Name: Utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej Bradysia (Sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-04-19T14:50:00.000+00:00
Duration: 4 min 26 s
Description: Poznaj protokoły hodowli laboratoryjnej muchówki dolnej Bradysia coprophila, modelowego organizmu do badań nad dynamiką wrzeciona jednobiegunowego i eliminacją chromosomów. Metodyka umożliwia prowadzenie badań genetycznych i rozwojowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Specjalne podziękowania dla poprzednich hodowców B. coprophila (Jacob E. Bliss, Paula Bonazinga, Anne W. Kerrebrock, Ingrid M. Mercer, Heidi S. Smith) i personelu badawczego (szczególnie Roberta Bairda, Michaela S. Foulka, Donny Kubai, Johna M. Urbana, Yutaka Yamamoto) za dopracowanie protokołów hodowlanych. Wstępnych instrukcji dotyczących opieki nad B. coprophila udzielili Helen V. Crouse, Natalia Gabrusewycz-Garcia, Reba M. Goodman, Charles W. Metz i Ellen Rasch. Z podziękowaniami dla Yukiko Yamashita i Anne W. Kerrebrock za przejęcie centrum akcji Bradysia (Sciara). Wielkie podziękowania dla następujących osób za pomocne przygotowanie rysunków: Brian Wiegmann (Rysunek 1), John M. Urban (Rysunek 4 górny panel), Laura Ross (Rysunek 4 dolny panel), Yutaka Yamamoto (Rysunek 5 lewy panel), Leo Kadota (Rysunek 7 i Rysunek 8). Wielkie podziękowania dla Avy Filiss i Brown University Multidisciplinary Laboratory za pomoc w fotografowaniu i filmowaniu. Podziękowania dla Roberta Bairda za komentarze do tego manuskryptu. Nasze badania i utrzymanie B. coprophila były wspierane przez NIH i NSF, w tym najnowsze wsparcie od NIH GM121455 dla SAG. Więcej informacji na temat B. coprophila można znaleźć na stronach internetowych Centrum Hodowli Bradysia (Sciara) (https://sites.brown.edu/sciara/ i https://sciara.wi.mit.edu), które są obecnie budowane.

