Name: Zbieranie w terenie i konserwacja laboratoryjna gigantycznych wodorostów tworzących baldachim w celu ułatwienia odbudowy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 44 s
Description: Poznaj metodę zielonego żwiru do hodowli Macrocystis pyrifera w celu odbudowy lasów wodorostowych. Protokół obejmuje zbieranie sporofili, kontrolę temperatury i światła oraz wdrażanie młodych sporofitów w terenie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez California Sea Grant Kelp Recovery Research Program R/HCE-17 dla JBL i MESB, nagrodę National Science Foundation Research Traineeship DGE-1735040 dla PDD, The Nature Conservancy, Schmidt Marine Technology Partners, Sustainable Ocean Alliance, Tinker Foundation dla AP-L oraz The Climate Science Alliance Baja Working Group dla RBL i JL. Dziękujemy Stevenowi Allisonowi, Cascade Sorte, Samancie Cunningham, Samowi Weberowi i Caitlin Yee z Uniwersytetu Kalifornijskiego w Irvine; Mark Carr, Peter Raimondi, Sarah Eminhizer, Anne Kapuscinski z Uniwersytetu Kalifornijskiego w Santa Cruz; Walter Heady i Norah Eddy w The Nature Conservancy; Filipe Alberto i Gabriel Montecinos z Uniwersytetu Wisconsin w Milwaukee; José Antonio Zertuche-González, Alejandra Ferreira-Arrieta i Liliana Ferreira-Arrieta na Universidad Autónoma de Baja California; Luis Malpica-Cruz, Alicia Abadía-Cardoso i Daniel Díaz-Guzmán z Meksyku; nurkowie MexCalitos Alejandra Reyes, Monica Peralta, Teresa Tavera, Julia Navarrete, Ainoa Vilalta, Jeremie Bauer i Alfonso Ferreira; oraz Nancy Caruso w celu uzyskania porady technicznej. Dziękujemy Instituto de Investigaciones Oceanológicas, Universidad Autónoma de Baja California za udostępnienie obiektów wykorzystywanych do rozwoju systemu kąpieli wodnych. Dziękujemy Irze Spitzerowi za materiały wideo z nurkowania i drona.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Antropogeniczna zmiana klimatu stanowi coraz większe zagrożenie dla zdrowia oceanów na świecie 44,45,46,47,48, powodując poważne zakłócenia i utratę różnorodności biologicznej 49,50,51,52. Aby przyspieszyć odbudowę zdegradowanych ekosystemów, Organizacja Narodów Zjednoczonych ogłosiła lata 2021–2030 "Dekadą Odbudowy Ekosystemów ONZ", co zbiega się z "Dekadą Nauki o Oceanach ONZ na rzecz Zrównoważonego Rozwoju", której celem jest odwrócenie pogarszającego się stanu zdrowia oceanów53. Zgodnie z tym globalnym wezwaniem do działania, Kelp Forest Alliance uruchomił Kelp Forest Challenge, aby odtworzyć 1 milion hektarów i chronić 3 miliony hektarów lasu wodorostów do roku 204054. Odbudowa mórz i oceanów jest niedoceniana55 , a ekosystemom wodorostów poświęca się znacznie mniej uwagi niż siedliskom takim jak rafy koralowe, lasy namorzynowe i łąki trawy morskiej56. Wykazano, że odbudowa zdegradowanych ekosystemów jest skuteczna w odbudowie ekosystemów morskich, ale może kosztować średnio od 80 000 do 1 600 000 USD za hektar, przy czym mediana całkowitych kosztów może być od dwóch do czterech razy wyższa57. Obecne i prognozowane straty wymagają opracowania skalowalnych, wykonalnych i opłacalnych metodologii odbudowy wodorostów jako pilnych interwencji ochronnych.
Obecne wysiłki na rzecz odbudowy wodorostów wykorzystują kombinację metodologii w celu rozwiązania specyficznych dla danego miejsca czynników powodujących utratę wodorostów, w tym przesadzanie dorosłych wodorostów, bezpośrednie siew zoospor i/lub gametofitów, kontrola wypasu i instalacja sztucznych raf11. Metody te wymagają jednak znacznych zasobów i mają ograniczoną skalowalność. Typowy przeszczep dorosłych wodorostów wymaga pracochłonnego rozmieszczenia sztucznych materiałów lub struktur na bentosie przez nurków. Interwencje oddolne mające na celu odtworzenie przybrzeżnych raf skalistych, takie jak kontrolowanie konkurentów i pasących się zwierząt, są również ograniczone przez koszty pracy, ponieważ opierają się na ręcznym podwodnym usuwaniu lub wykluczaniu tych biotycznych czynników stresogennych11. Technika "zielonego żwiru" pozwala przezwyciężyć te ograniczenia dzięki prostemu rozmieszczeniu z powierzchni, bez konieczności instalowania pod wodą lub wiedzy technicznej oraz skalowalności przy stosunkowo niskich kosztach28. To innowacyjne podejście stanowi obiecujące narzędzie do renowacji, zachęcając do przeprowadzenia szeroko zakrojonych prób w różnych lokalizacjach i środowiskach, aby uwolnić jego pełny potencjał32.
Podczas gdy udane działania związane z odbudową za pomocą "zielonego żwiru" zostały udokumentowane w osłoniętych fiordach w Norwegii przy użyciu wodorostów cukrowych, Saccharina latissima26, technika ta jest nadal w fazie pilotażowej w przypadku Macrocystis pyrifera na wschodnim Pacyfiku. Potrzebne są dodatkowe badania, aby odpowiedzieć na oczekiwaną przeżywalność roślin zewnętrznych M. pyrifera w jego zasięgu. W warunkach narażonych na fale, typowych dla wzrostu M. pyrifera , mniejszy żwir może być bardziej podatny na przemieszczanie się i ścieranie, co prowadzi do uszkodzenia roślin zewnętrznych. Co więcej, dodatnia wyporność zapewniana przez wypełnione gazem pneumatocysty M. pyrifera może prowadzić do skutecznego odprowadzania roślin zewnętrznych "zielonego żwiru" z miejsca odbudowy, a zatem rozmiar i waga żwiru są ważnymi czynnikami, które należy zbadać w przypadku tego gatunku. W niedawnym badaniu pilotażowym (maj 2022 r.; Ensenada, Kalifornia Dolna, Meksyk), zaobserwowano wstępne sukcesy w polu z M. pyrifera , na co wskazuje przyczepianie się haptera do otaczającego podłoża i wzrost młodych osobników osiągających 1,2 m długości po dwóch miesiącach na polu (ryc. 4). Pokazuje to wyraźną możliwość, która nie została jeszcze zbadana, w zakresie wykorzystania "zielonego żwiru" dla M. pyrifera na wschodnim Pacyfiku. Ten film prezentuje technikę "zielonego żwiru" z M. pyrifera i jest cennym zasobem, który upraszcza i centralizuje istniejące praktyki w fazie hodowli w celu wsparcia badań, które odnoszą sukcesy i ograniczenia w różnych warunkach terenowych.
Dzięki technice "zielonego żwiru" wiele mniejszych, pojedynczych jednostek żwiru może być wysiewanych w skali, która może zwiększyć prawdopodobieństwo sukcesu w porównaniu z bardziej powszechnymi metodami przesadzania dorosłych roślin. Jednak kluczowym skalowalnym aspektem tej techniki jest jej proste rozmieszczenie z powierzchni, co może ułatwić odtworzenie dużych obszarów za pomocą łodzi. W przypadku warunków polowych, w których rozmieszczenie małego żwiru nie jest odpowiednie, protokół ten można dostosować do przesadzania M. pyrifera na szeroką gamę podłoży, w tym większy żwir, a nawet małe głazy, sznurek, który można przywiązać do naturalnych lub rozłożonych podwodnych kotwic, lub płytki, które można przykręcić lub przykleić za pomocą morskiej żywicy epoksydowej do dna morskiego w bardziej odsłoniętych warunkach. Te dostosowania dotyczące rozmieszczenia nie zmienią obiektów potrzebnych do hodowli M. pyrifera, ale w konsekwencji zwiększą koszty wdrożenia.
Zakłócenia antropogeniczne i zmiana klimatu przewyższają obecnie zdolność naturalnych populacji do przystosowania się. Stanowi to poważne wyzwanie dla tradycyjnych działań konserwatorskich, które przywracają ekosystemy do ich historycznego stanu 58,59,60,61,62,63. W związku z tym ramy ochrony zostały rozszerzone o zarządzanie wyprzedzające z uwzględnieniem odporności i zdolności adaptacyjnych64. Zarządzanie wyprzedzające w celu przeciwdziałania zmianom klimatu jest wdrażane w odniesieniu do gatunków drzew w ekosystemach leśnych65 i zaproponowano dalsze działania na rzecz odtworzenia w celu zwiększenia potencjału ewolucyjnego roślin zewnętrznych66,67. Chociaż strategie te są z natury łatwiejsze do manipulowania w środowiskach lądowych, kilka badań zaczyna badać ich zastosowanie w środowiskach morskich 62,68,69,70. Na przykład rafy koralowe są zagrożone przez liczne antropogeniczne czynniki stresogenne, które doprowadziły do bezprecedensowego spadkuliczebności 71,72. W odpowiedzi na straty tych ważnych gatunków fundamentowych, coraz częściej zaleca się aktywną odbudowę i techniki wspomaganej adaptacji w celu ochrony pozostałych raf koralowych i związanych z nimi funkcji 62,73,74. Jedna z technik polega na przenoszeniu osobników w obrębie ich obecnego zasięgu występowania gatunków w celu zwiększenia tolerancji na stres cieplny75. Jeśli chodzi o odbudowę wodorostów tworzących baldachim, "zielony żwir" ma konfigurowalne ramy do badania technik wspomaganej adaptacji, takich jak translokacja odpornych genotypów do wrażliwych obszarów, manipulacje niegenetyczne, takie jak hybrydyzacja lub aklimatyzacja osobników do stresu środowiskowego62 z wynikami mającymi na celu uzyskanie bardziej odpornych szczepów dla programów odbudowy76,77.
Wykorzystanie lokalnego wsparcia w celu wzmocnienia wysiłków na rzecz odbudowy ma kluczowe znaczenie dla utrzymania sukcesu w ochronie ekosystemu wodorostów. Zaangażowanie lokalnych zainteresowanych stron może zwiększyć lokalne poparcie dla potrzeb w zakresie odbudowy 6,50 i promować zarządzanie wybrzeżem, co może następnie skutkować zwiększonym finansowaniem i długowiecznością ochrony ekosystemu wodorostów. Podobnie jak w przypadku wszystkich innych metodologii odbudowy wodorostów, ustrukturyzowane ramy decyzyjne integrujące różne cele ekologiczne, społeczno-ekonomiczne i ochronne pomogą osiągnąć optymalne wyniki dla ekosystemów wodorostów i społeczności,które wspierają.

