Name: Pooperacyjny model mysiej niedrożności jelit (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-12T13:10:00.000+00:00
Duration: 4 min 26 s
Description: Poznaj pooperacyjny model niedrożności jelit u myszy, wykorzystujący manipulację jelit do badania patofizjologii i odpowiedzi immunologicznej. Ta metoda umożliwia opracowanie nowych terapii przeciwzapalnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Centrum Zwierząt Laboratoryjnych, Pekińskiemu Instytutowi Badań Klinicznych i Szpitalowi Przyjaźni w Pekinie za zapewnienie opieki zwierzętom. Prace te były wspierane przez Narodowy Program Badawczo-Rozwojowy Kluczowych Technologii (nr 2015BAI13B09), Pekińską Fundację Nauk Przyrodniczych (nr 7232035), Chińską Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych (nr 82171823, 82374190) oraz Wybitnych Młodych Naukowców z Pekińskiego Szpitala Przyjaźni (nr yyqcjh2022-4).

Procedury opieki nad zwierzętami i eksperymentów zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi w Opiece i Użytkowaniu Zwierząt (Chiny) i zostały zatwierdzone przez Komisję Oceny Etyki Szpitala Przyjaźni w Pekinie (nr 20-2056). Do badania wykorzystano myszy C57BL/6 (w wieku 8-12 tygodni).
1. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Pościć wszystkie myszy przez 12 godzin przed planowanym modelowaniem, aby spełnić standaryzację warunków eksperymentalnych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Przygotuj i wysterylizuj narzędzia chirurgiczne.</li>
	<li>Przygotuj znieczulający tribromoetanol i poduszkę grzewczą. Monitoruj poduszkę grzewczą, aby zapobiec przegrzaniu i utrzymuj ją w stałej temperaturze (37.5 °C).</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>Znieczulij każdą mysz tribromoetanolem.
	<ol>
		<li>Rozcieńczyć tribromoetanol, aby przygotować roztwór o stężeniu 20 mg/ml w roztworze soli fizjologicznej. Podawać 0,2 ml roztworu roboczego tribromoetanolu na 10 g masy ciała we wstrzyknięciu dootrzewnowym. Użyj maści okulistycznej na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
		<li>Upewnij się, że myszy są całkowicie znieczulone w ciągu 5 minut i pozostają znieczulone przez 20 minut.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oceń głębokość znieczulenia, obserwując niezdolność myszy do pozostania w pozycji pionowej i sprawdź, czy mięśnie są rozluźnione. Obserwuj utratę dobrowolnych ruchów, odruchu mrugania i reakcji na stymulację odruchową (szczypanie palca u nogi lub ogona przy silnym nacisku).</li>
	<li>Oceń częstość oddechów i wzorzec oddychania myszy, monitorując ruch ściany klatki piersiowej i brzucha. Upewnij się, że częstość oddechów wynosi ~ 55-65 oddechów/min w optymalnym znieczuleniu.</li>
	<li>Umieść znieczuloną mysz na desce i zabezpiecz ją taśmą.</li>
	<li>Po całkowitym znieczuleniu myszy użyj elektrycznej golarki do włosów, aby usunąć włosy z brzucha. Po goleniu zetrzyj wszystkie luźne włosy na brzuchu za pomocą wacika zwilżonego solą fizjologiczną. 
	UWAGA: Podczas pracy z tribromoetanolem należy zapewnić odpowiednią wentylację i używać dygestorium lub komory bezpieczeństwa biologicznego, aby zminimalizować ryzyko narażenia. Podczas zabiegu należy nosić odpowiednie środki ochrony osobistej, w tym rękawice i fartuchy laboratoryjne, aby zapobiec przypadkowemu kontaktowi z chemikaliami i materiałami biologicznymi.</li>
</ol>
3. Chirurgia
<ol>
	<li>Całkowicie rozciągnij kończyny, aby odsłonić brzuch. Upewnij się, że głowa myszy jest ustawiona tak, aby utrzymać drożność dróg oddechowych (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B).</li>
	<li>Dwukrotnie zdezynfekuj skórę pola operacyjnego za pomocą wacika nasączonego 75% alkoholem. Po dezynfekcji użyj suchej, sterylnej gazy medycznej, aby usunąć nadmiar alkoholu z brzucha. Lidokainę (10 mg/kg mc., podskórnie) należy podawać w zamierzone miejsce przed nacięciem.</li>
	<li>Użyj sterylnego skalpela, aby wykonać nacięcie w skórze i podnieś mięsień prosty brzucha na środku brzucha za pomocą pęsety.
	<ol>
		<li>Wykonaj małe nacięcie wzdłuż środkowej linii mięśnia prostego brzucha, uważając, aby uniknąć obrażeń różnych narządów w jamie brzusznej.</li>