Bradysia coprophila Lab Protocols and Chromosomal Research

<ol><li>Lewin, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Earth+BioGenome+project%3A+Sequencing+life+for+the+future+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Earth BioGenome project: Sequencing life for the future of life.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 115 (17), 4325-4333 (2018).</li>
<li>Wiegmann, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Episodic+radiations+in+the+fly+tree+of+life%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Episodic radiations in the fly tree of life.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 108 (14), 5690-5695 (2011).</li>
<li>Yeates, D. K., Wiegmann, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogeny+of+Diptera%5BTitle%5D)+AND+%22Manual+of+Afrotropical+Diptera.Suricata%22%5BJournal%5D)">Phylogeny of Diptera.</a> Manual of Afrotropical Diptera.Suricata. 3, 149-161 (2017).</li>
<li>Vilkamaa, P., Burdíková, N., Ševčík, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genus+Spinopygina+gen.+nov.+%28Diptera%2C+Sciaridae%29+from+Western+North+America%3A+Preliminary+molecular+phylogeny+and+description+of+seven+new+species%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">The genus Spinopygina gen. nov. (Diptera, Sciaridae) from Western North America: Preliminary molecular phylogeny and description of seven new species.</a> Insects. 14 (2), 173(2023).</li>
<li>Metz, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome+behavior%2C+inheritance+and+sex+determination+in+Sciara%5BTitle%5D)+AND+%22Amer+Naturalist%22%5BJournal%5D)">Chromosome behavior, inheritance and sex determination in Sciara.</a> Amer Naturalist. 72 (743), 485-520 (1938).</li>
<li>Gerbi, S. A. Unusual chromosome movements in Sciarid flies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGerbi%2C+SA+%22Results+and+Problems+in+Cell+Differentiation.+Vol+13+Germ+Line+-+Soma+Differentiation%22">Results and Problems in Cell Differentiation. Vol 13 Germ Line - Soma Differentiation</a>. Hennig, N. 13, Springer-Verlag. Berlin, Heidelberg. 71-104 (1986).</li>
<li>Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-random+chromosome+segregation+and+chromosome+eliminations+in+the+fly+Bradysia+%28Sciara%29%5BTitle%5D)+AND+%2234%3BNon-Mendelian+Inheritance+and+Meiotic+Drive.%26%2334%3B%2C+Chromosome+Research.%28special+issue%29%22%5BJournal%5D)">Non-random chromosome segregation and chromosome eliminations in the fly Bradysia (Sciara).</a> 34;Non-Mendelian Inheritance and Meiotic Drive.&#34;, Chromosome Research.(special issue). Larracuente, A., Hanlon, S. 30, 273-288 (2022).</li>
<li>Steffan, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+generic+revision+of+the+family+Sciaridae+%28Diptera%29+of+America+North+of+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22University+of+California+Publications+in+Entomology%22%5BJournal%5D)">A generic revision of the family Sciaridae (Diptera) of America North of Mexico.</a> University of California Publications in Entomology. 44, 1-77 (1966).</li>
<li>Shin, S., Jung, S., Menzel, F., Heller, K., Lee, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+phylogeny+of+black+fungus+gnats+%28Diptera%3A+Sciaroidea%3A+Sciaridae%29+and+the+evolution+of+larval+habitats%5BTitle%5D)+AND+%22Molec+Phylogenetics+Evolution%22%5BJournal%5D)">Molecular phylogeny of black fungus gnats (Diptera: Sciaroidea: Sciaridae) and the evolution of larval habitats.</a> Molec Phylogenetics Evolution. 66 (3), 833-846 (2013).</li>
<li>Mohrig, W., Heller, K., Hippa, H., Vilkamaa, P., Menzel, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revision+of+the+black+fungus+gnats+%28Diptera%3A+Sciaridae%29+of+North+America%5BTitle%5D)+AND+%22Studia+Dipterologica%22%5BJournal%5D)">Revision of the black fungus gnats (Diptera: Sciaridae) of North America.</a> Studia Dipterologica. 19 (1-2), 141-286 (2013).</li>
<li>Ševčík, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+phylogeny+of+the+megadiverse+insect+infraorder+Bibionomorpha+sensu+lato+%28Diptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">Molecular phylogeny of the megadiverse insect infraorder Bibionomorpha sensu lato (Diptera).</a> PeerJ. 4, e2563(2016).</li>
<li>Menzel, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pseudolycoriella+hygida+%28Sauaia+and+Alves%29-An+overview+of+a+model+organism+in+genetics%2C+with+new+aspects+in+morphology+and+systematics%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">Pseudolycoriella hygida (Sauaia and Alves)-An overview of a model organism in genetics, with new aspects in morphology and systematics.</a> Insects. 15 (2), 118(2024).</li>
<li>Meigen, J. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMeigen%2C+JW+%22Klassifikazion+und+Beschreibung+der+europ%C3%A4ischen+zweifl%C3%BCgligen+Insekten+%28Diptera+Linn%29%22">Klassifikazion und Beschreibung der europäischen zweiflügligen Insekten (Diptera Linn)</a>. 1 (1), Karl Reichard. Braunschweig. (1804).</li>
<li>Johannsen, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fungus+gnats+of+North+America+part+I%5BTitle%5D)+AND+%22Maine+Agricultural+Experimental+Station+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The fungus gnats of North America part I.</a> Maine Agricultural Experimental Station Bulletin. 172, 209-276 (1909).</li>
<li>Johannsen, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycetophilidae+of+North+America%5BTitle%5D)+AND+%22Maine+Agricultural+Experimental+Station+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Mycetophilidae of North America.</a> Maine Agricultural Experimental Station Bulletin. 200, 57-146 (1912).</li>
<li>Urban, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bradysia+%28Sciara%29+coprophila+larvae+up-regulate+DNA+repair+pathways+and+down-regulate+developmental+regulators+in+response+to+ionizing+radiation%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Bradysia (Sciara) coprophila larvae up-regulate DNA repair pathways and down-regulate developmental regulators in response to ionizing radiation.</a> Genetics. (3), (2024).</li>
<li>Hodson, C. N., Jaron, K. S., Gerbi, S., Ross, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene-rich+germline-restricted+chromosomes+in+black-winged+fungus+gnats+evolved+through+hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Gene-rich germline-restricted chromosomes in black-winged fungus gnats evolved through hybridization.</a> PLoS Biology. 20 (2), e3001559(2021).</li>
<li>Urban, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+contiguity+de+novo+genome+assembly+and+DNA+modification+analyses+for+the+fungus+fly%2C+Sciara+coprophila%2C+using+single-molecule+sequencing%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genomics%22%5BJournal%5D)">High contiguity de novo genome assembly and DNA modification analyses for the fungus fly, Sciara coprophila, using single-molecule sequencing.</a> BMC Genomics. 22, 643(2021).</li>
<li>Baird, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+evolution+of+a+maternally+acting+sex-determining+supergene+in+a+fly+with+single-sex+broods%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Evol%22%5BJournal%5D)">Recent evolution of a maternally acting sex-determining supergene in a fly with single-sex broods.</a> Mol Biol Evol. 40 (7), (2023).</li>
<li>Yamamoto, Y., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+ends+meet%3A+targeted+integration+of+DNA+fragments+by+genome+editing%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Making ends meet: targeted integration of DNA fragments by genome editing.</a> Chromosoma. 127 (4), 405-420 (2018).</li>
<li>Yamamoto, Y., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+transformation+for+genome+editing+of+an+emerging+model+organism%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%22%5BJournal%5D)">Development of transformation for genome editing of an emerging model organism.</a> Genes. 13 (7), 1108-1124 (2022).</li>
<li>Metz, C. W., Smith, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Further+observation+on+the+nature+of+the+x-prime+%28X%27%29+chromosome+in+Sciara%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Further observation on the nature of the x-prime (X') chromosome in Sciara.</a> Proc Nat Acad Sci USA. 17 (4), 195-198 (1931).</li>
<li>Crouse, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X-ray+induced+sex-linked+recessive+lethals+and+visibles+in+Sciara+coprophila%5BTitle%5D)+AND+%22Amer+Naturalist%22%5BJournal%5D)">X-ray induced sex-linked recessive lethals and visibles in Sciara coprophila.</a> Amer Naturalist. 95 (880), 21-26 (1961).</li>
<li>Metz, C. W., Ullian, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+identification+of+the+sex+chromosomes+in+Sciara+%28Diptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Genetic identification of the sex chromosomes in Sciara (Diptera).</a> Proc Nat Acad Sci USA. 15 (2), 82-85 (1929).</li>
<li>Crouse, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X+heterochromatin+subdivision+and+cytogenetic+analysis+in+Sciara+coprophila+%28Diptera%2C+Sciaridae%29.+I.+Centromere+localization%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">X heterochromatin subdivision and cytogenetic analysis in Sciara coprophila (Diptera, Sciaridae). I. Centromere localization.</a> Chromosoma. 63, 39-55 (1977).</li>
<li>Crouse, H. V., Gerbi, S. A., Liang, C. M., Magnus, L., Mercer, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization+of+ribosomal+DNA+within+the+proximal+X+heterochromatin+of+Sciara+coprophila+%28Diptera%2C+Sciaridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Localization of ribosomal DNA within the proximal X heterochromatin of Sciara coprophila (Diptera, Sciaridae).</a> Chromosoma. 64 (4), 305-318 (1977).</li>
<li>Crouse, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X+heterochromatin+subdivision+and+cytogenetic+analysis+in+Sciara+coprophila+%28Diptera%2C+Sciaridae%29.+II.+The+controlling+element%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">X heterochromatin subdivision and cytogenetic analysis in Sciara coprophila (Diptera, Sciaridae). II. The controlling element.</a> Chromosoma. 74, 219-239 (1979).</li>
<li>Mok, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+the+DNA+puff+expanded+state+is+independent+of+active+replication+and+transcription%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Maintenance of the DNA puff expanded state is independent of active replication and transcription.</a> Chromosoma. 110 (3), 186-196 (2001).</li>
<li>Smith-Stocking, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+studies+on+selective+segregation+of+chromosomes+in+Sciara+coprophila+Lintner%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic studies on selective segregation of chromosomes in Sciara coprophila Lintner.</a> Genetics. 21 (4), 421-443 (1936).</li>
<li>Gabrusewycz-Garcia, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytological+and+autoradiographic+studies+in+Sciara+coprophila+salivary+gland+chromosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Cytological and autoradiographic studies in Sciara coprophila salivary gland chromosomes.</a> Chromosoma. 15, 312-344 (1964).</li>
<li>Wu, N., Liang, C., DiBartolomeis, S. M., Smith, H. S., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+progression+of+DNA+puffs+in+Sciara+coprophila%3A+amplification+and+transcription%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Developmental progression of DNA puffs in Sciara coprophila: amplification and transcription.</a> Dev Biol. 160 (1), 73-84 (1993).</li>
<li>Yamamoto, Y., Gustafson, E. A., Foulk, M. S., Smith, H. S., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+and+evolution+of+a+DNA+replication+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosoma%22%5BJournal%5D)">Anatomy and evolution of a DNA replication origin.</a> Chromosoma. 130 (2-3), 199-214 (2021).</li>
<li>Misof, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenomics+resolves+the+timing+and+pattern+of+insect+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution.</a> Science. 346 (6210), 763-767 (2014).</li>
<li>Bertone, M. A., Courtney, G. W., Wiegmann, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phylogenetics+and+temporal+diversification+of+the+earliest+true+flies+%28Insecta%3A+Diptera%29+based+on+multiple+nuclear+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Syst+Entomol%22%5BJournal%5D)">Phylogenetics and temporal diversification of the earliest true flies (Insecta: Diptera) based on multiple nuclear genes.</a> Syst Entomol. 33, 668-687 (2008).</li>
<li>de Saint Phalle, B., Sullivan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incomplete+sister+chromatid+separation+is+the+mechanism+of+programmed+chromosome+elimination+during+early+Sciara+coprophila+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Incomplete sister chromatid separation is the mechanism of programmed chromosome elimination during early Sciara coprophila embryogenesis.</a> Development. 122 (12), 3775-3784 (1996).</li>
<li>de Saint Phalle, B., Oldenbourg, R., Kubai, D., Salmon, E. D., Gerbi, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paternal+chromosome+elimination+and+X+non-disjunction+on+asymmetric+spindles+in+Sciara+male+meiosis%5BTitle%5D)+AND+%22BioRxiv%22%5BJournal%5D)">Paternal chromosome elimination and X non-disjunction on asymmetric spindles in Sciara male meiosis.</a> BioRxiv. , (2021).</li>
<li>Bath, J. D., Sponsler, O. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+alternative+method+for+the+culture+of+Sciara+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">An alternative method for the culture of Sciara larvae.</a> Science. 109 (2828), 255(1949).</li>
<li>Forer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crane+fly+spermatocytes+and+spermatids%3A+A+system+for+studying+cytoskeletal+components%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Crane fly spermatocytes and spermatids: A system for studying cytoskeletal components.</a> Methods Cell Biol. 25, Pt B 227-252 (1982).</li>
<li>Gillespie, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+rearing+method+for+fungus+gnats+Corynoptera+sp.+%28Diptera%3A+Sciaridae%29+with+notes+on+life+history%5BTitle%5D)+AND+%22J+Entomol+Soc+Br+Colum%22%5BJournal%5D)">A simple rearing method for fungus gnats Corynoptera sp. (Diptera: Sciaridae) with notes on life history.</a> J Entomol Soc Br Colum. 83, 45-48 (1986).</li>
<li>Gardiner, R. B., Jarvis, W. R., Shipp, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ingestion+of+Pythium+spp.+by+larvae+of+the+fungus+gnat+Bradysia+impatiens+%28Diptera%3A+Sciaridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Appl+Biol%22%5BJournal%5D)">Ingestion of Pythium spp. by larvae of the fungus gnat Bradysia impatiens (Diptera: Sciaridae).</a> Ann Appl Biol. 116, 205-212 (1990).</li>
<li>Hungerford, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sciara+maggots+injurious+to+potted+plants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Econ+Entomol%22%5BJournal%5D)">Sciara maggots injurious to potted plants.</a> J Econ Entomol. 9 (6), 538-549 (1916).</li>
<li>Thomas, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+rearing+mushroom+insects+and+mites%5BTitle%5D)+AND+%22Entomol+News%22%5BJournal%5D)">A method for rearing mushroom insects and mites.</a> Entomol News. 40, 222-225 (1929).</li>
<li>Austin, M. D., Pitcher, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+laboratory+method+for+rearing+Sciara+and+phorid+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Entomol+Mon+Mag%22%5BJournal%5D)">A laboratory method for rearing Sciara and phorid flies.</a> Entomol Mon Mag. 72, No. 860 12-15 (1936).</li>
<li>Butt, F. H. Culture of Sciara. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aButt%2C+FH+%22Culture+methods+for+invertebrate+animals%22">Culture methods for invertebrate animals</a>. Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. , Comstock Publ. Co. Ithaca. 400-401 (1937).</li>
<li>Hudson, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+greenhouse+sciarid+fly+populations+using+Tetradonema+plicans+%28Nematoda%3A+Mermithoidea%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invert+Pathol%22%5BJournal%5D)">Regulation of greenhouse sciarid fly populations using Tetradonema plicans (Nematoda: Mermithoidea).</a> J Invert Pathol. 23 (1), 85-91 (1974).</li>
<li>Wilkinson, J. D., Daughterty, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+development+of+Bradysia+impatiens+%28Diptera%3A+Sciaridae%29+under+constant+and+variable+temperatures%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Entomol+Soc+Am%22%5BJournal%5D)">Comparative development of Bradysia impatiens (Diptera: Sciaridae) under constant and variable temperatures.</a> Ann Entomol Soc Am. 63 (4), 1079-1083 (1970).</li>
</ol>

Autor nie ma do zadeklarowania konfliktu interesów.