Wodorosty tworzące baldachim (brązowe makroalgi w rzędzie Laminariales) są globalnie ważnymi gatunkami podstawowymi, dominującymi na przybrzeżnych skalistych rafach w morzach umiarkowanych i arktycznych1. Te wodorosty tworzą strukturalnie złożone i wysoce produktywne siedliska biogenne znane jako lasy wodorostów, które wspierają zróżnicowane taksonomicznie społeczności morskie2. Lasy wodorostów na całym świecie zapewniają ludziom wiele usług ekosystemowych, w tym komercyjną produkcję rybną, obieg węgla i składników odżywczych oraz możliwości rekreacyjne, o łącznej szacowanej wartości 500 miliardów USD rocznie3.
Pomimo swojej znacznej wartości, lasy wodorostów w wielu regionach są narażone na rosnące naciski antropogeniczne3. Zmiany klimatyczne stanowią jedno z największych zagrożeń dla wodorostów ze względu na długotrwałe ocieplenie oceanów w połączeniu z rosnącą częstotliwością anomalii temperaturowych3,4,5,6,7. Wzrost temperatury oceanów wiąże się z ograniczeniem składników odżywczych8, podczas gdy narażenie na stres cieplny powyżej progów fizjologicznych może skutkować śmiertelnością9. W połączeniu ze zmiennymi regionalnymi lokalnymi czynnikami stresogennymi7, populacje wodorostów globalnie zmniejszają się o około 2% rocznie10 ze znacznymi stratami i trwałymi zmianami do alternatywnych stanów społeczności w niektórych regionach6,11,12,13,14. Sama naturalna odbudowa populacji wodorostów może nie wystarczyć do odwrócenia zakresu obecnych i prognozowanych strat15,16,17,18, podkreślając znaczenie aktywnej odbudowy.
Obecne wysiłki na rzecz odbudowy wodorostów mogą wykorzystywać kombinację metodologii do przywrócenia tych ważnych gatunków fundamentowych na przybrzeżnych skalistych rafach3,19. Metodologie wybrane w celu rozwiązania problemów specyficznych dla danego miejsca zależą od kontekstu geograficznego, konkretnych przeszkód w odbudowie wodorostów oraz kontekstu społeczno-ekologicznego11. Zrozumienie powiązań i współzależności systemów społeczno-ekologicznych jest kluczowe, a interwencje, które angażują lokalne instytucje i uzyskują wsparcie lokalnych społeczności, zwiększają prawdopodobieństwo udanych działań rekultywacyjnych20.
Oprócz zmian klimatycznych, presja roślinożerców lub konkurencja międzygatunkowa napędza, zmniejsza lub hamuje odbudowę (np. przez jeżowce13, ryby roślinożerne21,22, glony darniowe9,23, lub inwazyjne glony24). Odbudowa może koncentrować się na usuwaniu tych stresorów biotycznych25, chociaż metody te wymagają znacznych zasobów i ciągłego utrzymania11. Aby katalizować odbudowę gatunków wodorostów, podjęto wysiłki w kierunku podejścia do siewu bezpośredniego, na przykład ważąc worki siatkowe wypełnione żyznymi ostrzami wodorostów do bentosu, który uwalnia zoospory do środowiska26. Metoda ta jest jednak czasochłonna i wymaga technicznej instalacji i demontażu pod wodą. Inne przypadki koncentrują się na przesadzaniu dużych ilości całych dorosłych roślin dawców, co może zagrozić blisko powiązanym i wrażliwym populacjom dawców i często ogranicza się do małych skali ze względu na poleganie na ciągłym przeszczepianiu27.
Dla regionów, gdzie ograniczenie zarodników wodorostów może utrudniać regenerację lasów wodorostów z powodu fragmentacji siedlisk, wprowadzono stosunkowo nowe podejście do odtwarzania wodorostów zwane techniką 'zielonego żwiru'. Technika ta została z powodzeniem przetestowana w Stacji Badawczej Flødevigen w południowej Norwegii28 i stanowiła obiecującą opcję renowacji ze względu na opłacalność i skalowalność. Przebieg pracy tej techniki jest następujący: (1) roztwór zarodników jest tworzony z żyznej tkanki pobranej z rozrodczych dorosłych wodorostów na polu, a następnie wysiewany na małe podłoża, takie jak żwir; (2) wodorosty we wczesnym stadium hodowli są hodowane w kontrolowanych laboratoryjnie warunkach abiotycznych na podłożach; (3) Substraty z widocznymi sporofitami są rozmieszczane w terenie na określonych rafach jako "zielony żwir", gdzie sporofity nadal się rozwijają. Zauważ, że typowe wysiłki transplantacyjne dorosłych osobników wymagają pracochłonnej i kosztownej instalacji podwodnej przez nurków, a technika "zielonego żwiru" wykorzystuje proste rozmieszczenie z powierzchni28.
Technika 'zielonego żwiru' jest obecnie testowana przez członków licznych międzynarodowych grup roboczych29 w różnych środowiskach i kilku gatunkach wodorostów laminarnych. Protokół ten opisuje wymagane obiekty, materiały i metody pobierania tkanek, zarodnikowania, siewu, warunków hodowli, regularnej konserwacji i monitorowania wodorostów we wczesnym stadium przed zastosowaniem tej techniki odbudowy w terenie przy użyciu gigantycznych wodorostów, Macrocystis pyrifera. Protokół ten jest cennym źródłem informacji dla badaczy, menedżerów i interesariuszy, którzy chcą uzyskać wgląd w sukcesy i ograniczenia tej metody z M. pyrifera w różnych warunkach terenowych.