		<li>Upewnij się, że przybliżony zakres nacięcia jest następujący. Upewnij się, że górny brzeg nacięcia znajduje się 6-8 mm od wyrostka mieczykowatego mostka, dolny brzeg znajduje się 6-8 mm od zewnętrznych narządów płciowych, a długość nacięcia wynosi ~1 cm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść kawałek sterylnej serwety chirurgicznej lub sterylnej gazy po obu stronach nacięcia brzucha. Użyj kleszczyków hemostatycznych, aby przymocować sterylną gazę do górnej i dolnej krawędzi nacięcia, odsłaniając nacięcie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C). 
	UWAGA: W grupie pozorowanej nacięcie przykryto mokrą gazą przez 5 minut bez żadnej operacji chirurgicznej.</li>
	<li>Prawidłowo przymocuj sterylną serwetę lub gazę, a następnie użyj dwóch bawełnianych wacików wstępnie zwilżonych solą fizjologiczną, aby delikatnie docisnąć po obu stronach ściany brzucha przylegającej do nacięcia. Wyciśnij niewielką ilość rurki jelitowej przez nacięcie i odsłoń ją, umieszczając ją na sterylnej zasłonie lub gazie (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1D).</li>
	<li>Całkowicie zwilż dwa sterylne waciki bawełniane zwykłą solą fizjologiczną. Delikatnie chwyć tkankę jelitową zwilżonymi wacikami i ostrożnie usuń jelito cienkie.
	<ol>
		<li>Zlokalizuj kątnicę, a następnie wyjmij jelito sterylnymi wacikami bawełnianymi do 2 cm przed żołądkiem, aby uniknąć dotykania trzustki. Przedłuż jelito od bliższego końca więzadła trzustkowo-dwunastniczego do dystalnego końca okolicy krętniczo-kątniczej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywieraj stały nacisk wzdłuż całego jelita cienkiego od bliższego do dystalnych końców. Zapewnić równomierne przyłożenie siły przez 5 minut, aż na powierzchni jelita pojawią się małe krwawiące plamki (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1E).</li>
	<li>Po 5 minutach użyj wstępnie zwilżonych sterylnych wacików, aby ostrożnie umieścić całe jelito cienkie z powrotem w jamie brzusznej, postępując zgodnie z normalną fizjologiczną anatomiczną pozycją jelita cienkiego.</li>
	<li>Delikatnie masuj brzuch w poprzek sterylnej gazy i ściany brzucha przez 3-5 sekund, aby upewnić się, że jelito zostanie przywrócone do naturalnej anatomicznej pozycji i zapobiec sztucznej mechanicznej niedrożności jelit lub skrętowi krezki po operacji.</li>
	<li>Wstrzyknąć 100 μl soli fizjologicznej do jamy brzusznej w celu uzupełnienia utraconych płynów podczas operacji i nasmarowania tkanki brzusznej.</li>
	<li>Zamknij jamę brzuszną za pomocą szwu chirurgicznego 6-0 i wykonaj dwuwarstwowe zamknięcie w nacięciu brzucha. Zacznij od zamknięcia warstwy mięśniowej ciągłymi szwami, uważając, aby nie uszkodzić narządów jamy brzusznej. Podnieś mięsień prosty brzucha podczas szycia (<silna klasa="xfig">Ryc. 1F).</li>
	<li>Po całkowitym zamknięciu mięśnia prostego brzucha, zszyj go całkowicie prostymi szwami przerywanymi za pomocą szwu chirurgicznego 6-0. Utrzymuj długość ściegu ~0,5 mm i rozstaw igieł ~2 mm.</li>
	<li>Po zamknięciu nacięcia brzusznego delikatnie przetrzyj obszar w pobliżu nacięcia suchą, sterylną gazą medyczną, aby był suchy i czysty z krwi, płynu tkankowego lub zwykłej soli fizjologicznej.</li>
	<li>Nałóż niewielką ilość medycznego kleju do nacięć na nacięcie i wokół niego, aby uniknąć pękania po operacji.</li>
	<li>Po całkowitym wyschnięciu kleju do nacięć medycznych przenieś myszy na ręcznik papierowy i umieść ręcznik papierowy w klatce na podgrzewanym kocu utrzymywanym w stałej temperaturze 37,5 °C, aż myszy w pełni wyzdrowieją. Nie pozostawiaj zwierząt bez opieki, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.</li>
	<li>Przenieś obudzone myszy do środowiska bariery żywieniowej dla zwierząt i pozwól im swobodnie pić do czasu wykrycia.</li>
</ol>
4. Test pasażu żołądkowo-jelitowego
<ol>
	<li>Podaj 200 μl roztworu FITC-dekstranu (5 mg / ml w PBS) myszom na czczo przez zgłębnik 22,5 godziny po operacji (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Poddaj myszy eutanazji przy użyciu metody zatwierdzonej przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC), takiej jak wdychanie CO2, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
	<ol>
		<li>Aby odizolować przewód pokarmowy, wykonaj nacięcie w linii środkowej od przepony do miednicy, ostrożnie usuwając otaczające tkanki łączne i narządy.</li>
