Name: Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-12-20T12:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 10 s
Description: Poznaj metodę indukcji uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki u myszy poprzez kanulację przedniej komory i podwyższenie ciśnienia wewnątrzgałkowego. Model ten minimalizuje zmienność eksperymentalną i pozwala badać mechanizmy przetrwania komórek siatkówki.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękuję Davidowi Yee za jego pomoc techniczną. Prace były częściowo wspierane przez Massachusetts Lions Eye Research Foundation oraz Boston University Chobanian & Avedisian School of Medicine Wing Tat Lee Award.

Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z protokołem użytkowania zwierząt zatwierdzonym przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Bostońskiego, zgodnie z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz zgodnym z oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Widzeniem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych.
1. Zwierzęta doświadczalne
<ol>
	<li>Trzymaj myszy C57BL/6J w standardowych warunkach.</li>
</ol>
2. Przygotowanie wymaganego roztworu i linii infuzyjnej
<ol>
	<li>W strzykawce o pojemności 50 ml napełnij ją wysterylizowanym 0,9% roztworem soli fizjologicznej NaCl w ilości jednej na mysz. Umieścić strzykawkę na wysokości 120 cm nad poziomem powierzchni stołu.</li>
	<li>Podłączyć napełnioną strzykawkę do przewodu infuzyjnego i kranu z igłą 30 G przymocowaną do końca linii. Wypłucz wszystkie pęcherzyki powietrza z linii.</li>
</ol>
3. Przygotowanie miejsca pracy
<ol>
	<li>Ustaw mikroskop chirurgiczny/preparacyjny pod butelką z solą fizjologiczną.</li>
	<li>Stwórz łóżko, aby ustabilizować mysz podczas zabiegu, wycinając wgłębienie o wymiarach około 6 cm x 3 cm w gąbce i umieszczając je bezpiecznie w styropianowym studzience lub innym płaskim pojemniku.</li>
</ol>
4. Znieczulenie myszy
<ol>
	<li>Znieczulij mysz standardową mieszaniną ketaminy i ksylazyny na poziomie umożliwiającym uzyskanie głębokiego znieczulenia. 
	UWAGA: W tym protokole mieszaninę ketaminy 100 mg/kg i ksylazyny 10 mg/kg wstrzyknięto dootrzewnowo, aby uzyskać odpowiednią głębokość znieczulenia.</li>
	<li>Osiągnij odpowiednie znieczulenie, gdy nie ma wycofania łapy w odpowiedzi na uszczypnięcie palca u nogi i nie ma odruchu mrugania, gdy rogówka jest delikatnie dotykana. Podać dodatkowe znieczulenie, jeśli mysz wykazuje jakiekolwiek oznaki bólu, takie jak hiperwentylacja lub ruchy kończyn, podczas znieczulenia.</li>
</ol>
5. Rozszerzanie tęczówki
<ol>
	<li>Rozszerz tęczówkę oka, która ma być perfuzjonowana, za pomocą 1 kropli 1% tropikamidu. Odczekaj 5 minut na rozwarcie. Nałóż maść okulistyczną, taką jak bacytracyna, na oko, które nie będzie perfundowane.</li>
</ol>
6. Kaniulacja przedniej komory
<ol>
	<li>Bezpiecznie umieść znieczuloną mysz w łożu gąbki pod mikroskopem. Nałóż roztwór soli fizjologicznej na oczy, aby spłukać wszelkie zanieczyszczenia lub sierść z powierzchni oka.</li>
	<li>Użyj kleszczy bez zębów i delikatnie zaproponuj jedno z oczu. 
	UWAGA: W eksperymencie używane jest lewe lub prawe oko myszy, ale nigdy oba te oczy są używane w tej samej myszy.</li>