<table><tbody><tr><td>0,22 &mikro; m filtry</td><td>Milipore</td><td>SCGPS05RE</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>1 L szklane butelki</td><td>Amazon</td><td>B07J6JP4D1</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>1 i mikro; m filtry (woda + powietrze)</td><td>Amazon</td><td>B01M1VWUWL</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>1 '' Kolanko PVC 90 stopni</td><td>Home Depot</td><td>203812125</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>10 i mikro; m filtry</td><td>Amazon</td><td>B00D04BG56</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>20 i mikro; m filtry</td><td>Amazon</td><td>B082WS9NPH</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>Rurki 3x5mm</td><td>Amazon</td><td>B0852HXPN6</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>4x4'' Sterylna gaza</td><td>Amazon</td><td>B07NDK8XM3</td><td>Rurki do zarodnikowania</td></tr><tr><td>4x6mm</td><td>Amazon</td><td>B08BCRV1FY</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>5 i mikro; M filtry</td><td>Amazon</td><td>B082WS9NPH</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>50 ml rurki sokoła</td><td>Amazon</td><td>B01M04HGPJ</td><td>Sporulacja</td></tr><tr><td>Rurki 8x10mm</td><td>Amazon</td><td>B01MSM3LLZ</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Filtry powietrza</td><td>Thermo Fisher</td><td>MTGR85010</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Lampa alkoholowa</td><td>Amazon</td><td>B07XWD9WWC</td><td>Zarodnikowanie</td></tr><tr><td>Sześciowodny odczynnik ACS siarczanu żelaza amonu (II), 99%</td> <td>Sigma</td><td>215406-100G</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli ' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Żwir akwariowy</td><td>Amazon</td><td>B07XRCKFBJ</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Biotyna w proszku, Bioodczynnik, odpowiedni do hodowli komórek, odpowiedni do hodowli komórek owadów, odpowiedni do hodowli komórek roślinnych, 99%</td> <td>Sigma</td><td>B4639-100MG</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Kwas borowy, 99,8%, 10043-35-3, MFCD00011337, BH3O3, 61,83, 500g</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td>5090113707 Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>D-pantotenian wapnia, ge98,0% (T),C9H17NO5,137-08-6,25g,Kwas D-pantotenowy Sól wapniowa, P0012-25G 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>P001225G</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Zawory zwrotne</td><td>Amazon</td><td>B08HRZR4MM</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Przezroczysta rurka 3/8 '' - 10 stóp</td><td>Amazon</td><td>B07MTYMW13</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>COBALT(II) SULFATE HEPTAH-100G, OSTRZEŻENIE - Kalifornia - Zagrożenie rakiem, 93-2749-100G 1 / EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>5090114752</td><td>Chemikalia do stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Mikroskop złożony z kamerą</td><td>OMAX</td><td>M83EZ-C50S</td><td>Monitorowanie</td></tr><tr><td>kolby hodowlanej</td><td>Thermo Fisher</td><td>07-250-080</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Światło do hodowli</td><td>Amazon</td><td>B07RRRPJ63</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Zatyczki do kultur</td><td>Amazon</td><td>B07DX6J7QD</td><td>Opcja 1 Mała skala - </td></tr><tr><td>Złącze drenażowe</td> inkubatora <td>Amazon</td><td>B00GUZ6CV0</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>EDTA Numer CAS: 6381-92-6 Wzór cząsteczkowy: C10H14N2O8Na2- 2H2O Masa cząsteczkowa: 372,2</td><td>Thermo Fisher</td><td>50213299</td><td>Chemicals do stworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Pakiet bezpieczeństwa Eisco Zestawy cylindrów z podziałką Klasa A, ASTM, Pojemność: 10 mL, 25 mL, 50 mL, Podziałka: 0,2 mL, 0,5 mL, 1,0 mL, Szkło borokrzemianowe 3,3, Autoklawowalne: Tak, Klasa: Klasa A, Z podziałką: Tak, Tolerancja: 0,10 ml, 0,17 mL, 0,25 ml</td><td>Thermo Fisher</td><td>S81273</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania podłoża</td></tr><tr><td>Zestaw bezpieczeństwa Eisco Zestawy cylindrów z podziałką Klasa A, ASTM, Pojemność: 50 mL, 100 mL, 250 mL, Podziałka: 1,0 mL, 1,0 mL, 2,0 mL, szkło borokrzemianowe 3,3, Autoklawowalne: Tak, Klasa: Klasa A, Z podziałką: Tak, Tolerancja: 0,25 mL, 0,50 mL, 1,0 ml</td><td>Thermo Fisher</td><td>S81275</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania podłoża</td></tr><tr><td>Zestaw bezpieczeństwa Eisco Zestawy kolb miarowych - klasa A, ASTM, Pojemność: 10 mL, 25 mL, 50 mL, szkło borokrzemianowe 3,3, Autoklawowalne: Tak, Klasa: Klasa A, Materiał zamknięcia: Szkło, Rozmiar zamknięcia: Numer korka: 9, 9, 13, Typ zamknięcia: Penny Stopper, Stopniowane: Ye</td><td>Thermo Fisher</td><td>S81271</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Uchwyt filtra</td><td>Amazon</td><td>B07LCKBKCT</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>Cylindry z podziałką Fisherbrand, Pojemność: 500 mL, Podziałka: 5 mL, Szkło borokrzemianowe, Autoklawowalne: Tak, Granica błędu: +/- 4,0 ml, Zalecane zastosowania: Edukacja, Podział: 5 ml, S63460 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S63460</td><td>Chemikalia do stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania podłoża</td></tr><tr><td>Aparat fotograficzny FLEXACAM C1</td><td>Leica</td><td>FLEXACAM C1</td><td>Monitoring</td></tr><tr><td>Kwas foliowy, C19H19N7O6, numer CAS59303, witamina M, kwas pteroylglutaminowy, witamina B9, folvite, folacyna, folacid, kwas pteroyloglutaminowy, pteglu, kwas foliowy, kwas foliowy, 25g, 100781, CHEBI:27470, Yellow to Orange, 2004190, 441.41, OVBPIULPVIDEAOLBPRGKRZSAN</td><td>Thermo Fisher</td><td>AAJ6083314</td><td>Chemikalia do stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Wolnostojący zlewozmywak użytkowy o pojemności 20 galonów</td><td>Amazon</td><td>B094TLH19L</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>DWUTLENEK GERMANU 99,99 10GR Thermo</td><td>Fisher</td><td>AC190000100</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Szklane cylindry z podziałką, klasa A z okrągłą podstawą, Eisco, Do użytku z: Ciecze miarowe, Pojemność: 1000 mL, Podziałka: 10 ml Biały, CH0344OWT 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S88442</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Szkiełka szklane</td><td>Amazon</td><td>B00L1S93PS</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Mieszanina izomeryczna wodoru fosforanu glicerolu i soli disodowej</td><td>Sigma</td><td>G6501-100G</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Pojemniki wzrostowe -3,4 Qt- 3,25 litra przezroczyste pojemniki z przezroczystą pokrywką</td><td>Magazyn kontenerowy</td><td>#10014828</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Światło wzrostu</td><td>Amazon</td><td>B086R14MFW</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Hemocytometr</td><td>Amazon</td><td>B07TJQDKLJ</td><td>Zarodnikowanie</td></tr><tr><td>Plastikowe słoiki</td> <td>na zawiasachButelka SKS & Opakowanie</td><td>40280125.01S</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Klasa badawcza inozytolu, USP / NF Do bakteriologii. Optycznie nieaktywny. Przetestowany pod kątem przydatności w hodowli tkankowej. Rozmiar - 100G Warunki przechowywania - +15 C DO +30 C Numer katalogowy - 26310.01 CAS 87-89-8</td><td>Thermo Fisher</td><td>50247745</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Instant Ocean - 50 G</td><td>Amazon</td><td>B000255NKA</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Mikroskop odwrócony Leica DMi1 Leica</td><td></td><td>DMi1</td><td>Monitorowanie</td></tr><tr><td>chlorku żelaza(III) sześciowodny odczynnik ACS, 97%</td><td>Sigma</td><td>236489-100G</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Rejestrator danych miernika szerokości</td><td>Licor</td><td>LI-250A</td><td>Monitorowanie</td></tr><tr><td>światła/temperatury Rejestrator danych HOBO</td><td>Amazon</td><td></td><td>B075X2SWKN Światła monitorujące</td></tr><tr><td>150W</td><td>Amazon</td><td>B0799DQM9V</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>Monohydrat siarczanu manganu spełnia specyfikacje testowe USP</td><td>Sigma</td><td>M8179-100G</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania podłoża</td></tr><tr><td>Średniej wielkości skały 2-3 cale, 20 funtów</td><td>Home Depot</td><td>206823930</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Kwas nikotynowy, 99%, C6H5NO2, numer CAS59676, daskil, apelagryna, acidum nicotinicum, akotin, 3karboksyrydyna, niacyna, 3kwas pirydynokarboksylowy, kwas nikotynowy, pelagryna, wampocap, 250g, 109591, CHEBI:15940, 1.4, 2004410, 293 st. C (559 st. F), 123.11,Thermo</td> <td>Fisher</td><td>AAA1268330</td><td>Chemicals w celu stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Kwas p-aminobenzoesowy 99,82% Kwas 4-aminobenzoesowy, C7H7NO2, Numer CAS: 150-13-0, 25g, 0210256925 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>ICN10256925</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania w podłoża</td></tr><tr><td>Cement PCV</td><td>Amazon</td><td>B001D9WRWG</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>Plastikowy zawór wodny</td><td>Amazon</td><td>B0006JLVE4</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Plastikowy zawór wodny</td><td>Amazon</td><td>B07G5FY7X1</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>Precyzyjna skala 1mg</td><td>Amazon</td><td>B08DTH95FN</td><td>Materiały do stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Pompa do filtrowanego powietrza</td><td>Amazon</td><td>B0BG2BT9RX</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Rurki PVC 1x24''</td><td>Home Depot</td><td>202300505</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Miernik światła kwantowego</td><td>Apogee Instruments</td><td>MQ-510</td><td>Monitorowanie</td></tr><tr><td>inkubatora chłodniczego</td><td>Thermo Fisher</td><td>15-103-1566</td><td>Opcja 1 Mała skala - Gumowe</td></tr><tr><td>przelotki inkubatora</td><td>Amazon</td><td>B07YZD22ZP</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Refraktometr zasolenia</td><td>ATC</td><td>B018LRO1SU</td><td>Monitorowanie</td></tr><tr><td>Siatka zacieniająca 6x50 ft</td><td>Home depot</td><td>316308418</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Azotan sodu ge 99.0% Kwas azotowy, Sól sodowa, NNaO3, Numer CAS: 7631-99-4, 500g, 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>BP360500</td><td>Chemicals do stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>do otworu napowietrzającego</td><td>Amazon</td><td>B08R3515SF</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>Rozpyl alkohol isporopylowy</td><td>Amazon</td><td>&lrm; B08LW5P844</td><td>Zarodnikowanie</td></tr><tr><td>Sisarki ze stali nierdzewnej</td><td>Amazon</td><td>B07BT4YLHT</td><td>Sporulacja</td></tr><tr><td>Taca ze stali nierdzewnej</td><td>Amazon</td><td>B08CV33YXG</td><td>Sporulacja</td></tr><tr><td>Twizzery ze stali nierdzewnej</td><td>Amazon</td><td>B01JTZTAJS</td><td>Pręty do zarodnikowania</td></tr><tr><td></td><td>Amazon</td><td>B07C4TNKXB</td><td>Materiały do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Zatapialna pompa obiegowa 400 GPH</td><td>Amazon</td><td>B07RZKRM13</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>Zatapialny sferyczny czujnik kwantowy</td><td>Monitorowanie Waltz</td><td>US-SQS/L</td><td>Pistolet</td></tr><tr><td>do pomiaru temperatury</td><td>Termometr na podczerwień 749</td><td>B07VTPJXH9</td><td>Monitorowanie</td></tr><tr><td>Chlorowodorek tiaminy BioReodczynnik, odpowiedni do hodowli komórek, odpowiedni do hodowli komórek owadów, odpowiedni do hodowli komórek roślinnych</td><td>Sigma</td><td>T1270-25G</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywek</td></tr><tr><td>Tymina 99% 2, 4-dihydroksy-5-metylopirymidyna, C5H6N2O2, Numer CAS: 65-71-4, 25g, 157850250 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>AC157850250</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Przezroczysty arkusz akrylowy 24x48 cali</td><td>Home Depot</td><td>202038048</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Cyrkulacja wody w rurkach 1''x10 ft</td><td>Amazon</td><td></td><td>B07ZC1PSF3 Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnych</td></tr><tr><td>Światło UV do naturalnej sterylizacji wodą morską</td><td>Amazon</td><td>B018OI7PYS</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>Pompa próżniowa</td><td>Amazon</td><td>B087XBTPVW</td><td>Naturalna sterylizacja wodą morską</td></tr><tr><td>Bioodczynnik witaminy B12, odpowiedni do hodowli komórek, odpowiedni do hodowli komórek owadów, odpowiedni do hodowli komórek roślinnych, 98%</td> <td>Sigma</td><td>V6629-100MG</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania podłoża</td></tr><tr><td>Kolby miarowe, szkło klasy A, Eisco, z korkiem polipropylenowym, z podziałką, Białe nadrukowane oznaczenia, Pojemność: 1000 mL, CH0446IWT 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S89446</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania podłoża</td></tr><tr><td>Kolby miarowe, szkło klasy A, Eisco, z korkiem polipropylenowym, z podziałką, Białe nadrukowane oznaczenia, Pojemność: 500 mL, CH0446HWT 1/EA</td><td>Thermo Fisher</td><td>S89445</td><td>Chemikalia do tworzenia Provasoli' s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywki</td></tr><tr><td>Agregat wody lodowej 200-600GPM</td><td>Amazon</td><td>B07BHHP71C</td><td>Opcja 2 - Średnia skala - Systemy kąpieli wodnej</td></tr><tr><td>Rozdzielacze Y do rur 4x6mm</td><td>Amazon</td><td>B08XTJKFCH</td><td>Opcja 1 Mała skala - Inkubator</td></tr><tr><td>Siarczan siedmiowodny BioReagent, odpowiedni do hodowli komórkowych</td><td>Sigma</td><td>Z0251-100G</td><td>Chemikalia do stworzenia Provasoli" s Wzbogacona woda morska (PES) i witaminy do wzbogacania pożywek</td></tr></tbody></table>