		<li>Oddziel przewód pokarmowy od otaczających tkanek i narządów, upewniając się, że obejmuje cały przewód od żołądka do odbytu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podziel przewód pokarmowy na 15 równych segmentów (od żołądka do okrężnicy), ponumerowanych kolejno od 1 do 15 w oparciu o pozycję fizjologiczną (sekwencja: St -S1:S10-Ce-L1:L3) (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Pokrój każdy segment tkanki jelitowej wraz z jego zawartością na kawałki o wielkości 1-4 mm i umieść je w oddzielnych probówkach wirówkowych o pojemności 1,5 ml zawierających 1 ml DPBS.</li>
	<li>Wirować probówki wirówkowe przez 10 sekund w celu homogenizacji próbek.</li>
	<li>Odwirować probówki o masie 500 × g przez 1 minutę. Zebrać supernatant do ilościowego oznaczania fluorescencji FITC za pomocą wielomodowego czytnika mikropłytek.</li>
	<li>Opisz pasaż żołądkowo-jelitowy, obliczając środek geometryczny (GC) dekstranu FITC, i oblicz za pomocą następującego wzoru: (Σ[% FITC na segment x numer segmentu])/100.</li>
</ol>
5. Osadzanie parafiny i barwienie hematoksyliną i eozyną (HE)
<ol>
	<li>Poddać myszy eutanazji przez wdychanie CO2 , a następnie zwichnięcie szyjki macicy po 24 godzinach. Na tym samym zwierzęciu należy wykonać testy zatapiania parafiny i przewodu pokarmowego.</li>
	<li>Otwórz jamę brzuszną i pobierz tkankę jelita cienkiego do dalszej analizy.</li>
	<li>Utrwalić całe jelito z treścią jelitową w utrwalaczu Carnoya (60% metanol + 10% kwas octowy + 30% chloroform) w temperaturze 4 °C przez 2 godziny.</li>
	<li>Odkwaszaj tkankę, spłukując ją dwukrotnie metanolem przez 30 minut za każdym razem.</li>
	<li>Zastąp metanol etanolem dwa razy na 30 minut za każdym razem.</li>
	<li>Odkwaszaj tkankę, spłukując ją dwukrotnie metanolem przez 30 minut za każdym razem. Aby uzyskać przezroczystość tkanek za pomocą ksylenu, zanurz tkankę w ksylenie i inkubuj przez 1 godzinę.</li>
	<li>Zanurz tkankę w wosku parafinowym za pomocą maszyny do zatapiania parafiny. Pokrój osadzoną tkankę na plastry o grubości 4 μm za pomocą mikrotomu. 
	UWAGA: Podziel jelito cienkie na różne woski, aby poprawić wydajność. Prawidłowo oznacz segmenty, aby zidentyfikować ich lokalizację.</li>
	<li>Wykonaj barwienie HE za pomocą zestawu do barwienia HE. Uszczelnij szkiełka i zbadaj je pod mikroskopem w celu analizy.</li>
</ol>
6. Izolacja komórek odpornościowych i cytometria przepływowa
<ol>
	<li>Przygotuj następujące rozwiązania.
	<ol>
		<li>Roztwór do wstępnego trawienia: Przygotuj zbilansowany roztwór soli Hanka bez Ca2+ i Mg2+ z 1 mM ditiotreitolem (DTT) i 10 mM kwasem etylenodiaminotetraoctowym (EDTA).</li>
		<li>Roztwór do wytrawiania: Przygotować roztwór zawierający 200 μg/ml DNAazy I, 500 μg/ml kolagenazy IV, 4% FBS i 100 μM buforu HEPES w RPMI 1640.</li>
		<li>Bufor do sortowania komórek aktywowanych magnetycznie (MACS): Przygotować bufor zawierający 5 g/L BSA i 2 mM EDTA w PBS bez Ca2+ lub Mg2+.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń zawartość kału, myjąc jelita zwykłą solą fizjologiczną. Usuń plastry Peyera i tkankę łączną jelita cienkiego. Jelito cienkie rozciąć wzdłużnie, a następnie pokroić na 1 cm segmenty w lodowatym PBS.</li>
	<li>Przemywać segmenty jelita roztworem do wstępnego trawienia w temperaturze 37 °C przez 20 minut na wytrząsarce orbitalnej. Zebrać roztwór do wstępnego trawienia i przefiltrować go przez sitka komórkowe o wielkości 70 μm, aby uzyskać limfocyty śródnabłonkowe (IEL).</li>
	<li>Trawić segmenty w roztworze wytrawiającym przez 30 minut, a następnie przefiltrować zawiesinę przez sitka do komórek 70 μm w celu uzyskania limfocytów blaszki właściwej (LPL).</li>
	<li>Odwirować komórki LPL o masie 500 × g przez 10 minut i odrzucić supernatant.</li>
	<li>Przemyć i zawiesić komórki za pomocą DPBS (azydek sodu, Tris i bez białka) w stężeniu 1 x 106 komórek/100 μl.</li>
	<li>Inkubować komórki z fluorescencyjnym barwnikiem żywotności (1:500) przez 15 minut w temperaturze pokojowej (RT) w ciemności.</li>
	<li>Zawiesić komórki za pomocą buforu MACS i odwirować je w stężeniu 500 × g przez 5 minut.</li>
	<li>Policz wybarwione komórki za pomocą hemocytometru lub automatycznego licznika komórek. Zawiesić komórki w stężeniu 1 x 106 komórek/100 μl buforu MACS. Przeprowadzić barwienie przeciwciał (1:200-1:400), dodając odpowiednią objętość przeciwciała do zawiesiny komórkowej i inkubując w temperaturze 4 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Umyj komórki zgodnie z opisem w kroku 6.8.</li>
	<li>Wykrywaj próbki za pomocą cytometrii przepływowej i analizuj dane za pomocą powiązanego oprogramowania do cytometrii przepływowej7,8.</li>
</ol>