Przedstawione tutaj protokoły hodowli B. coprophila będą przydatne dla naukowców, którzy chcą hodować ten organizm w swoich laboratoriach w celu przeprowadzenia eksperymentów mających na celu zagłębienie się w jego unikalne cechy biologiczne. Wstępny opis metody karmienia przy użyciu drożdży i proszku grzybowego rozsypanych na bazie agaru w celu utrzymania B. coprophila29 został wykorzystany w laboratorium w Metz do hodowli 14 różnych gatunków much Sciarid5. Następnie zaobserwowano, że dodatek pokrzywy i/lub szpinaku w proszku dodatkowo zwiększył witalność B. coprophila (Gabrusewycz-Garcia, komunikacja osobista). Metody te okazały się skuteczne w utrzymaniu pokrewnych gatunków w obrębie rodziny Sciaridae, w tym Bradysia impatiens i Lycoriella ingenua , które są obecnie w kulturze (Robert Baird, komunikacja osobista).
Inne metody (takie jak alternatywne metody karmienia opisane poniżej) zostały wypróbowane w celu wyhodowania B. coprophila, ale opisane tutaj protokoły zostały zoptymalizowane tak, aby uzyskać najkorzystniejszy stosunek larw na powierzchnię agaru, aby uzyskać najbardziej płodne tłuste dorosłe osobniki i zminimalizować rozwój pleśni. Aby zwiększyć skalę, masowe kojarzenie można przeprowadzić w szklanych fiolkach, jak opisano w protokole 2 powyżej. Alternatywnie, kilka (2-4) dorosłych samic można umieścić razem z dwukrotnie większą liczbą dorosłych samców w kolbie, takiej jak ta używana do hodowli Drosophila (jednorazowa 6 uncji = 177,4 ml kwadratowej butelki polipropylenowej Drosophila ). W obu przypadkach badacz musi być w pełni pewien, że w kolbie znajdują się tylko wszystkie matki płci żeńskiej lub wszystkie matki płci męskiej.
Karm tylko larwy, ponieważ poczwarki i dorosłe osobniki nie jedzą. Nie należy podawać fiolki, jeśli larwy zamieniły się w poczwarki (oznaką tego jest pojawienie się pierwszych wcześnie pojawiających się dorosłych much). Po zamknięciu ciała dorosłego osobnika należy umieścić fiolki w chłodniejszym inkubatorze (np. o temperaturze 16 °C), jeśli jest dostępna, ponieważ pozwoli to dorosłym osobnikom żyć dłużej. Karmić trzy razy w tygodniu (np. w poniedziałek, środę, piątek), zwiększając ilość pokarmu podawanego w fiolce wraz z wiekiem larw. Karm się hojnie, a zostaniesz nagrodzony tłustymi, płodnymi dorosłymi. Jeśli jednak nakarmisz za dużo, pojawi się biała pleśń, co jest znakiem, aby zmniejszyć ilość jedzenia, które odkładasz w fiolce. Ponadto, jeśli karmisz za dużo, na wierzchu agaru pojawi się gruba podkładka z jedzeniem, która utrudni dorosłym wynurzanie się (możesz usunąć podkładkę za pomocą kleszczy, ale uważaj, aby nie wyjmować larw za pomocą podkładki - najlepiej, aby w ogóle tego nie robić). Fiolki z niewielką liczbą larw (oznaczone jako "kilka") potrzebują mniej pokarmu. Jeśli karmisz za mało, larwy będą wspinać się po ściankach fiolki w poszukiwaniu pożywienia. Niedożywione larwy skutkują małymi dorosłymi osobnikami, które są mniej płodne.
Alternatywne metody karmienia Próbowano różnych metod, aby karmić larwy tylko raz w stadium larwalnym, a nie 3 razy w tygodniu. B. coprophila nie będzie rosła na pokarmie w stylu Drosophila . John Urban (komunikacja osobista) próbował zmieszać pokarm B. coprophila z agarem, ale wyrosło zbyt dużo pleśni. Odkrył, że dodanie dwóch inhibitorów pleśni (tegoseptu i kwasu propionowego) w połączeniu i osobno, próbując kilku różnych stężeń, było toksyczne dla B. coprophila na poziomach, które hamują pleśń. Agar powinien mieć pH 6-7 (obojętne), ponieważ B. coprophila choruje przy kwaśnym pH (jak w przypadku kwasu propianowego). Alternatywnie, aby uniknąć karmienia trzy razy w tygodniu, próbował użyć szpatułki lub strzykawki bez igły, aby dozować gęstą pastę drożdżową (aktywne suche drożdże Red Star zmieszane z niewielką ilością wody destylowanej w celu ich zwilżenia) jako porcję na wierzchu agaru w każdej fiolce tydzień po kryciu (tj. mniej więcej w czasie, gdy larwy zaczną się wyłaniać).
Inną metodą uniknięcia karmienia trzy razy w tygodniu jest dodanie żywej kultury grzybów do każdej fiolki. Bath i Sponsler37 stwierdzili, że pochyła powierzchnia agaru z pożywką Sabouraud powinna być pokryta kulturą grzybów z rodzaju Chaetoconidia (najlepiej) lub Baplosporangia lub Xllescheria. Grzyb był uprawiany od kilku dni do tygodnia przed wprowadzeniem B. coprophila . Po tym nie było potrzeby karmienia. Wariant tej metody stosowała również Ellen Rasch (komunikacja osobista). W naszych rękach fiolki były zbyt mokre tą metodą i larwy utonęły, ale można było spróbować ponownie, aby zoptymalizować liczbę larw w stosunku do fiolek z żywymi grzybami.
Arthur Forer (komunikacja osobista) odniósł pewne sukcesy w hodowli B. coprophila w taki sam sposób, jak muchy żurawi38. Dzięki takiemu podejściu poczwarki były hodowane na wilgotnym papier mâché. Następnie dorosłe osobniki zostały pokryte, a jaja zostały złożone na świeżym, wilgotnym papier mâché. Powstałe larwy trzymano na papier mâché na szalkach Petriego i karmiono sproszkowanymi liśćmi pokrzywy dwa razy w tygodniu. Poczwarki umieszczono w klatce, aby powtórzyć cykl.
Yukiko Yamashita (komunikacja osobista) bezskutecznie próbowała hodować B. coprophila na glebie, naśladując warunki, w których występują w naturze w roślinach doniczkowych i szklarniach o wysokiej wilgotności. Jednak pleśń może stać się problemem, gdy poziom wilgotności zostanie podniesiony. Niemniej jednak wilgotna gleba została z powodzeniem wykorzystana do hodowli larw Pseudolycoriella (wcześniej Bradysia) hygida w plastikowych pudełkach z wilgotną glebą; karmione są rozłożonymi liśćmi ostrokrzewu paragwajskiego, uzupełnionymi w późnym okresie larwalnym 1,2% ekstraktem drożdżowym, 1,4% skrobią kukurydzianą, 0,8% mąką owsianą, 1,2% agarem12. Podobnie wilgotną glebę można zastąpić wilgotnym mchem torfowym z pokruszoną fasolą, aby wyhodować muchy Sciarid39,40.
Jeszcze inne metody zostały zastosowane do utrzymania laboratoryjnych kultur Bradysii: (i) autoklawizowany ziemniak, do którego dodaje się drożdże i suszony nawózkrwi41; ii) obornik 42,43,44, do którego można dodać zaschniętą krew 45; (iii) plastikowe pojemniki z wacikami i zwilżonymi ręcznikami papierowymi ze zmielonymi ziarnami soi46.
Roztocza Roztocza mogą być przenoszone z Drosophila na B. coprophila. Aby to zminimalizować, najlepiej trzymać B. coprophila w osobnym inkubatorze lub pomieszczeniu, nie w pobliżu stad Drosophila . Ponadto wszelkie prace pielęgnacyjne B. coprophila należy wykonywać wcześnie rano przed kontaktem z Drosophila. Roztocza mogą być również przenoszone na B. coprophila z roślin doniczkowych, więc nie trzymaj roślin w tym samym pomieszczeniu co B. coprophila. Jeśli roztocza zaatakują fiolki, można je zobaczyć jako małe białe kuliste organizmy pełzające po ciele B. coprophila. Zabiegi chemiczne, które działają w celu zniszczenia roztoczy u Drosophila, nie mogą być stosowane w przypadku B. coprophila, ponieważ chemikalia zabijają B. coprophila (B. coprophila jest również wrażliwy na opary organiczne, takie jak fenol). Jedynym sposobem na pozbycie się roztoczy z B. coprophila jest ręczne zebranie zarodków na płytce agarowej, zbadanie każdego z nich pod kątem braku roztoczy, a następnie przeniesienie ich do świeżych fiolek z agarem za pomocą cienkiego pędzla. Zatyczki z gazy wypełnione bawełną i flugi z pianki octanu celulozy (stosowane w fiolkach polipropylenowych Drosophila ) pomagają zapobiegać przedostawaniu się roztoczy do fiolek.
Przydatność protokołów hodowlanych Opisane tutaj protokoły umożliwią rosnącej społeczności naukowców wyhodowanie B. coprophila jako nowego/starego wyłaniającego się organizmu modelowego w celu zbadania jego unikalnych cech biologicznych. Nowe grupy laboratoryjne są zachęcane do przyłączenia się do rosnącej społeczności w celu utrzymania i zbadania unikalnych cech biologicznych Bradysia (Sciara).