zbieranie w terenie i konserwacja laboratoryjna gigantycznych wodorostów tworzących baldachim w celu ułatwienia odbudowy

Field Collection and Laboratory Maintenance of Canopy-Forming Giant Kelp to Facilitate Restoration

Wodorosty tworzące korony drzew są niezbędnymi gatunkami podstawowymi, wspierającymi bioróżnorodność i świadczącymi usługi ekosystemowe o wartości ponad 500 miliardów dolarów rocznie. Globalny spadek liczebności gigantycznych lasów wodorostów spowodowany ekologicznymi czynnikami stresogennymi spowodowanymi zmianami klimatu podkreśla potrzebę opracowania innowacyjnych strategii odbudowy. Pojawiająca się technika odbudowy, znana jako "zielony żwir", ma na celu wysiewanie młodych wodorostów na dużych obszarach bez intensywnej pracy podwodnej i stanowi obiecujące narzędzie do odbudowy ze względu na opłacalność i skalowalność. Ten artykuł wideo ilustruje protokół i narzędzia do hodowli gigantycznych wodorostów, Macrocystis pyrifera. Stanowi również źródło informacji dla dalszych badań mających na celu omówienie sukcesów i ograniczeń tej metody w warunkach terenowych. Przedstawiamy terenowe i laboratoryjne metody zbierania tkanki rozrodczej, zarodnikowania, inokulacji, hodowli, utrzymania i monitorowania substratów wysianych we wczesnych stadiach rozwojowych przy użyciu techniki "zielonego żwiru". Protokół upraszcza i centralizuje obecne praktyki rekultywacyjne w tej dziedzinie, aby wspierać badaczy, menedżerów i interesariuszy w osiąganiu celów ochrony wodorostów.