Murine Model for Studying Postoperative Ileus through Intestinal Manipulation

<ol><li>Chapman, S. J., Pericleous, A., Downey, C., Jayne, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+ileus+following+major+colorectal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Postoperative ileus following major colorectal surgery.</a> Br J Surg. 105 (7), 797-810 (2018).</li>
<li>Farro, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CCR2-dependent+monocyte-derived+macrophages+resolve+inflammation+and+restore+gut+motility+in+postoperative+ileus%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">CCR2-dependent monocyte-derived macrophages resolve inflammation and restore gut motility in postoperative ileus.</a> Gut. 66 (12), 2098-2109 (2017).</li>
<li>Wouters, M. M., Vicario, M., Santos, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+mast+cells+in+functional+GI+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">The role of mast cells in functional GI disorders.</a> Gut. 65 (1), 155-168 (2016).</li>
<li>Engel, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T+helper+type+1+memory+cells+disseminate+postoperative+ileus+over+the+entire+intestinal+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract.</a> Nat Med. 16 (12), 1407-1413 (2010).</li>
<li>Schwartz, C., Voehringer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+murine+basophils+by+flow+cytometry+and+histology%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Identification of murine basophils by flow cytometry and histology.</a> Methods Mol Biol. 2163, 367-375 (2020).</li>
<li>Funk, E. K., Weissbrod, P., Horgan, S., Orosco, R. K., Califano, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+experience+with+a+novel+single-port+platform+for+transoral+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Endosc%22%5BJournal%5D)">Preclinical experience with a novel single-port platform for transoral surgery.</a> Surg Endosc. 35 (8), 4857-4864 (2021).</li>
<li>Nemoto, S., Mailloux, A. W., Kroeger, J., Mulé, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OMIP-031%3A+Immunologic+checkpoint+expression+on+murine+effector+and+memory+T-cell+subsets%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">OMIP-031: Immunologic checkpoint expression on murine effector and memory T-cell subsets.</a> Cytometry A. 89 (5), 427-429 (2016).</li>
<li>Brandi, J., Wiethe, C., Riehn, M., Jacobs, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OMIP-93%3A+A+41-color+high+parameter+panel+to+characterize+various+co-inhibitory+molecules+and+their+ligands+in+the+lymphoid+and+myeloid+compartment+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">OMIP-93: A 41-color high parameter panel to characterize various co-inhibitory molecules and their ligands in the lymphoid and myeloid compartment in mice.</a> Cytometry A. 103 (8), 624-630 (2023).</li>
<li>Swidsinski, A., Weber, J., Loening-Baucke, V., Hale, L. P., Lochs, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+organization+and+composition+of+the+mucosal+flora+in+patients+with+inflammatory+bowel+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Spatial organization and composition of the mucosal flora in patients with inflammatory bowel disease.</a> J Clin Microbiol. 43 (7), 3380-3389 (2005).</li>
<li>Bialkowska, A. B., Ghaleb, A. M., Nandan, M. O., Yang, V. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Swiss-rolling+technique+for+intestinal+tissue+preparation+for+immunohistochemical+and+immunofluorescent+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Improved Swiss-rolling technique for intestinal tissue preparation for immunohistochemical and immunofluorescent analyses.</a> J Vis Exp. (113), e54161(2016).</li>
<li>van Bree, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+method+for+studying+postoperative+ileus+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Physiol+Pathophysiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Novel method for studying postoperative ileus in mice.</a> Int J Physiol Pathophysiol Pharmacol. 4 (4), 219-227 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Powodzenie operacji zależy od kilku kluczowych etapów. Po pierwsze, utrzymanie spójności podczas śródściennej operacji jelita (IM) jest niezbędne do wywołania rozległego uszkodzenia jelita cienkiego. Odpowiedni ucisk wywierany podczas zabiegu domięśniowego i wynikający z niego efekt przekrwienia jelita mają kluczowe znaczenie dla powodzenia operacji. Obserwacja całego przewodu pokarmowego, który po potarciu wacikiem zmienił kolor na różowy i wykazywał czerwone plamki krwotoczne, była wskaźnikiem udanej operacji. Ponadto zapewnienie, że średnia wartość GC pozostaje na poziomie około 5 po operacji, wskazuje, że model był udany w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi. Badanie mikroskopowe obrzęku tkanek w błonie podśluzowej i naciekania komórek odpornościowych, jak wykazano za pomocą barwienia HE, służy również jako krytyczny krok w walidacji nasilenia POI.
Modyfikacje protokołu mogą być konieczne w celu optymalizacji wyników lub rozwiązania wszelkich napotkanych problemów. Na przykład, aby dokładnie pokazać zmiany morfologiczne w nabłonku jelitowym, zaleca się osadzenie tkanki jelitowej wraz z jej zawartością za pomocą utrwalacza Carnoya9. Ten unikalny protokół osadzania zapewnia szybkie utrwalenie, co jest niezbędne do zachowania morfologii tkanki. Jeśli jednak cele badacza koncentrują się na nabłonku lub blaszce właściwej, zaleca się zastosowanie ulepszonej szwajcarskiej techniki walcowania do osadzania woskiem preparatu tkanki jelitowej10. Technika ta kompresuje przestrzeń międzyprzestrzenną tkanki jelitowej i zapewnia spójny kierunek kosmków, ułatwiając osadzenie całego jelita cienkiego w jednej próbce zanurzonej w wosku.
Pomimo swojej użyteczności, protokół ma ograniczenia. Jednym z ograniczeń jest poleganie na modelach zwierzęcych, które mogą nie odwzorowywać w pełni złożoności ludzkiej patofizjologii. Ponadto różnice w technice chirurgicznej i indywidualne reakcje myszy mogą wprowadzać zmienność w wynikach. Zgodnie z naszym ostatnim badaniem, stosowanie spójnego operatora jest ważną zasadą zmniejszania zmienności zależnej od operatora. Co więcej, Van i wsp. wprowadzili samodzielnie wykonane urządzenie zdolne do przykładania określonego ciężaru do jelita, zapewniając stały nacisk na IM u różnych myszy11. Takie podejście rzeczywiście okazuje się cenne w utrzymaniu spójności modelu.
Protokół ten stanowi cenny wkład w tę dziedzinę, zapewniając ustandaryzowaną metodę wywoływania POI poprzez operację IM u myszy. Wyjaśniając kluczowe etapy i oferując modyfikacje dotyczące osadzania tkanek i izolacji komórek odpornościowych, protokół ten zwiększa powtarzalność i niezawodność modelowania POI. Wykorzystanie cytometrii przepływowej 7,8 do analizy komórek odpornościowych pozwala na kompleksowe badanie odpowiedzi immunologicznej leżącej u podstaw patogenezy POI, uzupełniając istniejące techniki i poszerzając naszą wiedzę na temat tego złożonego zespołu.
Przedstawiony tutaj protokół jest obiecujący dla przyszłych badań przedklinicznych skoncentrowanych na zrozumieniu i leczeniu POI. Udoskonalając techniki chirurgiczne i optymalizując metody przetwarzania tkanek, naukowcy mogą dalej badać mechanizmy leżące u podstaw powstawania POI i identyfikować nowe cele terapeutyczne. Ponadto kompatybilność protokołu z cytometrią przepływową umożliwia dogłębne profilowanie immunologiczne, otwierając możliwości badania interwencji immunomodulujących mających na celu złagodzenie objawów POI. Ogólnie rzecz biorąc, protokół stanowi podstawę do pogłębienia naszej wiedzy na temat POI i opracowania ukierunkowanych strategii terapeutycznych w celu poprawy wyników leczenia pacjentów.

