wdechu, aby zachować płuca w stanie nadmuchania. Następnie pobieram płuca i umieszczam je w roztworze LPD do przechowywania. Aby rozpocząć perfuzję płuc, najpierw zabezpiecz wcześniej zawiązaną ligaturę zero silk pod główną tętnicą płucną i wokół komór.Podłącz kaniulę tętnicy płucnej do linii dopływu systemu EVLP. Uruchom pompę perystaltyczną przy 10% przepływu utrzymania, zapewniając usunięcie powietrza z kaniuli. Zabezpiecz kaniulę dolotową do głównej tętnicy płucnej.Następnie włóż kaniulę drenażową od wierzchołka serca do lewego przedsionka. Podłącz lewą kaniulę przedsionkową do linii odpływowej układu. Teraz zrób mały otwór w tchawicy i włóż kaniulę tchawicową.Podłącz kaniulę tchawicową do przewodu wentylacyjnego systemu. Stopniowo zwiększ przepływ perfuzji, aby osiągnąć 20% wydajności serca. Zwolnij klamrę tchawicową 20 minut po rozpoczęciu perfuzji, następnie rozpocznij wentylację płuc, a następnie wypływ gazu EVLP.Rejestruj dynamiczną zgodność płuc i opór naczyń płucnych co godzinę podczas EVLP. Pobieraj próbki perfuzatu z portu próbki co godzinę. Flash, zamroź próbki w ciekłym azocie do dalszej analizy.Po zakończeniu przelewu zaciskaj tchawicę, aby utrzymać płuca w stanie napompowania. Następnie izoluj próbki płuc i probówki, szybko zamrażasz je w ciekłym azocie. Wszystkie płuca z CIT trwającym od 20 minut do 18 godzin mogły być perfuzowane przez cztery godziny.Zgodność stopniowo malała w grupie z 18-godzinnym CIT w trakcie perfuzji. Nie zaobserwowano istotnych różnic w oporności naczyniowej, natlenieniu przeszczepu płuc oraz poziomach glukozy w obu grupach. Wartości mleczanu miały tendencję do wzrostu z czasem, a wyższe wartości obserwowano przy dłuższym CIT.Wszystkie grupy wykazały podobne wartości elektrolitów perfuzji oraz poziom powstawania obrzęku, przy czym grupa 24-godzinna wykazywała ciężki obrzęk.

establishment-an-ex-vivo-lung-perfusion-rat-model-for-translational

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Perfuzja płuc Ex-Vivo (EVLP) umożliwiła przeszczep płuc u ludzi dzięki umożliwieniu oceny narządów i rozszerzeniu puli dawców. W tym miejscu opisujemy rozwój programu EVLP dla szczurów i udoskonalenia, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu do przyszłej rozbudowy.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

Tutaj prezentujemy optymalizacje modelu przeszczepu płuc szczurów, które służą poprawie wyników. Zapewniamy przewodnik po rozmiarach mankietów w oparciu o masę ciała, strategię pomiaru w celu ustalenia 4. przestrzeni międzyżebrowej oraz metody zamykania ran i pobierania płynu BAL (płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe) i tkanek.

Model przeszczepu płuc szczura uszkodzenia cieplnego niedokrwienia/reperfuzji: optymalizacje w celu poprawy wyników

Preparat z izolowanych płuc królika jest złotym standardem w badaniach płuc. Niniejsza publikacja ma na celu opisanie techniki opracowanej do badania fizjologicznych i patologicznych mechanizmów związanych z reaktywnością dróg oddechowych, zachowaniem płuc oraz badaniami przedklinicznymi w zakresie transplantacji płuc i obrzęku płuc.

Izolowany system perfuzji płuc w modelu królika

Ten protokół opisuje model ortotopowego allotransplantacji lewego płuca u młodocianych świń, przeznaczony do wykorzystania w badaniach ESLP. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także na krytyczne kroki i rozwiązywanie problemów.

Przeszczepienie ortotopowe lewego płuca w modelu młodocianych świń do ESLP

Płuca ex vivo są przydatne do różnych eksperymentów do zbierania danych fizjologicznych, jednocześnie wykluczając zmienne zakłócające eksperymentów in vivo. Konfiguracje komercyjne są często drogie i mają ograniczone rodzaje danych, które mogą gromadzić. Opisujemy metodę budowania w pełni modułowej konfiguracji, którą można dostosować do różnych projektów badań.

Opracowanie i wdrożenie szczurzego modelu perfuzji płuc ex vivo

Tutaj opisujemy zastosowanie nośnika tlenu na bazie spolimeryzowanej ludzkiej hemoglobiny (PolyhHb) jako perfuzatu oraz protokół, w którym ten roztwór perfuzyjny może być testowany na modelu perfuzji płuc ex vivo u szczurów.

Poszukiwanie alternatywnych rozwiązań perfuzyjnych z wykorzystaniem spolimeryzowanych nośników tlenu na bazie hemoglobiny nowej generacji w modelu perfuzji płuc ex vivo u szczurów

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni.

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

Protokół ten opisuje ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczurów, koncentrując się na zmniejszeniu trudności operacyjnych i poprawie wskaźników przeżycia.

Ortotopowy przeszczep lewego płuca u szczurów

Protokół ten prezentuje model perfuzji płuc ex vivo szczura, który uwzględnia przejściową ekspozycję na skalibrowane obciążenie termiczne, promując endogenne mechanizmy ochronne dla terapeutycznego odnowienia uszkodzonych przeszczepów płuc. Podejście to jest skalowalne i powtarzalne oraz wspiera rozwój terapii niefarmakologicznych, które poprawiają skuteczność przeszczepów płuc.

Prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem

Zatarczeniowe zapalenie oskrzelików jest kluczową przeszkodą w długoterminowym przeżyciu biorców przeszczepów płuc, a brak wiarygodnego modelu przedklinicznego uniemożliwia badanie immunopatogenezy tego schorzenia. W przeciwieństwie do innych przeszczepów narządów miąższowych, transplantacja unaczynionego płuca mysiego została opracowana dopiero niedawno. W niniejszej pracy przedstawiamy opracowany przez nas model zatarczeniowego zapalenia oskrzelików po ortotopowym przeszczepieniu pojedynczego...

Rozwój zapalenia obliteracyjnego oskrzelików w mysim modelu ortotopowego przeszczepienia płuc

Poznaj model perfuzji płuc szczura ex vivo do badań nad transplantacją. Ta metoda pozwala oceniać, zachowywać i naprawiać płuca dawcy, poprawiając wyniki przeszczepów i umożliwiając testowanie nowych terapii.

Ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc

Przeglądaj więcej filmów