Technika renowacji „green gravel” znajduje się wciąż w fazie pilotażowej, z ograniczonymi danymi dotyczącymi przeżywalności przesadzonych osobników innych gatunków28 i brakiem opublikowanych danych dla Macrocystis pyrifera. Wykorzystując metodę poboru z terenu i utrzymania laboratoryjnego opisane w niniejszym protokole, zbadaliśmy znaczenie warunków hodowlanych specyficznych dla danej lokalizacji dla dwóch odrębnych populacji dawców kelpu przed hipotetycznym wdrożeniem metody „green gravel” (Rycina 5). Reprodukcyjną tkankę kelpu zebrano w Kalifornii (USA) z chłodniejszej populacji K1 (Santa Cruz 36.60167°N, 121.88508°W) oraz cieplejszej populacji K4 (San Diego, 32.85036°N, -117.27600°W) i hodowano w dwóch temperaturach: (1) 12 °C (standardowa temperatura hodowli w akwakulturze wodorostów oraz średnia zimowa SST dla K1) oraz (2) 20 °C (średnia letnia SST dla K4 oraz fala upałów o wartości 4 °C dla K1). Wszystkie szkiełka przedmiotowe użyte do monitorowania rozwoju etapów życiowych kelpu oznaczono ustandaryzowaną siatką, a wysokorozdzielcze obrazy rejestrowano, wykorzystując tę siatkę jako punkt odniesienia, aby umożliwić obserwację stałych pól w czasie przy użyciu mikroskopu odwróconego i kamery (N = 5 obrazów na próbkę, 2.479 mm x 1.859 mm).
Po 24 dniach od sporulacji policzono gametofity na podstawie obrazów mikroskopowych (N = 300 obrazów z 60 próbek). Aby przetestować różnice w liczbie gametofitów, zastosowano uogólnione liniowe modele mieszane z rozkładem Poissona, korzystając z funkcji glmmTMB() w pakiecie glmmTMB41, a porównania parowe przeprowadzono za pomocą funkcji emtrends() z pakietu emmeans42 w programie R. Nasze wyniki pokazują, że odpowiedź gametofitów na zmienność termiczną różniła się pomiędzy populacjami K1 i K4 (t = 2.7, p = 0.007), przy czym temperatura nie miała wpływu na cieplejszą populację K4 (estymacja = -0.01, błąd standardowy [SE] = 0.01, przedział ufności [CI] = [-0.03, 0.01]), ale miała wpływ na chłodniejszą populację K1 (estymacja = -0.06, SE = 0.02, CI = [-0.10, -0.03]) (Rysunek 6A), co sugeruje możliwą dywergencję adaptacyjną w cechach tolerancji termicznej. Gametofity wodorostów z rodzaju kelp są często przedstawiane jako stadium oporności43, co oznacza, że wytwarzają one fenotyp uniwersalny, który jest odporny na stres i stosunkowo niewrażliwy na zmienność środowiskową. Jednakże niniejsze wyniki wskazują, że zmienność termiczna wywiera znaczną presję na tym wczesnym etapie.
Po 32 dniach od sporulacji policzono widoczne sporofity o długości przekraczającej około 1 mm na całej powierzchni każdego szkiełka przedmiotowego o wymiarach 2,5 cm na 7,5 cm (łącznie N = 72 próbki). Aby przetestować różnice w liczbie widocznych sporofitów, zastosowano uogólnione liniowe modele mieszane z rozkładem Poissona, wykorzystując funkcję glmmTMB() z pakietu glmmTMB, a porównania parowe przeprowadzono za pomocą funkcji emtrends() z pakietu emmeans w środowisku R. Nasze wyniki wykazują, że odpowiedź sporofitów na zmienność termiczną jest podobna w zróżnicowanych populacjach K1 i K4 (z = 0,92, p = 0,36), przy czym temperatura miała wpływ zarówno na populację cieplejszą K4 (estymacja = -0,66, SE = 0,04, CI = [-0,74, - 0,57]), jak i populację chłodniejszą K1 (estymacja = -0,85, SE = 0,13, CI = [-1,10, -0,60]) (Rysunek 6B). Próbki hodowane w 20 °C wykazały niewielką liczbę widocznych sporofitów (średnia ± SE = 0,4 ± 0,2) w porównaniu do tych hodowanych w 12 °C (średnia ± SE = 82,4 ± 9,8). Wynik ten sugeruje, że produkcja sporofitów jest bardziej wrażliwa na temperaturę niż stadium gametofitu i że temperatury hodowli specyficzne dla danego stanowiska nie mogą przekroczyć 15 °C, aby uzyskać rozwój sporofitów zgodnie z opisanym protokołem.
<img alt="Konfiguracja kontrolowanego środowiska ze słoikami do analizy wymiany gazowej w eksperymencie dotyczącym oddychania roślin." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat systemu inkubatora 'green gravel' . (A) Czerwone źródło światła do wegetatywnego zwiększania masy kultur gametofitów. (B) Port dostępu dla przewodów elektrycznych i rurek, prowadzący do zewnętrznego wyjścia. (C) Struktura blokująca światło pełnego spektrum w sekcji z czerwonym światłem. (D) Sekcja hodowlana 'green gravel' . (E) Źródła światła pełnego spektrum. (F) Linie rurek połączone z zewnętrznym źródłem przefiltrowanego powietrza. (G) Zawory zwrotne w celu ograniczenia zanieczyszczeń przenoszonych przez powietrze. (H) Pojedyncze pojemniki hodowlane minimalizujące ryzyko kontaminacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig01large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Schemat instalacji systemu solarnego do podgrzewania wody; panele słoneczne, zbiorniki na wodę, proces cyrkulacji płynu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Schemat systemu kąpieli wodnej z tzw. „zielonym żwirem” ('green gravel'). (A) Chłodziarka z pompą zanurzeniową (w I). (B) Kuweta o pojemności 20 galonów do kąpieli wodnej. (C) Odpływ do recyrkulacji kąpieli wodnej. (D) Zawór do recyrkulacji kąpieli wodnej. (E) Źródło światła. (F) Pojemnik o pojemności 2.5 L z „zielonym żwirem” ('green gravel'), z przezroczystą pokrywą i otworem napowietrzającym. (G) Źródło napowietrzania. (H) Rury do recyrkulacji wody przy użyciu pomp zanurzeniowych. (I) Odbiornik kąpieli wodnej z/do chłodziarki z/do kuwet z pompami zanurzeniowymi. (J) Przykrycie akrylowe w celu zminimalizowania parowania kąpieli wodnej. (K) Siatka zacieniająca do regulacji natężenia światła. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Cykl życiowy stadiów gametofitu i sporofitu; schemat mikroskopowy przedstawia czasy rozwoju." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig03v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Rozwój Macrocystis pyrifera. Stadia rozwojowe cyklu życiowego Macrocystis pyrifera z laboratoryjnych prób wzrostu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Postęp porostu organizmów morskich; harmonogram wdrożenia terenowego w środowisku od laboratoryjnego do morskiego; 120 dni." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rycina 4: 'Zielony żwirzasiane z Macrocystis pyrifera. 'Zielony żwir zasianymi z Macrocystis pyrifera hoduje się w laboratorium, aż sporofity osiągną wysokość 1-2 cm.Zielny żwir jest następnie rozmieszczany i kontynuuje wzrost w terenie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig04large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Wzrost mikroalg w ciągu 40 dni w temperaturach 12°C i 20°C na wykresie, pokazujący wpływ temperatury na biomasę." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Eksperymentalne szeregi czasowe. Przykładowe obrazy z szeregu czasowego monitorującego eksperymentalny wzrost i rozwój gametofitów oraz sporofitów Macrocystis pyrifera pochodzących z dwóch populacji zebranych w Kalifornii (USA) i hodowanych w dwóch różnych temperaturach. K1 = Santa Cruz, K4 = San Diego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący gęstość gametofitów i sporofitów w temperaturach 12°C i 20°C dla typów K4 i K1." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66092/66092fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Reprezentatywne wyniki. Macrocystis pyrifera na różnych etapach cyklu życiowego, obserwowani dla populacji pochodzących z K1 Santa Cruz i San Diego K4 Santa Cruz, hodowani w stałych warunkach termicznych 12 i 20 °C. Słupki błędu, średnia ± 1 SE. Gwiazdka (*) oznacza różnice istotne statystycznie (p &lt; 0.05). (A) Gametofity w 24. dniu (N = 300 obrazów łącznie z 60 próbek). (B) Widoczne sporofity w 32. dniu (N = 72 próbki, w zestandaryzowanym obszarze 2,5 cm na 7,5 cm). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/66092fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Plik uzupełniający 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66092/Supplemental%20File_Calendar%20R2.zip" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Ten protokół opisuje zbieranie w terenie i regularną konserwację laboratoryjną substratów obsianych gigantycznymi wodorostami tworzącymi baldachim do wykorzystania w próbach rekultywacji, aby rozwiązać sukces i ograniczenia techniki "zielonego żwiru" w warunkach polowych.