Pooperacyjna niedrożność jelit (POI) to zespół, który stanowi poważne wyzwanie w dziedzinie zdrowia ludzkiego, szczególnie w leczeniu pacjentów poddawanych operacji jamy brzusznej. Charakteryzuje się opóźnionym powrotem do motoryki przewodu pokarmowego, POI przyczynia się do wydłużenia pobytów w szpitalu i zwiększenia kosztów opieki zdrowotnej, ale nie istnieje żadna ustalona definicja, etiologia ani leczenie1. Ostatnie badania rzuciły światło na kluczową rolę komórek odpornościowych w progresji POI2,3,4, jednak konieczne są dalsze badania, aby wyjaśnić mechanizmy leżące u podstaw tego zjawiska.
W tym protokole wprowadzamy mysi model POI wywołany przez operację wewnątrzbrzuszną, który ściśle naśladuje wpływ operacji jamy brzusznej na przewód pokarmowy. Naszym celem było opracowanie ustandaryzowanej metody modelowania POI u myszy, co umożliwiłoby naukowcom zbadanie jej patofizjologii i zbadanie nowych interwencji terapeutycznych.
Uzasadnieniem dla rozwoju i wykorzystania tej techniki jest potrzeba wiarygodnych modeli przedklinicznych do badania POI. Tradycyjne podejścia do badania POI często nie mają znaczenia translacyjnego lub nie uwzględniają złożonej zależności między czynnikami przyczyniającymi się do tego stanu. Wprowadzając model mysi, który wiernie odwzorowuje scenariusz kliniczny, naukowcy mogą dokładniej badać mechanizmy leżące u podstaw POI i testować potencjalne interwencje terapeutyczne w kontrolowanych warunkach eksperymentalnych.
W porównaniu z alternatywnymi technikami, mysi model POI przedstawiony w tym protokole oferuje kilka zalet. Początkowo połączyliśmy nasze wyniki eksperymentalne z najnowszymi osiągnięciami, aby ustalić ustandaryzowany i powtarzalny protokół wywoływania POI u zwierząt doświadczalnych. Protokół ten ułatwia spójną ocenę funkcji pasażu żołądkowo-jelitowego. Po drugie, zastosowanie barwienia histologicznego i cytometrii przepływowej umożliwiło ocenę obrzęku tkanek, proliferacji i aktywacji komórek odpornościowych, dostarczając cennych informacji na temat procesów zapalnych leżących u podstaw POI5.
W szerszym kontekście literatury, ustanowienie mysiego modelu POI przyczynia się do poszerzenia zakresu badań mających na celu zrozumienie patofizjologii tego schorzenia. Wypełniając lukę między naukami podstawowymi a praktyką kliniczną, modele przedkliniczne odgrywają kluczową rolę w opracowywaniu nowych strategii terapeutycznych dla POI6. Co więcej, dostępność standaryzowanych modeli zwierzęcych zwiększa odtwarzalność i porównywalność wyników badań w różnych laboratoriach. Jednak ten model POI opiera się na stymulacji mechanicznej podczas zabiegu chirurgicznego. Inne formy niedrożności jelit wywołanej stymulacją mogą nie być odpowiednie dla tego modelu. Ponadto podczas planowania eksperymentów z wykorzystaniem tego modelu badacze powinni wziąć pod uwagę takie czynniki, jak przepisy dotyczące dobrostanu zwierząt, względy etyczne i dostępność zasobów.
Podsumowując, wprowadzenie mysiego modelu POI oznacza godny uwagi postęp w badaniach przedklinicznych nad tym wyniszczającym schorzeniem. Dodatkowo zastosowaliśmy barwienie H&E i cytometrię przepływową, aby ocenić obrzęk tkanek oraz proliferację i aktywację komórek odpornościowych. Ustanowienie mysiego modelu POI ułatwiłoby odkrycie mechanizmów POI i promowałoby rozwój nowych terapii POI.

<table><tbody><tr><td>1 M HEPES</td><td>Thermo</td><td>15630080</td><td></td></tr><tr><td>APC przeciw myszom I-A/I-E (MHC-II)</td><td>Biolegend</td><td>107614</td><td></td></tr><tr><td>APC przeciw myszom TCRb</td><td>Biolegend</td><td>109212</td><td></td></tr><tr><td>APC/Cy7 przeciw myszom CD4</td><td>Biolegend</td><td>100414</td><td></td></tr><tr><td>APC/Cy7 przeciw myszom Ly6G</td><td>Biolegend</td><td>127624</td><td></td></tr><tr><td>Brilliant Violet 421 anty-mysz CD69</td><td>Biolegend</td><td>104545</td><td></td></tr><tr><td>Brilliant Violet 421 anty-mysz F4/80</td><td>Biolegend</td><td>123132</td><td></td></tr><tr><td>Brilliant Violet 785 anty-myszy/człowiek CD44</td><td>Biolegend</td><td>103041</td><td></td></tr><tr><td>BUV395 anty-mysie CD8a</td><td>BD</td><td>563786</td><td></td></tr><tr><td>BUV737 anty-mysie CD3e</td><td>BD</td><td>612771</td><td></td></tr><tr><td>Kolagenaza IV</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5138</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop hodowlany</td><td>CKX53</td><td>Olympus</td><td></td></tr><tr><td>Deoksyrybonukleaza I z trzustki bydlęcej (DNaza I)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>DN25-5G</td><td></td></tr><tr><td>DL-Ditiothreitol roztwór</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>43816-10ML</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>EDS-100G</td><td></td></tr><tr><td>FITC anty-mysi CD45</td><td>Biolegend</td><td></td><td></td>147709</tr><tr><td>FITC-dekstran (70 kWM)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>FD70-100MG</td> Test <td>pasażu pokarmowego</td></tr><tr><td>Zestaw do barwienia HE</td><td>solarbio</td><td>G1120</td><td></td></tr><tr><td>PE anty-mysie CD11b</td><td>Biolegend</td><td>101208</td><td></td></tr><tr><td>PE anty-mysie PD-1</td><td>Biolegend</td><td>114118</td><td></td></tr><tr><td>PE/Cy7 anty-mysie CD11c</td><td>Biolegend</td><td>117318</td><td></td></tr><tr><td>Percoll</td><td>GE (Pharmacia)</td><td>17-0891-01</td><td></td></tr><tr><td>Symphony A5 Cytometr przepływowy</td><td>BD-Immunologiczne</td><td></td> <td>wykrywanie i sortowanie komórek</td></tr><tr><td>Tribromoetanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Varioskan LUX</td><td>Thermo</td><td>N16699</td><td>Wielomodowy czytnik mikropłytek</td></tr><tr><td>Zombie Aqua Fixable Zestaw żywotności</td><td>Biolegend</td><td>423102</td><td>Fluorescencyjny Barwnik żywotności&nbsp;</td></tr></tbody></table>