Pełne zrozumienie zasad biologicznych wymaga badania wielu różnorodnych organizmów obejmujących Drzewo Życia. Chociaż do końca XIX wieku opisano szeroki zakres organizmówth wieku, do połowy XXth przez stulecie badania eksperymentalne ograniczały się do garstki, nie więcej niż tuzina organizmów modelowych. Wraz z nadejściem ery genomiki i dążeniem do zsekwencjonowania genomów wszystkich gatunków w Drzewie Życia1jesteśmy obecnie w stanie poszerzyć zakres organizmów wykorzystywanych w eksperymentach laboratoryjnych i w pełni wykorzystać korzyści płynące z ich różnorodności. Warunkiem koniecznym tak szerokiego wprowadzenia nowych organizmów modelowych do badań jest możliwość ich utrzymania w warunkach laboratoryjnych. W niniejszym opracowaniu opisano protokoły hodowli jednego z takich nowo wprowadzonych/ponownie odkrytych organizmów modelowych.
Większość życia zwierzęcego na Ziemi stanowią cztery nadrzędy owadów2. Wśród owadów istnieje około 158 000 gatunków Diptera (muchowców)3, z czego około 3000 gatunków należy do rodziny Sciaridae (ciemnice)4. Muszka owocowa Drosophila jest najlepiej zbadanym przedstawicielem muchowców. Niższy muchowiec (Nematocera), Bradysia (wcześniej nazywany Sciara) coprophila, oddzielił się 200 milionów lat temu od Drosophila, która jest muchowcem „wyższym” (Brachycera). W związku z tym B. coprophila znajduje się w korzystnej pozycji taksonomicznej do badań porównawczych z D. melanogaster (Rycina 1). Co więcej, B. coprophila posiada wiele unikalnych cech biologicznych, które same w sobie są warte badań5,6,7. Wiele z tych cech narusza zasadę stałości DNA, według której wszystkie komórki organizmu mają taką samą zawartość DNA. U B. coprophila (i) genom ojcowski jest eliminowany na wrzecionie jedbiegunowym podczas pierwszej mejozy u samców; (ii) występuje niepodział dyady X podczas drugiej mejozy u samców; (iii) chromosomy ograniczone do linii zarodkowej (L) są eliminowane z somy; oraz (iv) jeden lub dwa chromosomy X są eliminowane we wczesnym embrionie w zależności od płci osobnika. Imprinting chromosomowy służący odróżnieniu homologów macierzystych od ojcowskich został po raz pierwszy odkryty u B. coprophila i bierze udział w wielu z tych zdarzeń eliminacji chromosomów. Oprócz eliminacji chromosomów, inne odstępstwo od stałości DNA zachodzi poprzez regulowaną rozwojowo, specyficzną dla locus amplifikację DNA w locus „puff” w politennych chromosomach ślinianek larwalnych. Badania nad tymi unikalnymi cechami wymagają utrzymania B.coprophila w warunkach laboratoryjnych; szczegóły dotyczące ich hodowli zostały przedstawione tutaj, aby ułatwić prowadzenie takich badań.
<img alt="Schemat drzewa filogenetycznego owadów przedstawiający relacje między Diptera a Hymenoptera oraz gałęzie ewolucyjne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig01v3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Filogeneza Bradysia (Sciara) coprophila. Popularne organizmy modelowe zaznaczono niebieską czcionką, a ich rzędy taksonomiczne czerwoną czcionką. Bradysia i inne ziemiórki z rodziny Sciaridae, a także komary, to muchówki z grupy dipterów niższych (dawniej podrząd Nematocera), natomiast gatunki Drosophila to muchówki z grupy dipterów wyższych (podrząd: Brachysera). Informacje po lewej stronie rysunku pochodzą z pracy Misof i wsp.33; informacje po prawej stronie pochodzą z prac Bertone i wsp.34 oraz Wiegmann i wsp.2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Wcześniej rodzaj Sciara posiadał największą liczbę gatunków (700) spośród wszystkich eukariotów, co skłoniło Steffana do ich podziału8. Następnie Shin zaproponował podział rodziny Sciaridae na podrodzinę Sciarinae (obejmującą sześć rodzajów, w tym Sciara, Trichosia i Leptosciarella), podrodzinę Megalosphyinae (w tym rodzaj Bradysia) oraz trzy inne grupy (w tym Pseudolycoriella)9. Filogeneza Sciaridae była w ostatnich latach dalej badana przez kilka grup9,10,11. W ciągu ostatnich kilku dekad zmieniły się nazwy wielu organizmów z rodziny Sciaridae12. Chociaż większość literatury z okresu ponad stu lat odnosi się do badanego przez nas organizmu jako Sciara coprophila, jego obecna nazwa taksonomiczna to Bradysia coprophila (syn. Bradysia tilicola i inne synonimy)10. Występują one na całym świecie i są powszechnie znane jako ziemiórki, ponieważ żywią się grzybami i innymi grzybniami. Po raz pierwszy zostały opisane w 1804 roku przez Meigena13 w Europie, a następnie przez Johannsena14,15 w Ameryce Północnej. B. coprophila została zebrana w Cold Spring Harbor Laboratory, a populacje laboratoryjne zostały założone przez Charlesa Metza na początku XX wieku, gdy był on doktorantem na Uniwersytecie Columbia u Thomasa Hunt Morgana. Tym samym obecne populacje odzwierciedlają wiek inbredu. Podobnie biologia B. coprophila została dalej wyjaśniona dzięki dziesięcioleciom badań cytogenetycznych prowadzonych przez Helen Crouse (która przygotowywała doktorat pod kierunkiem Barbary McClintock).
W latach 30. XX wieku Bradysia (Sciara) konkurowała z Drosophila melanogaster jako system modelowy w badaniach genetycznych. Pomimo wielu unikalnych cech biologicznych, B. coprophila została wyparta przez D. melanogaster jako popularny organizm modelowy, ponieważ do badań genetycznych potrzebne były mutacje fenotypowe indukowane promieniowaniem, które łatwiej było uzyskać u tej drugiej, mimo że B. coprophila jest tylko nieznacznie bardziej odporna na promieniowanie gamma niż D. melanogaster16. W nowoczesnej erze genomiki nie jest to już problemem. Ponieważ niedawno udostępniono sekwencję genomu17,18,19 (Urban, Gerbi i Spradling, dane nie pokazane) oraz metody transformacji20,21 (Yamamoto i Gerbi, dane nie pokazane) dla B. coprophila, nadszedł czas, aby wykorzystać ją jako nowy/stary wyłaniający się system modelowy, o czym świadczy rosnąca społeczność naukowców, którzy przyjęli ją w swoich badaniach. Niniejszy artykuł opisuje procedury dotyczące jej utrzymania w warunkach laboratoryjnych.
B. coprophila nie posiada chromosomu Y, a płeć potomstwa jest determinowana przez matkę. Samice posiadające chromosom X' („X-prime”) z długą inwersją paracentryczną będą miały tylko córki, podczas gdy samice homozygotyczne pod kątem standardowego (nieodwróconego) chromosomu X będą miały tylko synów5 (Rycina 2). Informacje sekwencyjne są dostępne dla chromosomu X'19, jednak mechanizm molekularny, w jaki sposób chromosom X' determinuje żeńską płeć potomstwa, pozostaje do wyjaśnienia. Samce nigdy nie posiadają chromosomu X', a po zapłodnieniu samice są X'X (heterozygotyczne pod kątem X') lub XX. Dorosłe samice X'X można odróżnić od samic XX za pomocą markerów fenotypowych na skrzydłach (Rycina 3). Samice X'X (które będą miały tylko córki) można rozpoznać po dominującym markerze skrzydłowym Wavy (W) na X' (jak w linii HoLo2)22. Alternatywnie, samice XX (które będą miały tylko synów) można rozpoznać po recesywnym markerze skrzydłowym petite (p) na X, jak w linii 91S23. W tym przypadku samice X'Xp będą miały skrzydła o pełnej długości (nie petite) i będą miały tylko córki. Linia 6980 niesie recesywny marker na chromosomie X dla spuchniętych (sw) żyłek24, a także dominujący marker Wavy na X', co umożliwia zastosowanie dwóch markerów do selekcji w krzyżówkach. Stopień ekspresji Wavy może być zmienny i wydaje się słabszy w przepełnionych fiolkach, gdzie dostępność pokarmu jest ograniczona, lub gdy temperatura staje się zbyt wysoka. Fenotyp skrzydła Wavy jest wyjątkowo silny, jeśli larwy są przechowywane w chłodni (4°-8 °C) zamiast w zwykłej temperaturze 21 °C. Chociaż recesywny marker skrzydła petite nie jest zmienny i jest bardzo łatwy do zidentyfikowania, linie 91S są stosowane rzadziej, ponieważ są mniej zdrowe niż linia HoLo2. Schematy kojarzenia B. coprophila są tutaj przedstawione (Rycina 2) i szczegółowo opisane dla linii HoLo2, 7298 i W14 (Plik uzupełniający 1), linii 91S (Plik uzupełniający 1), linii 6980 (Plik uzupełniający 1) oraz linii z translokacją (Plik uzupełniający 1). Linie z translokacją nie istnieją już obecnie; były to translokacje wzajemne heterochromomerów (H1, H2 i H3) na krótkim ramieniu X, który zawiera geny rybosomalnego RNA25,26,27.
<img alt="Schemat dziedziczenia genetycznego; cechy sprzężone z płcią; formowanie gamet; rozwój zygoty; chromosom X." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Schemat krzyżowania B. coprophila. Organizm ten nie posiada chromosomu Y (soma samca posiada pojedynczy chromosom X); matki determinują płeć swojego potomstwa. Matki XX mają tylko synów, a samice X'X mają tylko córki. Chromosom X' wykazuje długą inwersję paracentryczną w porównaniu z chromosomem X. Linia ojcowskia lub matczyna chromosomu X (lub X') jest oznaczona na tym rysunku odpowiednio kolorem niebieskim lub czerwonym. Plemniki są haploidalne w odniesieniu do autosomów, lecz posiadają dwie kopie chromosomu X na skutek niedzielenia się w mejozie II. Linia somatyczna wczesnych embrionów eliminuje jedną lub dwie kopie pochodzącego od ojca chromosomu X, w zależności od tego, czy będą one samicami czy samcami. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Porównanie morfologii skrzydeł owadów; adnotacje cech; obraz mikroskopowy, badanie biologiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rysunek 3Fenotypy skrzydeł u B. coprophila. Przedstawiono dorosłe samice much o różnych fenotypach skrzydeł: (A) proskrzydłe (XX), (B) Faliste skrzydła (X'WX), (C) ekstremalnie pofalowane skrzydła (X'WX) fenotyp o pomarszczonym wyglądzie po przechowywaniu larw w chłodnim, (D) małe skrzydło (XpXp), które przypomina skrzydło westygialne, (E) proste skrzydło z typem dzikim (XX) i nieopuchniętymi żyłkami, (F) proste skrzydło z nabrzmiałymi żyłkami (XswXsw), w którym małe pęcherzyki (czarne strzałki) pojawiają się na górnej krawędzi skrzydła i/lub w pobliżu wierzchołka obu skrzydeł, (Gekstremalny przykład postaci „swollen”, w której pęcherz (biała strzałka) występuje na jednym lub obu skrzydłach. Samce nie posiadają chromosomu X' i w związku z tym nigdy nie wykazują fenotypu „Wavy”, jednak w linii 91S lub 6980 posiadają odpowiednio skrzydła typu „petite” lub „swollen”. Pasek skali = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Celem utrzymania populacji jest przeprowadzanie krzyżówek w taki sposób, aby połowa z nich pochodziła od matek produkujących osobniki żeńskie, a druga połowa od matek produkujących osobniki męskie, co pozwala na uzyskanie równej liczby dorosłych samic i samców w kolejnym pokoleniu do dalszych krzyżówek. Wymaga to jednak planowania, ponieważ cykl życiowy samców jest krótszy niż samic, a dorosłe samce wykluwają się nawet tydzień przed dorosłymi samicami. Natura kompensuje tę asynchronię między płciami poprzez to, że embriony samców wykluwają się jako larwy 1-2 dni po larwach samic z krzyżówki przeprowadzonej w tym samym terminie. Aby jednak zapewnić dostępność dorosłych samców i samic w tym samym czasie do krzyżówek laboratoryjnych, rozwój samic można nieco przyspieszyć, pozostawiając fiolki z larwami samic w temperaturze pokojowej zamiast w 21 °C lub umieszczając fiolki z larwami samców w nieco niższych temperaturach (np. 16 °C). Innym, bardziej niezawodnym sposobem jest przeprowadzanie krzyżówek z matkami produkującymi samice w poniedziałek, a krzyżówek z matkami produkującymi samców w piątek tego samego tygodnia. Najprostsza metoda, którą stosujemy, polega na przeprowadzaniu krzyżówek z matkami produkującymi samice i samców w tym samym dniu każdego tygodnia oraz powtarzaniu tych krzyżówek w tym samym dniu w każdym kolejnym tygodniu. W tym podejściu dorosłe samice z krzyżówki z tygodnia 1 mogą być kojone z dorosłymi samcami, które wykluły się z krzyżówki z tygodnia 2.
Cykl życiowy samic B. coprophila trwa 5 tygodni w temperaturze 21 °C (Tabela 1). Długość ich cyklu życiowego jest nieco większa w niższych temperaturach lub w przypadku niedożywienia. Cykl życiowy samców B. coprophila trwa ok. 4-4,5 tygodnia, ponieważ przechodzą one w stadium poczwarki 0,5-1 tydzień przed samicami. Koniec każdego stadium larwalnego jest oznaczony zrzuceniem kutykuli, co jest wywoływane przez gwałtowny wzrost poziomu hormonu steroidowego ecdysonu. W przeciwieństwie do D. melanogaster, która ma trzy stadia larwalne, B. coprophila ma cztery stadia larwalne.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stadium rozwoju</td>
			<td>dni po kopulacji (dpm)</td>
			<td>Długość etapu (dni)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zniesione jajo</td>
			<td>1-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zarodek</td>
			<td>1-2 do 7-8</td>
			<td>~7 dni</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Larwa </td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>I, II i III stadium larwalne</td>
			<td>7-8 do 16-19</td>
			<td>~10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. stadium larwalne przed pojawieniem się plamek ocznych</td>
			<td>16-19 do 21-24</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stadium plamek ocznych czwartego przyrzutka larwalnego</td>
			<td>21-24 do 25-28</td>
			<td>4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poczwarka </td>
			<td>25-28 do 30-33</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dorosły</td>
			<td colspan="2">przeżywa 1–2 dni w temperaturze 21 °C jeśli zapłodnione lub żyje 2–3 tygodnie w temperaturze 16 °C jeżeli nie były kopulowane. </td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Cykl życiowy samicy B. coprophila w temperaturze 21 °C.
B. coprophila można hodować w temperaturze od 15 °C do 25 °C, przy czym w niższych temperaturach rozwój postępuje wolniej. Owad ten preferuje wilgotne środowisko (występuje m.in. w glebie roślin doniczkowych lub w grzybowniach), dlatego w inkubatorze umieszczamy zlewkę z wodą dejonizowaną. B. coprophila mogą być utrzymywane w temperaturze pokojowej w metalowej puszce na chleb z luźno dopasowaną pokrywką i zawierającej zlewkę z wodą, jednak w temperaturze 37 °C28 ulegają one szokowi termicznemu, co stanowi zagrożenie w gorącym klimacie. Michael Ashburner i inni próbowali z niewielkim sukcesem przechowywać D. melanogaster w chłodzie, aby skrócić czas potrzebny na utrzymanie populacji. Przeciwnie, istotną zaletą B. coprophila jest to, że fiolki z larwami w średnim stadium rozwoju mogą być przechowywane do 3 miesięcy na otwartej półce w chłodni (4-8 °C) przy minimalnej opiece ograniczającej się do karmienia raz w miesiącu. W niskich temperaturach rozwijają się one niezwykle powoli aż do stadium poczwarki i wykluwają się jako płodne osobniki dorosłe po przeniesieniu fiolek z powrotem do temperatury 21 °C. Prawdopodobnie naśladuje to ich przezimowanie w naturze. To indukowane zimnem zahamowanie rozwoju może być porównywalne z tym obserwowanym po naświetlaniu larw B. coprophila w średnim stadium rozwoju promieniowaniem gamma16, jednak zahamowanie rozwoju nie występuje u larw w późnym stadium, które przekroczyły punkt krytyczny dla normalnego przebiegu rozwoju.