	<li>Przy zamkniętej linii infuzyjnej należy kanulować przednią komorę za pomocą igły w odległości około 2 mm od rąbka. Upewnij się, że igła przebija rogówkę prostopadle do obwodowej, zakrzywionej powierzchni rogówki, a następnie lekko spłaszcza się równolegle do płaszczyzny tęczówki. Rogówką można manipulować w celu przesunięcia igły i utrzymania kontroli nad wzrokiem. Unikaj uderzania w tęczówkę lub soczewkę i powiększania rany rogówki, co może spowodować wyciek. Szczegóły są bardziej szczegółowo opisane przez Buchi et al.2.</li>
</ol>
7. Faza niedokrwienna
<ol>
	<li>Przekręć kran odcinający, aby uruchomić linię infuzyjną. Sprawdź, czy nie ma przecieku przez ranę rogówki. Upewnij się, że rogówka jest stopniowo rozdęta wraz ze wzrostem ciśnienia wewnątrzgałkowego. 
	UWAGA: Jeśli znaczny wyciek nie uszczelni się w miarę rozciągnięcia rogówki, odpowiednie ciśnienie nie zostanie utrzymane, a procedura będzie musiała być przeprowadzona na innej myszy.</li>
	<li>Sprawdź, czy ciśnienie wewnątrzgałkowe wzrosło do 90-100 mmHg za pomocą tonometru. Zabezpieczyć linię infuzyjną taśmą, uważając, aby igła nie zmieniła położenia i nie zaczęła przeciekać.</li>
	<li>Nałóż maść okulistyczną, taką jak bacytracyna, na perfundowane oko, aby zapobiec wysuszeniu. Umieść mysz z dala od mikroskopu i pod lampą grzewczą, aby utrzymać normalną temperaturę ciała i monitoruj przez następne 60 minut.</li>
	<li>Ponownie zmierz ciśnienie wewnątrzgałkowe na 30 minut przed zakończeniem zabiegu, aby upewnić się, że ciśnienie wewnątrzgałkowe wynosi 90-100 mmHg.</li>
</ol>
8. Faza reperfuzji
<ol>
	<li>Po 60 minutach umieść mysz z powrotem w mikroskopie. Sprowadź butelkę z roztworem soli fizjologicznej do poziomu myszy, normalizując ciśnienie wewnątrzgałkowe.</li>
	<li>Zmierz ciśnienie wewnątrzgałkowe za pomocą tonometrii, aby sprawdzić, czy jest bliskie normie, 20 mmHg. Po normalizacji ciśnienia wewnątrzgałkowego ostrożnie wyjmij igłę, unikając uszkodzenia soczewki lub tęczówki.</li>
</ol>
9. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Posmaruj oczy myszy dowolną okulistyczną maścią przeciwbakteryjną, taką jak weterynaryjna maść okulistyczna Bacitracin.</li>
	<li>Monitoruj mysz przez 1-2 godziny na rozgrzanej powierzchni, aż w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia. Nie pozostawiaj myszy bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Po całkowitym wyzdrowieniu myszy należy umieścić w klatkach i pomieszczeniach.</li>
</ol>
10. Wyłuszczenie oka3
<ol>
	<li>Najpierw znieczulić mysz mieszaniną ketaminy 100 mg/kg i ksylazyny 10 mg/kg wstrzykniętej dootrzewnowo, a następnie poddać eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.</li>
	<li>Umieść uśpioną mysz na płaskiej, suchej i gładkiej powierzchni. Przepłucz oko kilkoma kroplami roztworu soli fizjologicznej.</li>
	<li>Delikatnie uciskaj szczypcami boczną kantę, aż gałka oczna zostanie przemieszczona z oczodołu i nerw wzrokowy będzie dostępny. Za pomocą nożyczek Westcotta przetnij wzdłuż brzegów oczodołu, aby przeciąć mięśnie zewnątrzgałkowe.</li>
	<li>Umieść nożyczki Westcotta w najbardziej tylnej części oczodołu i przetnij nerw wzrokowy.</li>