pooperacyjny model mysiej niedrożności jelit

Postoperative Ileus Murine Model

Większość pacjentów doświadcza pooperacyjnej niedrożności jelit (POI) po operacji, co wiąże się ze zwiększoną zachorowalnością, śmiertelnością i czasem hospitalizacji. POI jest konsekwencją uszkodzeń mechanicznych powstałych podczas zabiegu chirurgicznego, skutkujących zaburzeniem motoryki w przewodzie pokarmowym. Mechanizmy POI są związane z nieprawidłową wrażliwością neuronów, upośledzoną funkcją bariery nabłonkowej i zwiększonym miejscowym stanem zapalnym. Szczegóły pozostają jednak enigmatyczne. W związku z tym eksperymentalne modele mysie mają kluczowe znaczenie dla wyjaśnienia patofizjologii i mechanizmu uszkodzenia POI oraz dla opracowania nowych terapii.
Tutaj wprowadzamy mysi model POI generowany za pomocą manipulacji jelitowej (IM), który jest podobny do chirurgii klinicznej; osiąga się to poprzez mechaniczne uszkodzenie jelita cienkiego poprzez masowanie brzucha 1-3 razy wacikiem. Opóźniony pasaż żołądkowo-jelitowy IM 24 godziny po zabiegu, oceniany za pomocą zgłębnika FITC-dekstranu i fluorescencyjnego wykrywania odcinka przewodu pokarmowego. Ponadto badano obrzęk tkanek podśluzówkowych i naciek komórek odpornościowych za pomocą barwienia hematoksyliną i eozyną oraz cytometrii przepływowej. Odpowiednie ciśnienie w jamie mózgowej i efekt przekrwienny w jelicie mają kluczowe znaczenie dla zabiegu. Ten mysi model POI może być wykorzystany do badania mechanizmów uszkodzenia jelit i rekonwalescencji po operacji jamy brzusznej.

W niniejszym protokole POI wywołano chirurgicznie poprzez manipulację jelitową (IM), co odpowiada efektowi operacji klinicznej. W grupie pozorowanej (sham) wykonano nacięcie bez przeprowadzenia IM. Myszy z POI uśpiono 24 h po operacji POI wraz z myszami z grupy kontrolnej sham. Krytyczną funkcję przewodu pokarmowego, jaką jest funkcja transportu treści, wykryto za pomocą zgłębnikowego podania FITC-dekstranu. Model POI uznano za udany, ponieważ intensywność FITC wzrosła w bliższej części jelita cienkiego (Rycyna 2B). Obliczono średnie GCs, aby ilościowo ocenić dysfunkcję transportu w wyniku IM oraz wskazać powtarzalność zabiegu (Rycina 2C).
Barwienie HE wykazało morfologię różnych segmentów przewodu pokarmowego (Rycina 3). Podśluzówka i warstwa mięśni gładkich dwunastnicy oraz jelita krętego uległy obrzękowi 24 h po indukcji POI (Rycina 3A,B). W porównaniu z myszami z grupy sham, barwienie HE dwunastnicy ujawniło zwiększoną infiltrację komórek odpornościowych u myszy z POI (Rycina 3A).
Wielokolorowa analiza cytometryczna jest kluczową metodą badania proporcji, stanu i funkcji komórek odpornościowych. Tkanka jelitowa została poddana trawieniu kolagenazą i deoxyrybonukleazą, a następnie rozdzielona do zawiesiny pojedynczych komórek przeznaczonej do cytometrii przepływowej. Strategię bramkowania zastosowano w celu określenia proporcji limfocytów T CD3 oraz powiązanych subpopulacji wśród LPL (Rysunek 4A). Marker aktywacji i adhezji CD69 oraz ekspresja limfocytów T CD4, limfocytów T CD8 i limfocytów T γδ są podwyższone u myszy z POI (Rysunek 4B)7. Podobnie, proporcja subpopulacji CD44+ PD-1+ (marker aktywacji, różnicowania terminalnego i wyczerpania) wykazała tendencję wzrostową (Rysunek 4C)7. Oprócz limfocytów, proporcje podzbiorów komórek mieloidalnych (neutrofili, komórek dendrytycznych i makrofagów) są również zwiększone po operacji IM (Rysunek 4D)8.
<img alt="Oś czasu operacji myszy, czas trwania głodówki, eksperyment z podawaniem FITC-Dex przez zgłębnik, etapy badań przedklinicznych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66465/66465fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Myszowy modely pooperacyjnego porażenia jelit. (A) Schemat mysiego modelu pooperacyjnego porażenia jelit. (B) Unieruchomienie myszy po znieczuleniu i goleniu. (C) Cięcie chirurgiczne zostało odsłonięte i przykryte sterylną gazą medyczną. (D) Pętle jelitowe zostały wypchnięte z jamy brzusznej przez nacięcie brzuszne i wyeksponowane poprzez ułożenie ich na sterylnej gazie. (E) Całe jelito cienkie zostało odsłonięte za pomocą zwilżonego sterylnego tamponu bawełnianego. (F) Warstwa mięśniowa została zamknięta za pomocą szwu chirurgicznego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66465/66465fig1v2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Rozkład FITC w jelitach; panel A przedstawia przekroje, panel B wykresy intensywności, panel C porównuje centra." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66465/66465fig02v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Test pasażu żołądkowo-jelitowego do oceny funkcji przewodu pokarmowego. W 22,5 h po operacji myszom z grupy sham lub POI podano przez zgłębnik roztwór FITC-dekstranu, a po 90 min uśpiono zwierzęta. (A) Przewód pokarmowy podzielono na 15 segmentów i ponumerowano zgodnie z pozycją fizjologiczną. (B) Intensywność FITC w każdym segmencie przewodu pokarmowego myszy z grupy sham i POI. (C) Obliczone geometryczne centra podanego FITC-dekstranu przedstawiono na wykresach skrzypcowych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66465/66465fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Porównanie histologiczne tkanek dwunastnicy i jelita krętego, grupa sham vs POI, widoki powiększenia 100μm i 25μm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66465/66465fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Reprezentatywne barwienie HE jelita cienkiego myszy z POI. Barwienie HE przekrojów (A) dwunastnicy i (B) jelita krętego myszy z grupy sham i POI. Paski skali: 100 µm lub 25 µm (powiększony obraz wstawki). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66465/66465fig03large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Schematy analizy cytometrii przepływowej: identyfikacja limfocytów CD4, CD8, gd T oraz komórek CD45+, badanie odpowiedzi immunologicznej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66465/66465fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Reprezentatywna analiza cytometrii przepływowej komórek odpornościowych jelita cienkiego od myszy z POI. (A) Strategia bramkowania cytometrii przepływowej dla populacji limfocytów T z tkanek jelita cienkiego myszy z POI 24 h po operacji. (B) Procentowy udział aktywnego markera CD69+ w limfocytach T CD4, limfocytach T CD8 oraz limfocytach T gd z jelita cienkiego myszy w grupie sham oraz POI. (C) Procentowy udział aktywnych markerów CD44+ PD-1+ wśród limfocytów T CD4, limfocytów T CD8 oraz limfocytów T gd w jelitach cienkich myszy w grupie sham oraz POI. (D) Procentowy udział neutrofili (Ly6G+ CD11b+), komórek dendrytycznych (CD11c+ MHC-II+) i makrofagów (CD11b+ F4/80+) wśród żywych komórek odpornościowych CD45+ Aqua- z jelit cienkich myszy w grupie sham oraz POI. Liczba na każdym panelu reprezentuje procent odpowiednich typów komórek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66465/66465fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Opisujemy mysi model pooperacyjnej niedrożności jelit generowany przez manipulację jelitową. Funkcję pasażu pokarmowego, zmiany patologiczne i aktywację komórek odpornościowych oceniano 24 godziny po zabiegu.