<table><tbody><tr><td>Agar (bakteriologiczny)</td><td>U.S. Biological</td><td>A0930</td><td>https://www.usbio.net; &nbsp;</td></tr><tr><td>CO2 Pedał nożny FlyStuff</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-121</td><td></td></tr><tr><td>CO2 FlyStuff Dmuchawka</td><td>Genesee Scientific</td><td>54-104</td><td></td></tr><tr><td>CO2 FlyStuff UltimaterFlypad</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-172</td><td>https://www.geneseesci.com</td></tr><tr><td>Wyciąg wyciągowy</td><td>Labconco&nbsp;</td><td>3955220</td><td>Siedzi na ławce laboratoryjnej</td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>Wymiana filtra&nbsp; kat. # 6961300</td></tr><tr><td>Kuchnia: Piwowar' s Drożdże w proszku</td><td>Solgar</td><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>Zaopatrz się w Amazon lub sklepie ze zdrową żywnością</td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>&nbsp; &nbsp;</td><td>https://www.solgar.com;</td></tr><tr><td>Jedzenie: Pokrzywa w proszku&nbsp; (bez pestycydów)</td><td>Starwest Botanicals</td><td>209460-51</td><td></td></tr><tr><td>Jedzenie: Grzyby Shitake (wolne od pestycydów)</td><td>Starwest Botanicals</td><td>202127-5</td><td>https://www.starwest-botanicals.com;</td></tr><tr><td>Jedzenie: Szpinak w proszku (bez pestycydów)</td> <td>Starwest Botanicals</td><td>209583-5</td><td></td></tr><tr><td>Jedzenie: Słoma (bez pestycydów)</td> <td>Starwest Botanicals</td><td>209465-3</td><td></td></tr><tr><td>Słoik: przezroczyste szkło, pokrywka polipropylenowa</td><td>Fisher Scientific:</td> <td>FB02911765</td><td>średnica 73 mm, wys. 89 mm (240 ml) https://www.fishersci.com;</td></tr><tr><td>Sonda igłowa, drewniana rączka</td><td>US Geo Supply Inc</td><td>SKU: 4190</td><td>Długa sonda 5,75 ", igła ze stali nierdzewnej https://usgeosupply.com; (970)-434-3708</td></tr><tr><td>Fiolki: szkło, preferowane:</td><td>Wilmad LabGlass</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiolki</td><td></td><td></td> na zamówienie ze szkła Wilmad <td>o średnicy wewnętrznej 38-33 mm, średnicy zewnętrznej 33 mm, wys. 9,5 cm Wilmad: https://www.SP-WilmadLabglass.com</td></tr><tr><td>Fiolki: szkło (tańsze i ok)&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-339-26H</td><td>Średnica zewnętrzna 29 mm, 9,5 cm h &nbsp; https://www.fishersci.com; &nbsp;</td></tr><tr><td>Fiolki: szklane (nieco wąskie)&nbsp;</td><td>Genesee Scientific&nbsp;</td><td>32-201</td><td>Średnica zewnętrzna 24,5 mm, 9,5 cm h thttps://www.geneseesci.com</td></tr><tr><td>Fiolki: polipropylen&nbsp;</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-114</td><td>28,5 mm średnica zewnętrzna, 9,5 cm ht</td></tr><tr><td>Zatyczki do fiolek rolka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>z niechłonnej bawełny</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-456881</td><td></td></tr><tr><td>gaza</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-055053</td><td>https://www.fishersci.com;</td></tr></tbody></table>

utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej bradysia (sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy

Laboratory Maintenance of the Lower Dipteran Fly Bradysia (Sciara) coprophila: A New/Old Emerging Model Organism

Laboratoryjne zapasy muchówki niższej, Bradysia (Sciara) coprophila, są utrzymywane od ponad stu lat. Przedstawiono tutaj protokoły utrzymania laboratoryjnego B. coprophila. Protokoły te będą przydatne dla szybko rosnącej liczby laboratoriów badających B. coprophila w celu wykorzystania jego unikalnych cech biologicznych, które obejmują (1) wrzeciono monopolarne w mejozie męskiej I; (2) brak dysjunkcji diady X w męskiej mejozie II; (3) imprinting chromosomów w celu odróżnienia homologów matczynych od ojcowskich; (4) chromosomy ograniczone linią zarodkową (L); (5) eliminacja chromosomów (chromosomy ojcowskie w mejozie męskiej I; jeden do dwóch chromosomów X we wczesnych zarodkach; chromosomy L z somy we wczesnych zarodkach); (6) determinacja płci przez matkę (brak chromosomu Y); oraz (7) regulowana rozwojowo amplifikacja DNA w loci zaciągnięcia DNA w chromosomach politenowych gruczołów ślinowych larw. 
Teraz można badać te wiele unikalnych cech mechaniki chromosomów, korzystając z najnowszych osiągnięć w sekwencjonowaniu i składaniu genomu B. coprophila oraz rozwoju metodologii transformacji dla inżynierii genomowej. Rosnąca społeczność naukowa, która wykorzystuje B. coprophila do badań, skorzysta z opisanych tutaj protokołów krycia much (markery fenotypowe dla matek, które będą miały tylko synów lub tylko córki; szczegóły masowego krycia do eksperymentów biochemicznych), sprawdzania wylęgu zarodka, karmienia larw i innych komentarzy na temat jego hodowli.