Zbieranie w terenie i konserwacja laboratoryjna gigantycznych wodorostów tworzących baldachim w celu ułatwienia odbudowy

Canopy-forming kelps are essential foundation species, supporting biodiversity and providing ecosystem services valued at more than USD$500 billion ...

Lasy wodorostów stoją w obliczu bezprecedensowych strat spowodowanych stresorami środowiskowymi spowodowanymi klimatem i zmianami w dynamice troficznej. Ten film ilustruje protokół i narzędzia do hodowli gigantycznych wodorostów, Macrocystis pyrifera, przy użyciu techniki zielonego żwiru i stanowi cenne źródło do dalszych prób mających na celu omówienie sukcesów i ograniczeń tej metody w różnych warunkach. Zakłady hodowli wodorostów muszą być w stanie kontrolować temperatury w zakresie od 10 do 15 stopni Celsjusza, zapewniać pełne spektrum światła w zakresie od zera do 180 mikromoli fotonów na metr kwadratowy na sekundę oraz filtrowane napowietrzanie.Systemy inkubatorów z wbudowanym gniazdkiem lub portem dostępowym do przewodów i przewodów można dostosować do oświetlenia i źródła powietrza. Jeśli system inkubatora nie mieści się w zakresie projektu, budżecie lub zamierzonej skali, można zastosować kąpiele wodne hartowane chłodną naturalną wodą morską lub agregatem chłodniczym. Temperatury hodowli są zależne od miejsca i pory roku.Umieść termometr w pożywce wzrostowej lub użyj pistoletu do pomiaru temperatury, aby upewnić się, że temperatura wynosi od 10 do 18 stopni Celsjusza. Ustaw światła o pełnym spektrum na 12-godzinny okres światła i 12-godzinny ciemny okres zdjęciowy, korzystając z ustawień czasu na źródle światła lub podłączając źródło światła do timera z programowalnym cyklem. Zmierz natężenie światła za pomocą miernika kwantowego PAR pod powierzchnią w pobliżu żwiru i dostosuj za pomocą ściemnialnego źródła światła lub nakładając siatkę na źródło światła.Napowietrzanie dodaje się do kultur za pomocą pomp powietrznych. Używaj filtrów o wielkości porów 02 mikrometrów, aby zmniejszyć zanieczyszczenie bakteryjne unoszące się w powietrzu. Materiały i stacje powinny być wysterylizowane i przygotowane z wyprzedzeniem.Szczegółowe informacje można znaleźć w tekście. Żwir używany do siewu powinien mieć teksturowaną lub lekko wżerową powierzchnię, ponieważ gametofity są bardziej podatne na zatrzymywanie na podłożach o dużej chropowatości. Wyszoruj i spłucz żwir, aż woda będzie czysta, aby usunąć kurz lub zanieczyszczenia.Namocz żwir w 10% rozcieńczonym roztworze wybielacza przez co najmniej 24 godziny i spłucz wodą morską sterylizowaną przez filtr. Oblicz objętość wysterylizowanej filtrem wody morskiej potrzebnej do odświeżenia pojemników do hodowli każdego tygodnia i odpowiednio zaplanuj to zadanie filtracji i sterylizacji. Duże partie sterylizowanej filtrem wody morskiej można przechowywać w ciemnych pojemnikach przez okres do sześciu miesięcy w temperaturze od ośmiu do 10 stopni Celsjusza.Jeśli chłodzenie nie jest dostępne, przechowuj w ciemnym, chłodnym miejscu. Filtruj wodę za pomocą systemu filtracji próżniowej o wielkości porów od 55 do jednego mikrometra. Wyłącz źródło podciśnienia, zanim cała woda zostanie przeciągnięta, aby uniknąć uszkodzenia filtra, i wlej przefiltrowaną wodę do dedykowanego sterylnego pojemnika.W przypadku większych objętości można zastosować przepływowy system filtracji. Na przykład przepuść wodę morską przez szereg trzech harmonijkowych filtrów, 10 mikrometrów, pięciu mikrometrów i jednego mikrometra, ułożonych od największego do najmniejszego rozmiaru porów. Ten system przepływowy jest podłączony do akwariowego światła UV.Sterylizuj przefiltrowaną wodę morską metodami UV i/lub autoklawowania. Wzbogacenie wysterylizowanej przez filtr wody morskiej w składniki odżywcze i witaminy ma kluczowe znaczenie dla wzrostu wodorostów. Typowe opcje wzbogacania obejmują podłoża z wodą morską wzbogacone Provasoli i pożywki F/2.Szczegółowe informacje można znaleźć w tekście. Uzyskaj niezbędne pozwolenia na pobieranie tkanki wodorostów, które są zgodne z lokalnymi przepisami i regulacjami. Do nurkowania wybierz od trzech do pięciu ostrzy sporofilu od 10 do 15 płodnych osobników Macrocystis pyrifera z widocznymi sori oddalonymi od siebie o dwa do pięciu metrów.Jeśli to możliwe, wybierz czyste i nienaruszone sporofille z niewielkim lub zerowym zanieczyszczeniem lub degradacją. Od tego momentu należy przechowywać ostrza sporofilu oddzielnie, zgodnie z osobą rodzicielską. Sporofile rosną w gęstej spódnicy u podstawy powyżej uchwytu dorosłych wodorostów i można je rozpoznać po braku wypełnionych gazem pneumatocyst.Ostrza sporofilu należy transportować w ciemnych workach zbiorczych, aby uniknąć nadmiernej ekspozycji na światło słoneczne, minimalnie wypełnione wodą morską z miejsca, aby ostrza były mokre i przechowywane w chłodziarkach w temperaturze około 12 stopni Celsjusza do czasu przybycia do przestrzeni hodowlanej. Upewnij się, że próbki nie mają bezpośredniego kontaktu z lodem. Sporofile mogą być wysyłane do lub z innych lokalizacji.Opłucz sporofile przefiltrowaną wysterylizowaną wodą morską. Owiń ostrza zebrane od pojedynczego osobnika Macrocystis pyrifera w wilgotne ręczniki papierowe nasączone przefiltrowaną wysterylizowaną wodą morską, a następnie ponownie w folię aluminiową, aby uniknąć przenikania światła i dodatkowego wysuszenia. Ta metoda przechowywania jest powszechnie znana jako metoda burrito.Umieść te opakowania w lodówce z lodem z barierą ochronną, taką jak folia bąbelkowa z recyklingu lub karton. Przygotuj lodówkę do wysyłki z dnia na dzień i upewnij się, że ktoś jest dostępny, aby odebrać przesyłkę i umieścić paczki w warunkach chłodniczych. Opcjonalnie przechowuj sporofile przez 12 do 48 godzin w warunkach chłodniczych, co sprzyja uwalnianiu zarodników z tkanki sorusa.Do przechowywania użyj metody burrito. Jeśli jest opcjonalnie przechowywany, znajdź dowody częściowego zarodnikowania na ręcznikach papierowych, wskazujące na obecność płodnej tkanki sorus. Tkanka Sorus jest często lekko uniesiona i ciemniejsza niż otaczająca tkanka.Wybierz dojrzałą tkankę sorus i pokrój na 25-centymetrowe kwadratowe odcinki za pomocą sterylnych nożyczek. Wybierz od jednej do dwóch czystych sekcji sori spośród 10 do 15 indywidualnych rodziców wodorostów, aby promować różnorodność genetyczną. Aby wyczyścić, delikatnie wyszoruj obie strony tkanki sorus tylko w jednym kierunku sterylną gazą zwilżoną wysterylizowaną wodą morską z filtrem.W razie potrzeby delikatnie zeskrob tkankę sorus sterylną żyletką. Zanurz sekcję sori w kąpieli słodkowodnej na 30 sekund do jednej minuty i spłucz wysterylizowaną wodą morską z filtrem. Zanurz każdą sekcję sori w wysterylizowanej przez filtr wodzie morskiej zahartowanej do 10 do 15 stopni Celsjusza w sterylnej 50-mililitrowej probówce Falcon.Alternatywnie, skrawki sori mogą zarodnikować w jednym sterylnym pojemniku. Umieść probówki w temperaturze od czterech do 12 stopni Celsjusza w ciemności, aby zarodnikować przez maksymalnie cztery godziny. Jeśli lodówka nie jest dostępna, przechowuj w słabo oświetlonym, chłodnym miejscu.Za pomocą mikroskopu złożonego i hemocytometru obserwuj gęstość zarodników w