</ol>
11. Naprawianie próbki4
<ol>
	<li>Umieścić wyłuszczone oko w 4% paraformaldehydzie w 0,1 M PBS w szczelnie zamkniętej fiolce. Po 3 dniach usuń oko, umieść je w fiolce z 70% roztworem etanolu i przechowuj przez noc.</li>
	<li>Usuń oczy i umieść je w fiolce z 95% roztworem etanolu. Następnie umieść fiolkę w szczelnym próżni na 15 minut, wyjmij ją z próżni i pozostaw w pomieszczeniu na 45 minut.</li>
	<li>Powtórz proces próżniowy, kolejno umieszczając oko w następujących roztworach: 100% etanol, 100% etanol, 100% roztwór ksylenu i 100% roztwór ksylenu.</li>
	<li>Wyjąć oczko i umieścić je w czystej, pustej fiolce. Napełnić fiolkę płynną parafiną o temperaturze 60 °C. Umieścić fiolkę w szczelnie zamkniętym piecu próżniowym o temperaturze 60 °C na 30 minut, a następnie przez 30 minut w piekarniku o temperaturze 60 °C bez podciśnienia.</li>
	<li>Wyjąć oczko, umieścić je w czystej, pustej fiolce i napełnić ją płynną parafiną o temperaturze 60 °C. Przechowywać fiolkę w temperaturze 60 °C przez noc.</li>
</ol>
12. Osadzanie próbki
<ol>
	<li>Przenieś oko do metalowej formy do zatapiania i napełnij formę płynną parafiną na płycie grzejnej o temperaturze 60 °C, kierując oko w żądanym kierunku, aby wykonać przekroje przez tarczę optyczną. Pozostaw formę do ostygnięcia w temperaturze pokojowej (RT), a następnie przechowuj w temperaturze 4 °C.</li>
</ol>
13. Podział próbki5
<ol>
	<li>Przenieść osadzone próbki do mikrotomu. Powoli przycinaj blok, aż dojdziesz do oka, a sekcje obejmują tarczę nerwu wzrokowego.</li>
	<li>Wytnij odcinki jako wstęgi o grubości 5 μm i unieś je na łaźni wodnej. Ostrożnie podnieś wstążkę parafinową za pomocą kleszczy, połóż wstążki z trzech sekcji na szkiełku i pozostaw do wyschnięcia na noc.</li>
	<li>Powtarzaj ten proces, aż na każde oko przypada co najmniej 8 szkiełek z sekcjami wyśrodkowanymi na tarczy nerwu wzrokowego.</li>
</ol>
14. Barwienie sekcji5
<ol>
	<li>Podgrzewać szkiełka w piekarniku o temperaturze 60 °C przez 1 godzinę, aby rozpuścić parafinę. Zanurz szkiełka w ksylenie RT trzy razy, na 5 minut każda.</li>
	<li>Zanurz szkiełka w 100% etanolu trzy razy, na 3 minuty każda. Opłucz sekcje w wodzie z kranu przez 1 minutę.</li>
	<li>Inkubować skrawki w barwieniu hematoksylinowym przez 45 s. Opłucz skrawki w wodzie z kranu przez 2 min.</li>
	<li>Inkubować skrawki w odczynniku do niebieszczenia przez 1 minutę. Płukać skrawki w wodzie z kranu przez 1 minutę.</li>
	<li>Inkubuj skrawki w eozynie przez 15 s.</li>
	<li>Opłucz sekcje w 95% i 100% etanolu dwa razy przez 1 minutę każda. Opłucz sekcje w 100% ksylenie cztery razy, po 1 minutę każda. Następnie zamontuj prowadnice za pomocą nośników montażowych.</li>
</ol>
15. Analiza histologiczna6
<ol>
	<li>Przeanalizuj każdy odcinek siatkówki pod mikroskopem i zapisz liczbę fałdów siatkówki, procent utraty komórek w różnych warstwach siatkówki (warstwa komórek zwojowych, wewnętrzna warstwa jądrowa, zewnętrzna warstwa jądrowa), obecność krwotoku do ciała szklistego lub podsiatkówkowego oraz stopień uszkodzenia nabłonka barwnikowego siatkówki. Szczegółowe informacje na temat kryteriów punktacji znajdują się w tabeli 1.</li>
</ol>