Opisane tutaj protokoły zapewniły udaną hodowlę B. coprophila. Gdy do kojarzenia wybierane są niedawno wyklucone, dobrze odżywione osobniki dorosłe (Rycina 4), ponad 90% krzyżówek może być płodnych i dawać potomstwo. Skuteczność zapłodnienia różni się w zależności od linii (Tabela 2). Linia 7298 (chromosom X z markerem Wavy) była najzdrowszą z linii, lecz przeszła okres regresu, prawdopodobnie z powodu aktywacji mobilnych elementów DNA powodujących rearanżacje genomu32. Linia HoLo2 reprezentuje zdrowy szczep pochodzący z linii 7298, w którym rearanżacje genomu najwyraźniej uległy stabilizacji; zastąpiła ona rodzielską linię 7298 w centrum zasobów. Linia HoLo2 została wykorzystana do sekwencjonowania genomu B. coprophila i jest najszerzej stosowana przez różne grupy badawcze. Niedawno mutagenza CRISPR much HoLo2 została wykorzystana do stworzenia linii W14 z fenotypem białych oczu, przeznaczonej do transformacji markerami fluorescencyjnymi oczu (Yamamoto i Gerbi, dane nie pokazane). Szczep W14 jest wyjątkowo odporny. Linia 6980 (markery Wavy wing i swollen vein) jest nieco mniej odporna, a linia 91S (marker petite wing) jest jeszcze mniej odporna.
Skuteczne krzyżówki prowadzą do powstania embrionów (Rysunek 5). W embrionach dochodzi do eliminacji imprintingowanych ojcowskich chromosomów X podczas 7.th do 9.th podziału łupinowego. Ponadto chromosomy L ograniczone do linii zarodkowej są eliminowane z linii somatycznej w embrionach podczas 5.th do 6.th podziału łupinowego. Embriony rozwijają się w larwy, których nie należy mylić z pleśnią, która również może być obecna (Rysunek 6). Plamki oczne (anlage oczu dorosłych) pojawiają się w drugiej połowie 4.th stadium larwalnego (Rysunek 7). Wielkość plamek ocznych stanowi wygodny marker fenotypowy początku i przebiegu amplifikacji puf DNA, która jest jednym z zaledwie dwóch znanych przykładów naturalnie występującej, regulowanej rozwojowo, specyficznej dla miejsca wewnątrzchromosomowej amplifikacji DNA (genu). Następnie rozwijają się poczwarki, a ilość pigmentu wypełniającego ich oczy może służyć jako marker rozwojowy dla mejozy I i II w spermatogenezie (Rysunek 8) z jej unikalnym zachowaniem chromosomów w tych podziałach.
<img alt="Schemat determinacji płci; X-w-X, samica XX, samiec XO; fenotypy owadów; badanie genetyczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Kopulacja dorosłych much B. coprophila. Górny panel przedstawia trzy typy dorosłych much w linii HoLo2: samice produkujące potomstwo żeńskie z pofalowanymi skrzydłami (dorosłe samice X'WX), samice produkujące potomstwo męskie z prostymi skrzydłami (dorosłe samice XX) oraz samce z prostymi skrzydłami (dorosłe samce X0). Należy zwrócić uwagę na spiczasty wydawek jajowodu na tylnym końcu much samic oraz haczykowaty chwytnik na tylnym końcu much samców. Dolny panel przedstawia kopulację samca i samicy, podczas której chwytnik samca uchwycił wydawek jajowodu samicy. Plemniki zostaną zmagazynowane w spermatece samicy i zapłodnią jaja podczas ich wydalania na zewnątrz. Długość osobników dorosłych wynosi 2.0 mm (samce), 2.5 mm (samice). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Embriogeneza Drosophila, progresja cyklu komórkowego, mikroskopia fluorescencyjna, analiza time-lapse." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig05v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: B. coprophila zarodki. Panel w lewym górnym rogu przedstawia widok embrionów przy użyciu standardowego oświetlenia w mikroskopie stereoskopowym; jądra w cytoplazmie syncytialnej widoczne są jako czarne kropki. Panel po prawej stronie wykorzystuje mikroskopię fluorescencyjną do wizualizacji jąder embrionów barwionych jodkiem propidyny. Embriony mają średnią długość 200 mikronów i średnią szerokość 150 mikronów. Jądra komórek linii zarodkowej skupiają się na biegunie tylnym embrionu, co widać w cyklach 6 (embrion pochylony do przodu) oraz 7–9, po czym przeplatają się z jądrami somatycznymi. Eliminacja chromosomów L w linii somatycznej zachodzi podczas 5. lub 6. podziału rozszczepieniowego; eliminacja chromosomów X w linii somatycznej zachodzi w 7.th, 8thlub 9th podziały dwoiste. Celularyzacja zachodzi podczas interfazy cyklu 11. Tabela po lewej stronie przedstawia średni czas trwania każdego cyklu podziału w 22 °CTabela po lewej stronie oraz panel po prawej stronie zostały zaadaptowane za zgodą de Saint Phalle i Sullivan.35. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat interakcji grzyb-owad; Mikroskopowe zdjęcie wzrostu grzyba na owadzie-gospodarzu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Zarodki B. coprophila wykluwają się jako larwy. Grupa zarodków (gruba niebieska strzałka) widoczna jest w pobliżu wywijaka dorosłej samicy, która padła po zniesieniu jaj. Tydzień po zniesieniu jaj zarodki przekształcają się w młode larwy, z których kilka wskazano czarnymi strzałkami. Nowo wyklute larwy mają czarną żuwaczkę na końcu przednim i półprzezroczyste ciało. Poruszają się po powierzchni agaru i nie należy ich mylić z nieruchomą pleśnią. Wstawka przedstawia fragment pleśni z białym filamentem (czerwona strzałka) i czarnym zarodnikiem na jego końcu (zielona strzałka), która jest nieco mniejsza od nowo wyklutych larw. Pasek skali = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Etapy rozwoju larwalnego; obraz mikroskopowy; formowanie się wzoru komórkowego w różnych stadiach." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Stadia plamek ocznych larw B. coprophila. Plamki oczne formują się w przedniej części larwy, tuż za żuwaczkami i składają się z ziarn pigmentu, których liczba wzrasta. Plamki oczne stanowią zalążek oka dorosłego osobnika. Górny panel przedstawia larwy obserwowane pod mikroskopem stereoskopowym; dolny panel to powiększony widok plamek ocznych wykonany za pomocą mikroskopu fazowo-kontrastowego w celu wizualizacji larwy na szkiełku przedmiotowym z kroplą wody destylowanej i lekko pływającym na wierzchu szkiełkiem nakrywkowym. Nomenklatura stadiów plamek ocznych jest zgodna z opracowaniem Gabrusewycz-Garcia30, gdzie liczba ziarn jest liczona w najdłuższym rzędzie (np. 12), a liczba dodatkowych rzędów z wyłączeniem rzędu najdłuższego jest odnotowywana (np. 6 dla stadium plamki ocznej 12x6). Inicjacja specyficznej dla miejsca amplifikacji DNA w politenicznych chromosomach gruczołów ślinowych rozpoczyna się w stadium plamki ocznej 10x5 i kończy w stadium 14x7, kiedy następuje gwałtowny wzrost transkrypcji w locus oraz ekspansja pęczków DNA31. W następnym stadium (edge-eye/dropped jaw), ziarna plamek ocznych zaczynają się łączyć i przemieszczać bocznie od linii środkowej; długość ciała larwy ulega skróceniu. Ponadto w tym stadium następuje kondensacja pęczków DNA. Przejście przez każde stadium plamki ocznej trwa około jednego dnia w temperaturze 21 °C. Pasek skali = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat porównawczy stadiów poczwarki Drosophila; panele A-D pokazują kolejne stadia rozwoju." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66751/66751fig08.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Rozwój poczwarek B. coprophila. Podczas poczwarowania wszystkie tkanki larwalne, z wyjątkiem układu nerwowego, ulegają histolizie i są zastępowane przez tkanki osobnika dorosłego, które powstają w wyniku podziałów komórkowych tarczek imaginalnych. Kolor ciała zmienia się z białego na beżowy, brązowy, a następnie czarny. Pigment stopniowo wypełnia oko poczwarki; mejoza I i II zachodzą u samców w stadium, gdy oczy są wypełnione pigmentem w 1/4 do 1/236. Pasek skali = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/66751fig08large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Nazwa zapasu</td>
			<td>Markery </td>
			<td>Współczynnik dzietności </td>
			<td>Komentarze</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7298</td>
			<td>skrzydło pofalowane (W)</td>
			<td>~75%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HoLo2</td>
			<td>Skrzydło pofalowane (W)</td>
			<td>~90%</td>
			<td>pochodna z 7298</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>W14</td>
			<td>Skrzydła pofalowane (W); oczy białe</td>
			<td>~95%</td>
			<td>pochodna HoLo2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6980</td>
			<td>skrzydło pofalowane (W); żyłki spuchnięte (sw)</td>
			<td>~65%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>91S</td>
			<td>słabo pofalowane (W) skrzydła; drobne (p) skrzydła</td>
			<td>~50%</td>
			<td>marker Wavy wprowadzono w krzyżówce w celu uratowania 91S</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 2: Populacje Bradysia (Sciara) coprophila. Tabela 1 z pracy Gerbi6 wymienia te markery oraz inne, które nie są już obecne. Pięć translokacji (T1, T23, T29, T32, T70) na końcu centromerowym chromosomu X27 zostało podsumowanych na Rysunku 8 pracy Gerbi6, lecz nie są one już obecne.
Plik uzupełniający 1: krzyżówki HoLo2 (oraz 7298 i W14), krzyżówka i ratunek 91S, krzyżówka 6980, krzyżówki translokacyjne. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66751/Supplemental%20Materials.zip" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Ten artykuł przedstawia laboratoryjne utrzymanie (w tym krycie i karmienie) muchówki niższej Bradysia (Sciara) coprophila.

Utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej Bradysia (Sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy

Laboratory stocks of the lower dipteran fly, Bradysia (Sciara) coprophila, have been maintained for over a century. Protocols for laboratory upkeep of B. ...

Utrzymujemy muchę muchówki dolnej, Bradysia, znaną również jako Sciara coprophila, w celu zbadania niektórych z jej unikalnych właściwości biologicznych, które obejmują wrzeciono monopolarne i niedysjunkcję diady x w mejozie, imprinting chromosomów, chromosomy specyficzne dla linii zarodkowej, eliminację chromosomów, determinację płci matki i amplifikację DNA w zaciągnięciach DNA chromosomu polietylenowego. W naszym laboratorium Utaka Yamamoto opracował metodologię transformacji genomowej Bradysia coprophila. Co więcej, transkryptom tego organizmu został udostępniony, a jego genom został zsekwencjonowany i złożony przez Johna Urbana.Te przełomowe odkrycia umożliwiają zbadanie unikalnej biologii Bradysia coprophila. Zachęcamy do przyłączenia się do rosnącej społeczności naukowców, którzy chcą przyjrzeć się unikalnym właściwościom Bradysia coprophila. Twoje wyniki wyjaśnią mechanizmy molekularne o fundamentalnym znaczeniu dla biologii komórki i rozwoju.Przedstawione tutaj protokoły hodowlane posłużą jako samouczek dotyczący utrzymania Bradysia coprophila we własnym laboratorium. Aby ustawić krzyżówki godowe, umieść dorosłego samca muchy Bradysia coprophila na białej podkładce na muchy. Użyj kleszczy z cienką końcówką, aby delikatnie podnieść najgrubszego dorosłego za środkową lub tylną nogę.Następnie umieść znieczulone dorosłe samice much na białej podkładce przeciwmuchowej. Za pomocą kleszczy z cienką końcówką podnieś dorosłą samicę za tylną nogę. Jednego dnia po kryciu wepchnij skrzydła znieczulonych dorosłych samic do 2,2% agaru na płytce Petriego.Gdy wszystkie samice much zostaną nabite na agar, delikatnie ściśnij klatkę piersiową kleszczami. Samica składa skupisko zapłodnionych jaj w ciągu 30 do 60 minut. Użyj mikroskopu preparacyjnego, aby ocenić nowo pojawiające się larwy.Obserwuj calowy ruch przypominający robaka nowo pojawiających się larw, gdy pełzają po powierzchni 2,2% agaru. Po wyjęciu zatyczki fiolki należy zbadać fiolkę pod kątem wieku i liczby larw. Zebrać trochę słomki między drugim a trzecim palcem lub między kciukiem a drugim palcem i obrócić palce względem siebie, aby umieścić odpowiednią ilość słomki w fiolce.Tego samego dnia, w którym pojawiły się larwy lub do dwóch dni później, wsyp niewielką ilość pokarmu, który został przelany do małej miski dla łatwiejszego dostępu i załóż zatyczkę z gazy. W przypadku tygodniowych larw dodaj więcej pokarmu, aby pokryć powierzchnię agaru i wymienić zatyczkę z gazy. W przypadku dwutygodniowych larw posyp dużą ilością pokarmu, aby przykryć powierzchnię agaru i załóż zatyczkę z gazy.Gdy larwy osiągną późne czwarte stadium rozwoju i zaczną się przepoczwarzać, dodaj dużą ilość pokarmu na powierzchnię agaru. Przestań karmić, gdy zaczną pojawiać się dorosłe osobniki. Nie podawać fiolek dorosłym muchom i nie wyjmować zatyczki z gazy.Jeśli w fiolce znajduje się biała pleśń, użyj 70% etanolu na chusteczce laboratoryjnej, aby wyczyścić długą metalową sondę. Włóż czystą sondę do fiolki, aby stuknąć pleśnią w powierzchnię agaru. Następnie wyczyść sondę chusteczką laboratoryjną zwilżoną 70% etanolem przed przechowywaniem lub użyciem jej na innej fiolce.Dodaj tylko niewielką ilość jedzenia, nie naruszając górnej części agaru i załóż korek.

laboratory-maintenance-lower-dipteran-fly-bradysia-sciara-coprophila

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zaproponowaliśmy system, który wykorzystuje niedrogie, nieinwazyjne pseudoakustyczne czujniki optyczne do automatycznego i dokładnego wykrywania, liczenia i klasyfikowania owadów latających na podstawie ich dźwięku lotu.

Wykrywanie i klasyfikacja owadów latających za pomocą niedrogich czujników

Przedstawiono procedurę hodowli much stajennych (Stomoxys calcitrans). W zabiegu wykorzystuje się lokalnie dostępne materiały do produkcji składników diety, sprzętu i materiałów.

Hodowla laboratoryjna much stajennych i innych muchówek muskoidalnych

Ten artykuł przedstawia podstawowe metody standaryzacji ważnych czynników, takich jak gęstość, dostępność paszy, źródło nawodnienia i kontrola środowiska dla długoterminowej hodowli laboratoryjnych jadalnego świerszcza, Gryllus bimaculatus.

Utrzymanie laboratoryjnych kultur Gryllus bimaculatus, wszechstronnego modelu prostoskrzydłego do hodowli owadów i fizjologii bezkręgowców

Vibrio cholerae: organizm modelowy do badania patogenezy bakteryjnej – wywiad

Medaka i zebrafish są komplementarne w kontekście genetycznej analizy funkcji genomu kręgowców. Niniejszy protokół podkreśla kluczowe punkty niezbędne do skutecznego mikroiniekcji do embrionów medaka, co stanowi istotną technikę w analizach embriologicznych i genetycznych z wykorzystaniem medaka i zebrafish w warunkach laboratoryjnych.

Mikroiniekcja embrionów ryby medaka w celu zastosowania jako modelowego organizmu genetycznego

Niniejszy protokół opisuje regularną konserwację i pielęgnację w celu utrzymania optymalnych warunków chowu danio pręgowanych. Film przedstawia procedurę konserwacji systemu, bieżącego utrzymania, karmienia, rozrodu oraz hodowli larw danio pręgowanych.

Regularna pielęgnacja i konserwacja laboratorium rybek danio (Danio rerio): wprowadzenie

Demonstrujemy metodę zbierania bakterii magnetotaktycznych (MTB), które można zastosować do naturalnych wód.  MTB można wyizolować i wzbogacić z próbek osadu przy użyciu stosunkowo prostej konfiguracji, która wykorzystuje naturalny magnetyzm bakterii.  Wyizolowany MTB można następnie szczegółowo zbadać zarówno za pomocą mikroskopii świetlnej, jak i elektronowej.

Zbieranie, izolacja i wzbogacanie naturalnie występujących bakterii magnetotaktycznych ze środowiska

Aby zbadać związek między homeostazą białek, stresem i starzeniem się, monitorowaliśmy zmiany w fałdowaniu białek, śledząc dysfunkcję białek, lokalizację białek w komórce i stabilność białek na poziomie organizmu, komórkowym i białkowym, używając genetycznie wykonalnego metazoanu Caenorhabditis elegans jako systemu modelowego.

Wykorzystanie Caenorhabditis elegans jako systemu modelowego do badania homeostazy białek w organizmie wielokomórkowym

Podobne do prionów rozprzestrzenianie się agregatów białkowych pojawiło się ostatnio jako związane z wieloma chorobami neurodegeneracyjnymi. Celem tego protokołu jest opisanie sposobu wykorzystania nicienia C. elegans jako systemu modelowego do monitorowania rozprzestrzeniania się białek i badania zjawisk podobnych do prionów.

Badanie rozprzestrzeniania się i toksyczności białek priopodobnych przy użyciu metazoańskiego organizmu modelowego C. elegans

Ten manuskrypt przedstawia szczegółowy protokół regularnej hodowli populacji Drosophila melanogaster przy użyciu klatki dla populacji much.

Utrzymanie klatki populacyjnej Drosophila melanogaster

Poznaj protokoły hodowli laboratoryjnej muchówki dolnej Bradysia coprophila, modelowego organizmu do badań nad dynamiką wrzeciona jednobiegunowego i eliminacją chromosomów. Metodyka umożliwia prowadzenie badań genetycznych i rozwojowych.

Utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej Bradysia (Sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy

Przeglądaj więcej filmów