trzech do czterech próbkach co 30 minut do czterech godzin. Wymieniaj końcówki pipet między próbkami. Jeśli gęstość wynosi co najmniej 10 000 zarodników na mililitr, przejdź do następnego kroku.Jeśli skrawek sori nie wytwarza zarodników po czterech godzinach, wyrzuć próbkę. Zarodniki mogą osiąść w ciągu kilku godzin po uwolnieniu, ale można je zaobserwować pływające w ruchu okrężnym. Wyjmij każdą z sekcji sori z ich rurek Falcon.Połącz otrzymane roztwory zarodników w jednym wysterylizowanym pojemniku i określ ilościowo ostateczną łączną gęstość. Obliczyć końcową objętość roztworu zarodników potrzebnego do inokulacji dla końcowego stężenia 500 do 1 000 zarodników na mililitr w pojemnikach hodowlanych. Szczegółowe informacje można znaleźć w tekście.Umieść sterylne szkiełka szklane w pojemnikach hodowlanych, aby monitorować rozwój wodorostów. Dołącz co najmniej 30 szkiełek rozmieszczonych losowo w pojemnikach hodowlanych w celu wystarczającego monitorowania. Zaszczepić obliczoną objętość roztworu zarodników do pojemnika hodowlanego za pomocą sterylnej końcówki pipety, która zawiera substraty zanurzone w pożywce wzrostowej.Zamknij pojemnik i delikatnie wymieszaj, aby rozprowadzić zarodniki. Umieść pojemnik w swoim systemie hodowli. Ustaw temperaturę w zakresie od 10 do 15 stopni Celsjusza w zależności od temperatury w miejscu wdrożenia.Światła o pełnym spektrum dla roślin wodnych są ustawione na 12-godzinny cykl świetlny, 12-godzinny cykl ciemności o natężeniu światła w zakresie od zera do 180 mikromoli fotonów na metr kwadratowy sekundy. Zobacz tekst, aby zapoznać się z osią czasu określonych warunków oświetleniowych. Po jednym dniu zapewnij lekkie napowietrzenie za pomocą przefiltrowanego źródła powietrza.Monitoruj co najmniej dwa losowe szkiełka dziennie lub co drugi dzień przez pierwsze dwa tygodnie, aby ocenić rozwój. Po dwóch tygodniach monitoruj co najmniej dwa losowe szkiełka podstawowe raz do dwóch razy w tygodniu pod kątem zdrowego wzrostu i zanieczyszczenia, aż sporofity osiągną wielkość od jednego do dwóch centymetrów. Aby monitorować, obejmij się ze szkiełkiem za pomocą wysterylizowanej pęsety i umieść na czystej szalce Petriego zawierającej wystarczającą ilość wysterylizowanej wody morskiej, aby zanurzyć szklane szkiełko.Nie należy zwracać szkiełek szklanych do kultur po ich wyjęciu, aby uniknąć zanieczyszczenia krzyżowego. Użyj mikroskopu złożonego lub odwróconego o powiększeniu od 40 do 400x, aby obserwować wodorosty we wczesnym stadium. Oczekuje się, że rozwój będzie przebiegał zgodnie z następującym harmonogramem.Osiadłe zarodniki obserwuje się od zera do jednego dnia. Zarodniki mogą wykiełkować w ciągu kilku godzin, co wykazano przez utworzenie rurki zarodkowej. Kiełkowanie obserwuje się zwykle po jednym do dwóch dni.Wczesne gametofity są zwykle obserwowane po jednym do czterech dni. Gametogeneza, proces, w którym komórki przechodzą podział i różnicowanie w celu utworzenia gamet męskich i żeńskich, jest zwykle obserwowana w ciągu pierwszych dwóch tygodni. Komórki żeńskie są od pięciu do siedmiu razy większe niż męskie.Samce gametofitów wyrastają z cienkich, nitkowatych gałęzi, podczas gdy samice są bardziej okrągłe lub jajowate. Samice zazwyczaj produkują jaja w ciągu dwóch do trzech tygodni. Plemniki uwolnione od samców zapładniają jaja, które rozwijają się w embrionalne sporofity.Sporofity są zwykle obserwowane w ciągu dwóch do czterech tygodni. Zygota ulega szybkiemu podziałowi komórek, co powoduje wzrost od jednego do dwóch centymetrowych ostrzy w ciągu około sześciu do ośmiu tygodni. Co tydzień zmieniaj pożywkę wzrostową, aby uzupełnić niezbędne składniki odżywcze i minerały do wzrostu Macrocystis pyrifera.Schłodzić świeżą pożywkę wzrostową do odpowiedniej temperatury. Upewnij się, że podłoże wzrostowe nie przekracza 15 stopni Celsjusza podczas tego procesu. Wysysaj pożywki z pojemników do hodowli, aby uniknąć zakłóceń wysianych substratów.Pozwól nośnikowi spłynąć, aż pojemnik będzie prawie pusty. Natychmiast odśwież nośnik, aby zminimalizować wysuszenie. Podczas ponownego napełniania należy lekko przechylić pojemniki wzrostowe, tak aby pożywka spływała po boku pojemnika do hodowli, aby w minimalnym stopniu naruszyć substraty.Losowo zmieniaj pozycje pojemników lub wanien podczas cotygodniowych zmian pożywki, aby uwzględnić różnice w natężeniu światła. Zapoznaj się z tekstem, aby zapoznać się z kalendarzem, aby śledzić działania i oczekiwania dotyczące kultur Macrocystis. Wskazuje czas regulacji światła i napowietrzania, a także tygodniowe zmiany mediów.Po sześciu do ośmiu tygodniach hodowli laboratoryjnej młode sporofity mają od jednego do dwóch centymetrów długości i są gotowe do użycia. Odśwież pożywkę wzrostu w kontenerach kultur na 24 godziny przed wdrożeniem. Uzyskaj niezbędne pozwolenia na rozmieszczenie żwiru, które są zgodne z lokalnymi przepisami i regulacjami.Transportuj zielony żwir do sześciu godzin w zacienionej lodówce. Rozmieszczenie powinno odbywać się w czasie, aby uniknąć najbardziej bezpośredniego światła słonecznego. Wykorzystaj zacienioną konstrukcję na łodzi, aby uniknąć bezpośredniego nasłonecznienia podczas procesu rozmieszczania.Ostrożnie rozsypuj zielony żwir z powierzchni na rafę poniżej lub za pomocą akwalungu podczas prób w nowych miejscach i na małą skalę. Technika odbudowy zielonego żwiru jest nadal w fazie akademickiej, z ograniczonymi danymi dotyczącymi przeżywalności roślin zewnętrznych dla innych gatunków i brakiem jeszcze danych dla Macrocystis pyrifera. Niemniej jednak sukces w terenie zaobserwowano w niedawnym badaniu pilotażowym, na co wskazuje przyczepianie się haptera do otaczającego podłoża i młode wodorosty dorastające do 1,2 metra po dwóch miesiącach na polu.Korzystając z kolekcji terenowej i konserwacji laboratoryjnej opisanej w tym protokole, wyhodowaliśmy dwie odrębne populacje wodorostów dawcy w temperaturze 12 stopni Celsjusza i 20 stopni Celsjusza, aby wyjaśnić zależny od temperatury wpływ na rozwój mikroetapów Macrocystis pyrifera w czasie. Po 24 dniach gametofity policzono na podstawie obrazów mikroskopowych. Temperatura miała wpływ na chłodniejszą populację K1, ale nie na populację K4, co sugeruje możliwą rozbieżność adaptacyjną w cechach tolerancji termicznej.Podkreśla to znaczenie temperatur chowu specyficznych dla danego miejsca. Po 32 dniach na każdym szkiełku policzono widoczne sporofity. Temperatura miała podobny wpływ zarówno dla populacji K1, jak i K4.W próbkach hodowanych w temperaturze 20 stopni Celsjusza wyrosło niewiele widocznych sporofitów w porównaniu z tymi hodowanymi w temperaturze 12 stopni Celsjusza. Wynik ten sugeruje, że produkcja sporofitów jest bardziej wrażliwa na temperaturę niż etap gametofitu i że temperatury hodowli nie mogą przekraczać 15 stopni Celsjusza, aby osiągnąć rozwój sporofitów, jak opisano w protokole. Mamy nadzieję, że dzięki temu zobrazowanemu protokołowi zachęcimy do dalszych prób z wykorzystaniem metody zielonego żwiru w celu zwiększenia skali odtwarzania cennych podwodnych lasów wodorostów przez naukowców i menedżerów na całym świecie.Powodzenia w podróży po zielonym żwirze z Macrocystis pyrifera.