Mouse Model for Retinal Ischemia-Reperfusion Injury to Study Retinal Pathologies

<ol><li>Lee, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+degeneration+induced+in+a+mouse+model+of+ischemia-reperfusion+injury+and+its+management+by+pemafibrate+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Retinal degeneration induced in a mouse model of ischemia-reperfusion injury and its management by pemafibrate treatment.</a> FASEB J. 36 (9), e22497(2022).</li>
<li>Buchi, E. R., Suivaizdis, I., Fu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-induced+retinal+ischemia+in+rats%3A+An+experimental+model+for+quantitative+study%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Pressure-induced retinal ischemia in rats: An experimental model for quantitative study.</a> Ophthalmologica. 203 (3), 138-147 (1991).</li>
<li>Aerts, J., Nys, J., Arckens, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+highly+reproducible+and+straightforward+method+to+perform+in+vivo+ocular+enucleation+in+the+mouse+after+eye+opening%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A highly reproducible and straightforward method to perform in vivo ocular enucleation in the mouse after eye opening.</a> J Vis Exp. (92), e51936(2014).</li>
<li>Nayagam, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+processing+eyes+implanted+with+a+retinal+prosthesis+for+localized+histopathological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Techniques for processing eyes implanted with a retinal prosthesis for localized histopathological analysis.</a> J Vis Exp. (78), e50411(2013).</li>
<li>Pang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Step-by-step+preparation+of+mouse+eye+sections+for+routine+histology%2C+immunofluorescence%2C+and+RNA+in+situ+hybridization+multiplexing%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Step-by-step preparation of mouse eye sections for routine histology, immunofluorescence, and RNA in situ hybridization multiplexing.</a> STAR Protoc. 2 (4), 100879(2021).</li>
<li>Shome, A., Mugisho, O. O., Niederer, R. L., Rupenthal, I. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+grading+system+for+experimental+autoimmune+uveitis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedicines%22%5BJournal%5D)">Comprehensive grading system for experimental autoimmune uveitis in mice.</a> Biomedicines. 11 (7), 2022(2023).</li>
<li>Ng, T. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha-melanocyte-stimulating+hormone+maintains+retinal+homeostasis+after+ischemia%2Freperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Biomolecules%22%5BJournal%5D)">Alpha-melanocyte-stimulating hormone maintains retinal homeostasis after ischemia/reperfusion.</a> Biomolecules. 14 (5), 525(2024).</li>
<li>Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+retinal+hypoperfusion+injury+induced+by+unilateral+common+carotid+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion.</a> Exp Eye Res. 201, 108275(2020).</li>
<li>Goit, R. K., Taylor, A. W., Lo, A. C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-inflammatory+alpha-melanocyte-stimulating+hormone+protects+retina+after+ischemia%2Freperfusion+injury+in+type+I+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Anti-inflammatory alpha-melanocyte-stimulating hormone protects retina after ischemia/reperfusion injury in type I diabetes.</a> Front Neurosci. 16, 799739(2022).</li>
<li>Chen, J., Caspi, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+and+functional+evaluation+of+ocular+inflammatory+disease+using+the+model+of+experimental+autoimmune+uveitis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Clinical and functional evaluation of ocular inflammatory disease using the model of experimental autoimmune uveitis.</a> Methods Mol Biol. 1899, 211-227 (2019).</li>
</ol>

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Model niedokrwienia/reperfuzji zapewnia powtarzalną metodę badania mechanizmów i patologii uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji siatkówki. Model ten jest przydatny w badaniu patologii niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego siatkówki oraz w identyfikacji celów terapeutycznych. Kilka krytycznych kroków w protokole może stanowić wyzwanie i wymagać umiejętności technicznych, aby zakończyć się pomyślnie. Jednym z nich jest właściwa kaniulacja, której opanowanie może wymagać wielu prób i wiąże się z ryzykiem uszkodzenia inny...