Pooperacyjny model mysiej niedrożności jelit

Most patients experience postoperative ileus (POI) after surgery, which is associated with increased morbidity, mortality, and hospitalization time. POI ...

Przedmiotem naszego badania jest odporność jelitowa. Staramy się zilustrować patofizjologię i mechanizm powstawania POI w celu opracowania nowych terapii. Jednym z wyzwań jest ustanowienie spójnych i powtarzalnych modeli eksperymentalnych POI u myszy.Obejmuje to kontrolowanie zmiennych, takich jak techniki chirurgiczne i ocena protokołów opieki nad zwierzętami w celu zminimalizowania zmienności między grupami eksperymentalnymi. Kolejnym wyzwaniem jest zilustrowanie mechanizmów patofizjologicznych leżących u podstaw POI u myszy. Nasz protokół ma na celu ustanowienie powtarzalnego modelu z minimalną zmiennością do badania patofizjologii POI i oceny nowych strategii przeciwzapalnych.Naszym celem jest wypełnienie luki między wynikami przedklinicznymi w modelach mysich a tym, że mają one znaczenie kliniczne u ludzi, zwiększając w ten sposób potencjał wyników eksperymentalnych do przełożenia się na skuteczne metody leczenia POI. Aby rozpocząć, umieść znieczuloną mysz na platformie chirurgicznej. Użyj elektrycznej golarki do włosów, aby usunąć włosy z brzucha.Następnie użyj wacika zwilżonego solą fizjologiczną, aby zetrzeć wszystkie luźne włosy na brzuchu. Całkowicie wyprostuj kończyny, aby odsłonić brzuch i ustaw głowę myszy tak, aby utrzymać czyste drogi oddechowe. Następnie za pomocą wacika nasączonego 75% alkoholem należy dwukrotnie zdezynfekować skórę pola operacyjnego.Następnie użyj suchej, sterylnej gazy medycznej, aby usunąć nadmiar alkoholu z brzucha. Następnie wykonaj nacięcie przez skórę. Za pomocą pęsety unieś mięsień prosty brzucha na środku brzucha i wykonaj małe nacięcie wzdłuż linii środkowej.Upewnij się, że górny brzeg nacięcia znajduje się od sześciu do ośmiu milimetrów od wyrostka mieczykowatego mostka, a dolny brzeg znajduje się od sześciu do ośmiu milimetrów od zewnętrznych narządów płciowych. Następnie umieść gazę wstępnie zwilżoną solą fizjologiczną po obu stronach nacięcia brzucha. Przymocuj gazę za pomocą kleszczy hemostatycznych na górnej i dolnej krawędzi nacięcia, aby ją odsłonić.Po prawidłowym zamocowaniu gazy delikatnie dociśnij do obu stron ściany brzucha dwoma wacikami zwilżonymi solą fizjologiczną. Następnie wyciśnij niewielką ilość rurki jelitowej przez nacięcie i umieść ją na gazie, aby ją odsłonić. Zlokalizuj jelito ślepe.I wyjmij jelito wacikami zwilżonymi solą fizjologiczną do dwóch centymetrów przed żołądkiem, aby uniknąć dotykania trzustki. Przedłuż jelito od bliższego końca więzadła trzustkowo-dwudniowego do dystalnego końca okolicy krętniczo-kątniczej. Następnie wywieraj stały nacisk wzdłuż całego jelita cienkiego od bliższego do dystalnego przez pięć minut, aż pojawią się małe krwawiące plamki.Następnie użyj wstępnie zwilżonych bawełnianych wacików, aby ostrożnie umieścić całe jelito cienkie z powrotem w jamie brzusznej. Następnie delikatnie masuj brzuch po gazie i ścianie brzucha przez trzy do pięciu sekund, aby zapewnić normalne ułożenie jelit i zapobiec niedrożności lub skrętowi pooperacyjnemu. Następnie wstrzyknij 100 mikrolitrów soli fizjologicznej do jamy brzusznej, aby zastąpić utracone płyny i nasmarować tkankę brzuszną.Następnie zdejmij gazę i wykonaj dwuwarstwowe zamknięcie w miejscu nacięcia brzucha. Po zszyciu delikatnie przetrzyj obszar w pobliżu nacięcia brzucha suchą, sterylną gazą medyczną, aby był suchy i czysty z krwi, płynu tkankowego lub zwykłej soli fizjologicznej. Nałóż niewielką ilość medycznego kleju do nacięć na nacięcie i wokół niego, aby uniknąć pękania po operacji.Po wyschnięciu kleju umieść mysz na podgrzewanym kocu w temperaturze 37.5 stopni Celsjusza i monitoruj mysz, aż w pełni się zregeneruje.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Pooperacyjny niedrożność jelit (POI) jest powikłaniem operacji w obrębie jamy brzusznej, prowadzącym do zwiększonej zachorowalności i przedłużonego pobytu w szpitalu. Ze względu na brak strategii profilaktycznych lub terapeutycznych konieczne są intensywne badania. W związku z tym opracowaliśmy zstandaryzowany i wykonalny model mysi, aby zbadać patofizjologię POI oraz przestudiować potencjalne opcje terapeutyczne.