field-collection-laboratory-maintenance-canopy-forming-giant-kelp-to

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Ten protokół opisuje prostą, opłacalną technikę sadzenia drzew w celu przywrócenia zdegradowanych wysp drzew Everglades, które doświadczyły powodzi. Projekt tworzy wyspę (pop-up), która początkowo unosi się w powietrzu i zwiększa wysokość, aby ułatwić przetrwanie i wzrost drzew w warunkach powodzi.

Prosta technika sadzenia w celu ponownego sadzenia drzew w miejscach, w których występują częste powodzie

Pąkla Balanus (Amphibalanus) improvisus jest modelem do badania osmoregulacji i przeciwporostowości. Jednak naturalne tarło sezonowe daje nieprzewidywalną podaż larw karpiowatych. W tym miejscu opisano protokół całorocznej hodowli B. improvisus, w tym produkcji larw. Zilustrowano zastosowanie hodowlanych pąkli w badaniach ekspresji genów.

Barnacle Balanus improvisus jako model morski - hodowla i ekspresja genów

Większość roślin w społecznościach prawdopodobnie jest połączona przez arbuskularne grzyby mikoryzowe (AM), ale mediacja interakcji między roślinami przez nie była badana głównie przez uprawę roślin z mikoryzą i bez niej. Przedstawiamy metodę manipulowania powszechnymi sieciami mikoryzowymi wśród roślin mikoryzowych w celu zbadania ich konsekwencji dla interakcji roślin.

Badanie interakcji roślin w powszechnych sieciach mikoryzowych przy użyciu obróconych rdzeni

Doliolidy, w tym gatunek Dolioletta gegenbauri, to mały, galaretowaty zooplankton morski o znaczeniu ekologicznym, występujący na produktywnych systemach szelfu subkontynentalnego na całym świecie. Trudność w hodowli tych delikatnych organizmów ogranicza ich badania. W tym badaniu opisujemy podejścia do uprawy w celu zbierania, hodowli i utrzymania doliolid Dolioletta gegenbauri.

Uprawa osłonicy morskiej pelagicznej Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) do badań eksperymentalnych

Oikopleura dioica to organizm modelowy osłonic w różnych dziedzinach biologii. Opisujemy metody pobierania próbek, identyfikację gatunków, konfigurację hodowli i protokoły hodowli zwierząt i paszy dla glonów. Zwracamy uwagę na kluczowe czynniki, które przyczyniły się do wzmocnienia systemu kultury oraz omawiamy możliwe problemy i rozwiązania.

Usprawnione pobieranie próbek i hodowla pelagicznych larw kosmopolitycznych (Oikopleura dioica)

Ratowanie polipów to proces wywołany ostrym stresem, w którym polipy koralowców trawią tkankę łączącą je z ich kolonią i odłączają się od niej, aby żyć jako jednostki. Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób indukować mikrorozmnażanie koralowców poprzez ratowanie za pomocą hipersoli fizjologicznej lub bezwapniowej wody morskiej.

Indukowanie ratowania polipów w koloniach koralowców w celu uzyskania zindywidualizowanych mikropropagatów do laboratoryjnego użytku eksperymentalnego

Zacumowane struktury geodezyjne zwane Arkami Koralowymi stanowią modułową, skalowalną i pionowo regulowaną platformę badawczą, która może być używana do budowania, monitorowania i zakłócania społeczności raf koralowych na wcześniej niedziałających obszarach, w tym na morzu.

Arki rafy koralowej: mezokosmos in situ i zestaw narzędzi do tworzenia społeczności rafowych

Zmiany klimatyczne wpływają na ekosystemy raf koralowych na całym świecie. Koralowce pochodzące z systemów akwakultury ex situ mogą pomóc w odbudowie i badaniach naukowych. W tym artykule przedstawiono techniki karmienia i hodowli koralowców, które można wykorzystać do promowania długoterminowego utrzymania wysiadujących koralowców skleraktyńskich ex situ.

Skuteczne techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadującego koralowca skleraktynowego, Pocillopora acuta

Tutaj opisujemy kilka protokołów mających na celu zintegrowaną waloryzację Gracilaria gracilis: zbiór dzikich gatunków, hodowla we własnym zakresie i ekstrakcja składników bioaktywnych. Oceniane jest działanie przeciwutleniające, przeciwbakteryjne i cytotoksyczne ekstraktów, a także ocena wartości odżywczej i stabilności żywności wzbogaconej o całą biomasę wodorostów i pigmenty.

Waloryzacja wodorostów czerwonych Gracilaria gracilis za pomocą podejścia biorafineryjnego

Ten protokół obejmuje czteroetapową metodologię badań obrazowania dużych obszarów, używaną do wyodrębniania wskaźników złożoności strukturalnej, składu społeczności i demografii populacji dla społeczności raf koralowych. Jakość zebranych zobrazowań i zintegrowany dostęp do zobrazowań źródłowych są traktowane priorytetowo na każdym etapie protokołu.

Pomiar struktury, składu i zmian środowiska podwodnego za pomocą obrazowania wielkopowierzchniowego

Poznaj metodę zielonego żwiru do hodowli Macrocystis pyrifera w celu odbudowy lasów wodorostowych. Protokół obejmuje zbieranie sporofili, kontrolę temperatury i światła oraz wdrażanie młodych sporofitów w terenie.

Zbieranie w terenie i konserwacja laboratoryjna gigantycznych wodorostów tworzących baldachim w celu ułatwienia odbudowy

Przeglądaj więcej filmów