Urazy niedokrwienne/reperfuzyjne objawiają się różnymi patologiami siatkówki, obejmującymi retinopatię cukrzycową, jaskrę, niedrożność naczyń siatkówki i pokrewne stany naczyniowo-okluzyjne. Biorąc pod uwagę wysokie zapotrzebowanie siatkówki na tlen, jest ona szczególnie podatna na uszkodzenie niedokrwienne/reperfuzyjne, zjawisko związane z patogenezą chorób takich jak retinopatia cukrzycowa. Ta forma urazu powoduje obumieranie komórek zwojowych siatkówki (RGC), morfologiczne zwyrodnienie siatkówki, upośledzoną funkcję siatkówki i ostatecznie upośledzenie widzenia1. Modelowanie niedokrwienia/reperfuzji jest odpowiednie dla badań nad mechanizmami i odpowiedziami na leczenie w różnych patologiach siatkówki związanych z urazami niedokrwiennymi/reperfuzyjnymi.
Skupiliśmy się na udoskonaleniu modelu uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji w oku myszy. Model kaniulacji przedniej komory w przypadku uszkodzenia niedokrwienia siatkówki wywołanego ciśnieniem został po raz pierwszy opublikowany przez Büchi i wsp. w 1991 roku2. Udało im się zwiększyć ciśnienie wewnątrzgałkowe do 110 mmHg przez kontrolowany czas. Okazało się, że wynikające z tego uszkodzenie siatkówki było zgodne z wynikami podobnymi do niedrożności naczyń siatkówki i naczyniówki. Ze względu na stosunkowo prostą metodologię i ekonomiczne wykonanie, stał się funkcjonalnym modelem do badania uszkodzenia niedokrwiennego siatkówki. Dodaliśmy dodatkowy krok polegający na obniżeniu źródła infuzji do poziomu myszy przed wycofaniem igły. Zapobiegło to powstaniu możliwej podwyższonej różnicy ciśnień w oku po wyjęciu igły, powodując uszkodzenie wnętrza gałki ocznej niezwiązane z niedokrwieniem/reperfuzją.
Celem było stworzenie kontrolowanego i powtarzalnego modelu do badania mechanizmów i patologii niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego siatkówki w modelu mysim, przy jednoczesnym zminimalizowaniu proceduralnych uszkodzeń oka. Model ten oferuje sposób na identyfikację potencjalnych metod leczenia i zwiększenie naszego zrozumienia patologii siatkówki związanych z niedrożnością naczyń.

<table><tbody><tr><td>0,5% Proparakaina</td><td>Sandoz</td><td>61314-016-01</td><td></td></tr><tr><td>1% tropikamid</td><td>Sumerset Therapeutics</td><td>700069-016-01</td><td></td></tr><tr><td>Igła 30 G&nbsp;</td><td>Becton Dickinson</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>4% paraformaldehyd</td><td>Mikroskopia elektronowa Sciences</td><td>15700</td><td></td></tr><tr><td>Odczynnik do niebieszczenia</td><td>Fisher Scientific</td><td>&nbsp; 22-050-114</td><td></td></tr><tr><td>Myszy C57BL/6J</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Barwienie eozyną</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauki</td><td>26051-11</td><td></td></tr><tr><td>Barwienie hematoksyliną</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauki (Gill's #2)</td> <td>26030-20</td><td></td></tr><tr><td>Imager</td><td>Olympus</td><td>Q-Color 5</td><td></td></tr><tr><td>Linia infuzyjna (zawarta w systemie perfuzji in vivo)</td><td>Braintree Scientific</td><td>IV4140</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina&nbsp;</td><td>Mikroskop 00856440301 Covetrus</td><td>10004027</td><td>Zoetis NDC#</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Olympus</td><td>CX-33</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Microm</td><td>HM335S</td><td></td></tr><tr><td>Okulistyczna maść przeciwbakteryjna&nbsp;</td><td>Henryk Schein&nbsp;</td><td>1410468</td><td>Baush & Lomb NDC# 2420879535</td></tr><tr><td>Permount Nośnik montażowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP15-100</td><td></td></tr><tr><td>Prism</td><td>GraphPad</td><td>10.3.1 do</td><td>zbierania danych macOS, analiz statystycznych, wykresów</td></tr><tr><td>Roztwór soli fizjologicznej</td><td>KD Medical Inc</td><td>50-103-1363</td><td></td></tr><tr><td>Zawór odcinający (zawarty w systemie perfuzji in vivo)</td><td>Tonometr Braintree Scientific</td><td>IV4140</td><td></td></tr><tr><td></td><td>iCare</td><td>TA01i</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Covetrus</td><td>1XYL006</td><td>Covetrus NDC# 11695402401</td></tr></tbody></table>

indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

Wiadomo, że urazy niedokrwienno-reperfuzyjne powodują szereg patologii siatkówki, w tym retinopatię cukrzycową, jaskrę, niedrożność naczyń siatkówki i inne stany naczynio-okluzyjne. W pracy przedstawiono metodę indukowania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w modelu mysim. Metoda polegała na zastosowaniu kaniulacji przedniej komory podłączonej do zbiornika soli fizjologicznej, wytwarzającej ciśnienie hydrostatyczne w celu podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego do 90-100 mmHg. Metoda ta skutecznie powodowała zwężenie naczyń włosowatych siatkówki w celu wywołania niedokrwienia siatkówki. Pod koniec okresu niedokrwiennego (60 min) ciśnienie wewnątrzgałkowe zostało znormalizowane (≤20 mmHg) przed usunięciem kaniuli z przedniej komory w celu zainicjowania reperfuzji. Kilka dni po zabiegu niedokrwienia/reperfuzji oczy zostały pobrane i wycięte w celu barwienia histologicznego. Histopatologię skrawków siatkówki oceniano poprzez ocenę ośmiu parametrów uszkodzenia siatkówki: fałdy, krwotok, deformacja, utrata komórek w komórce zwojowej, wewnętrzna warstwa jądrowa, zewnętrzna jądrowa i fotoreceptorowa oraz uszkodzenie komórek nabłonka barwnikowego siatkówki. Metoda ta zapewniła powtarzalny model do badania mechanizmów i patologii niedokrwienia siatkówki/uszkodzenia reperfuzyjnego. Ponadto model ten może ułatwić odkrycie potencjalnych celów terapeutycznych w leczeniu niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego siatkówki, posuwając naprzód badania nad patologiami siatkówki i poprawiając wyniki leczenia pacjentów.

Aby ocenić patologię siatkówek po niedokrwieniu/reperfusji, pobrano oczy z jednej grupy myszy 2 dni po zabiegu oraz z drugiej grupy myszy 7 dni po zabiegu. Wyjęte oczy utrwalono w 4% paraformaldehydzie, zatopiono w parafinie i pocięto na przekroje o grubości 5 µm. Przekroje barwiono hematoksyliną i eozyną (H&amp;E), a następnie wykonano obrazowanie do badania histologicznego (Rysunek 1). Pobarwione obrazy histologiczne wykazały uszkodzenia i utratę komórek w siatkówkach siedem dni po I/R na ...

Ten protokół modeluje uszkodzenie niedokrwienia siatkówki i reperfuzji w oku myszy poprzez wywołanie niedokrwienia siatkówki poprzez kaniulację przedniej komory i podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego, a następnie normalizację ciśnienia wewnątrzgałkowego w celu zainicjowania reperfuzji.

Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, ...

Nasze badania koncentrują się na zrozumieniu, w jaki sposób oko w naturalny sposób zapobiega stanom zapalnym. Nasze badania wykazały, że szlak mięśniowo-żołędziowy jest niezbędny do tłumienia stanu zapalnego w oku i promowania przeżycia komórek w zestresowanej siatkówce. Sugeruje to, że inaktywacja szlaku mięśniowego może być korzystna w leczeniu chorób generatywnych siatkówki.Protokół ten normalizuje ciśnienie wewnątrzgałkowe przed wyjęciem igły, zmniejszając uraz struktur oka i ograniczając uszkodzenie komponentu niedokrwienno-reperfuzyjnego. To udoskonalenie minimalizuje zmienność eksperymentalną spowodowaną manipulacją fizyczną, zwiększając dokładność tego modelu. Nasze badania promują unikalną koncepcję terapii zamiast neutralizacji cząsteczek w celu zmniejszenia objawów w nadziei, że komórki mogą przetrwać i wrócić do normy.Skupiliśmy się na zmianie zachowania komórek biorących udział w chorobie. Takie podejście ma duży potencjał, aby zapewnić długoterminowe korzyści i odporność na nawroty chorób przewlekłych, ponieważ indukowana jest normalna aktywność komórkowa. Nasz model zaoferował udoskonaloną technikę badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w oku myszy.A to moż

induction-of-retinal-ischemia-reperfusion-injury-in-a-mouse-eye-model

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Celem tego protokołu jest fotochemiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia tylnego nerwu wzrokowego u szczura. Model ten ma kluczowe znaczenie dla badań nad patofizjologią tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego oraz podejść terapeutycznych dla tej i innych neuropatii nerwu wzrokowego, a także innych chorób niedokrwiennych OUN.