Funkcjonalna ocena motywności jelit i stanu zapalnego ściany jelita u gryzoni: analizy w zestandaryzowanym modelu manipulacji jelitowej

Ten film opisuje szczegółowy protokół resekcji jelita w modelu mysim. Technika ta zapewnia wgląd w zaburzenia wchłaniania żółci wywołane ileektomią, nadmierną akumulację i toksyczność w jelicie myszy.

Model resekcji jelita krętego u myszy: badanie metabolizmu żółci wywołanego ileektomią w modelu mysim

Resekcja jelitowo-kolkowa jest powszechnie wykonywana w wielu chorobach ludzkich; jednak niewiele wiadomo na temat wpływu resekcji jelita na choroby chirurgiczne. Niniejszy artykuł zawiera instrukcje dotyczące wykonywania zabiegu na myszach z dużym powodzeniem, zapewniając środki do badania skutków resekcji krętniczo-okrężnicy w modelach choroby.

Mysia resekcja jelita krętniczo-okrężniczego z zespoleniem pierwotnym

Mysi model nieodwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) jest prezentowany razem z modelem odwracalnego UUO, w którym niedrożność moczowodu jest łagodzona przez zespolenie przerwanego moczowodu z pęcherzem moczowym. Modele te umożliwiają badanie stanu zapalnego i bliznowacenia nerek, a także przebudowy tkanek.

Mysi model nieodwracalnej i odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

Tutaj opisujemy szczegółową procedurę niedokrwienia jelit u myszy, która prowadzi do powtarzalnego uszkodzenia bez śmiertelności, aby zachęcić do standaryzacji tej techniki w całej dziedzinie. Ten model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit może być wykorzystany do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów uszkodzenia i regeneracji.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit

Zależne od jelita cienkiego wchłanianie zwrotne kwasów żółciowych i hamowanie syntezy kwasów żółciowych w wątrobie jest ważne dla homeostazy i zdrowia całego organizmu. W tym badaniu opisujemy mysi model resekcji jelita krętego w celu oceny złego wchłaniania żółci wywołanego przez ileektomię, nadmiernej akumulacji i toksyczności w jelicie myszy.

Nadmierna akumulacja żółci wywołana ileektomią w jelicie myszy

Niedrożność jelit to częściowe lub całkowite zablokowanie jelita, które może powodować silne bóle brzucha, nudności, wymioty i uniemożliwiać oddawanie stolca. Ta procedura tworzenia częściowych zatkań jelit u myszy jest wiarygodna w badaniu mechanizmów leżących u podstaw patologicznego wzrostu i śmierci komórek w jelicie.

Mysi model częściowej niedrożności jelit

Mysia kolostomia dystalna, nowy model dywersyjnego zapalenia jelita grubego u myszy C57BL / 6

Szczegółowo opisujemy klinicznie istotny model raka jelita grubego z przerzutami do wątroby (CRLM) oraz wpływ reperfuzji niedokrwienia wątroby (I/R) na wzrost guza i przerzuty. Model ten może pomóc w lepszym zrozumieniu mechanizmów leżących u podstaw indukowanego przez operację wzrostu przerzutów do wątroby.

Mysi model przerzutowych guzów wątroby w warunkach uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego

Jednoczęściowe obejście dwunastnicy i jelita krętego (SADI-S) to nowa procedura bariatryczna o ważnych efektach metabolicznych. W tym artykule przedstawiamy wiarygodny i powtarzalny model SADI-S u myszy.

Pomostowanie dwunastnicy i jelita krętego z pojedynczym zespoleniem z rękawowym modelem resekcji żołądka u myszy

Poznaj pooperacyjny model niedrożności jelit u myszy, wykorzystujący manipulację jelit do badania patofizjologii i odpowiedzi immunologicznej. Ta metoda umożliwia opracowanie nowych terapii przeciwzapalnych.

Pooperacyjny model mysiej niedrożności jelit

Przeglądaj więcej filmów