Szczurzy model indukowanej fotochemicznie tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego

Ten artykuł opisuje procedurę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe u myszy. Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym służy do modelowania ludzkich patologii charakteryzujących się upośledzonym dostarczaniem tlenu i składników odżywczych do siatkówki, umożliwiając naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów komórkowych i metod leczenia chorób układu...

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

Ten protokół opisuje indukcję modelu niedokrwienia-reperfuzji (IR) na skórze ucha myszy za pomocą zaciskania magnesem. Korzystając z niestandardowego modelu obrazowania przyżyciowego, badamy in vivo reakcje zapalne po reperfuzji. Uzasadnieniem dla opracowania tej techniki jest poszerzenie wiedzy na temat tego, w jaki sposób leukocyty reagują na uszkodzenia skóry w podczerwieni.

Indukowanie uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w skórze ucha myszy w celu przyżyciowego obrazowania wielofotonowego odpowiedzi immunologicznych

Neowaskularyzacja tęczówki, częste powikłanie choroby niedokrwiennej siatkówki, może prowadzić do zagrażającej wzrokowi jaskry neowaskularnej. W tym miejscu opisujemy mysi protokół indukowania eksperymentalnej neowaskularyzacji tęczówki, który może być wykorzystany do nieinwazyjnej oceny substancji modulujących angiogenezę.

Neowaskularyzacja tęczówki wywołana nakłuciem jako mysi model rubeozy tęczówki

Tutaj prezentujemy protokół indukowania nadciśnienia ocznego i neurodegeneracji jaskry w oczach myszy poprzez dokomorowe wstrzyknięcie oleju silikonowego oraz procedurę usuwania oleju silikonowego z przedniej komory w celu przywrócenia podwyższonego ciśnienia wewnątrzgałkowego do normy.

Odwracalny model nadciśnienia ocznego wywołanego olejem silikonowym u myszy

Retinopatia indukowana tlenem (OIR) może być używana do modelowania chorób niedokrwiennych siatkówki, takich jak retinopatia wcześniaków i proliferacyjna retinopatia cukrzycowa, a także służyć jako model dla badań potwierdzających słuszność koncepcji w ocenie leków antyangiogennych w chorobach neowaskularnych. OIR indukuje solidną i powtarzalną neowaskularyzację w siatkówce, którą można określić ilościowo.

Model retinopatii indukowanej tlenem w chorobach niedokrwiennych siatkówki u gryzoni

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Ten protokół opisuje szczegółową metodę przygotowania i immunofluorescencji barwienia płaskich mocowań siatkówki myszy oraz analizy. Szczegółowo opisano również zastosowanie angiografii dna oka fluoresceiny (FFA) u młodych myszy i przetwarzanie obrazu.

Monitorowanie dynamicznego wzrostu naczyń siatkówki w mysim modelu retinopatii indukowanej tlenem

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Tutaj prezentujemy trzy protokoły analizy danych dla obrazów angiografii fluoresceinowej (FA) i optycznej koherentnej tomografii (OCT) w badaniu okluzji żył siatkówki (RVO).

In vivo (in vivo) Odczyty uszkodzeń naczyniowych w siatkówce myszy w celu zwiększenia odtwarzalności

Poznaj metodę indukcji uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki u myszy poprzez kanulację przedniej komory i podwyższenie ciśnienia wewnątrzgałkowego. Model ten minimalizuje zmienność eksperymentalną i pozwala badać mechanizmy przetrwania komórek siatkówki.

Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy

Przeglądaj więcej filmów