Name: Prosty i skuteczny zabieg na hemostazę w tętnicach myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-11-28T14:35:00.000+00:00
Duration: 5 min 34 s
Description: Poznaj metodę hemostazy w tętnicach myszy zachowującą przepływ krwi. Technika opakowania tłuszczem zapobiega niedokrwieniu po nakłuciu tętnicy, co ma znaczenie w badaniach chirurgicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te zostały wsparte przez Celny Generalny Grant Badawczy (Grant nr 2025HK006) pod nazwą "Badania i rozwój oraz zastosowanie technologii wykrywania patogenów multipleksowych dla chorób zakaźnych przenoszonych przez wektory na obszarach przygranicznych północnych Chin". Prace te były również wspierane przez Narodowy Kluczowy Program R&D Chin (Grant nr 2022YFC2302700) oraz Międzynarodowy Program Współpracy Naukowo-Technologicznej Ministerstwa Nauki i Technologii (Grant nr KY201901014). Udane opracowanie tej metody hemostazy tętniczej zawdzięcza głęboką wdzięczność profesorowi Perry'emu (redaktorowi naczelnemu The Perry Manual of Mouse Experiments) za jego fachowe wsparcie oraz firmie RWD Life Science Co., Ltd. (Shenzhen) za dostarczenie systemu obrazowania kontrastu z laserowym spektrum. Serdeczne podziękowania złożono profesorowi Han Xiaohu, naszemu mentorowi, oraz Shenyang Biohao Biotech Co., Ltd. za ich bezcenne wsparcie. Serdeczne podziękowania składamy również wszystkim współpracownikom, którzy umożliwili realizację tych badań.

Wszystkie procedury eksperymentalne były przeprowadzane w ścisłej zgodności z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użycia zwierząt laboratoryjnych (Protokół Zatwierdzający nr SNLL25040501; Licencja na używanie zwierząt nr SYXK(Liao)2021 - 0010) ustanowiona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Uniwersytetu Rolniczego Shenyang. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie eksperymentalne
<ol>
	<li>Szczegóły i dokumentacja dotycząca zwierząt: Dokumentuj wszystkie dane z badań na zwierzętach zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Badania na zwierzętach: raportowanie eksperymentów in vivo). Używaj samców myszy Balb/C w wieku 6-8 tygodni, ważących 22 g ± 4 g. Utrzymuj warunki mieszkaniowe na poziomie 24 ± 2 °C przy wilgotności względnej 55% ± 5% w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności.</li>
	<li>Przygotowanie zwierząt<ol>
		<li>Znieczulać myszy za pomocą waporyzatora izofluranowego (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Indukuj znieczulenie 4% izofluranem, a następnie utrzymuj znieczulenie 2% izofluranem. Stosuj maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec suchości podczas znieczulenia. Po wprowadzeniu znieczulenia podawaj karprofen w dawce 5 mg/kg podskórnie myszom w celu leczenia przeciwbólowego śródoperacyjnego i pooperacyjnego.</li>
		<li>Po znieczuleniu należy depilować okolice szyjki i czaszki oraz zdezynfekować odsłoniętą skórę jodem povidonowym, a następnie użyć 75% etanolu, aby usunąć resztki.</li>
		<li>Umieść myszy na termoforze o temperaturze 37 °C podczas wszystkich kolejnych procedur eksperymentalnych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiar wyjściowego przepływu krwi w mózgu u myszy<ol>
		<li>Ustaw myszy w pozycji leżącej. Potwierdź plan znieczulenia chirurgicznego przed rozpoczęciem operacji przy odpowiednim monitorowaniu (np. uszczypnięcie palca). Wykonaj nacięcie na głowie w linii środkowej, aby odsłonić kości ciemieniowe. Ostrożnie rozczłonkuj i usuń pokrywę powięzi z powierzchni czaszki.</li>
		<li>Dostosuj system LSCI do skanowania odsłoniętej kości ciemieniowej myszy pod 10-krotnym powiększeniem i zapisuj podstawowe dane przepływu krwi w mózgu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobierz poduszkę tłuszczową i wykonaj nakłucie tętnic<ol>
		<li>Przestaw myszy na plecach. Zrób nacięcie szyjki pośrodkowej. Pobierz przeszczep tkanki tłuszczowej o grubości 3 mm × 3 mm × 1 mm do późniejszego użytku.</li>
		<li>Wykonaj tępe rozwarstwienie gruczołu podżuchwy, mięśnia mostkowego oraz mięśnia mostkowo-dwu-naczyniowego. Eksponuj oba CCA.</li>
		<li>Uwolnić CCA, by ujawnić ICA i ECA.</li>
		<li>Załóż zacisk naczyniowy 1 na dalszy koniec CCA i załóż zacisk naczyniowy 2 na końcu bliższym.</li>
		<li>Przekłuj CCA między dwoma zaciskami igłą 23G.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nakładanie tłuszczowej poduszki<ol>
		<li>Po usunięciu igły owiń CCA w miejscu nakłucia powierzchnią przeciętej (nie-serosa) poduszki tłuszczowej.</li>
		<li>Pod obszarem owiniętym tłuszczem umieść szew 4-0; następnie delikatnie przywiąż pojedynczy rzut na powierzchni tłuszczu, aby wywierać nacisk zapewniający bezpieczny kontakt między poduszką tłuszczową a ścianą naczynia; Na koniec stopniowo dostosowuj ligaturę, aby osiągnąć równowagę ciśnieniową podczas hemostazy.</li>
		<li>Podnieś dystalne CCA wilgotnym patyczkiem do kostymu. Zwolnij uchwyt naczyniowy nr 1 i powoli wyjmij wymaz, aby umożliwić stopniowy przepływ krwi w kierunku miejsca nakłucia.</li>
		<li>Sprawdź przepływ krwi; jeśli zaobserwowano aktywne krwawienie, należy ponownie zacisnąć dystalne CCA zaciskiem naczyniowym 1.</li>
		<li>Odczekaj 1 minutę, potem powoli zwolnij zacisk naczyniowy 1; jeśli pojawi się krwawienie, przesuń poduszkę tłuszczową lub lekko dokręć pojedynczy rzut ligatury, aby zwiększyć nacisk; Kontynuuj te korekty aż do osiągnięcia pełnej hemostazy.</li>
		<li>Podnieś proximalny CCA za pomocą nawilżonego wacika. Zwolnij ukrycie naczyniowe nr 2 i stopniowo wyciągnij wymaz, aby umożliwić kontrolowany przepływ krwi w kierunku miejsca nakłucia.</li>
		<li>Jeśli pojawi się krwawienie, ponownie zaciskaj dalszy CCA zaciskiem naczyniowym 2.</li>
		<li>Delikatnie dokręć pojedynczy ruch szwu, aby zwiększyć ciśnienie; odczekaj 1 minutę, następnie podniesiej bliższy CCA i zwolnij zacisk naczyniowy 2; powoli toczył nawilżony wacik w kierunku miejsca nakłucia.</li>
		<li>Jeśli krwawienie się utrzyma, powtórz dwa poprzednie kroki, aż osiągniesz pełną hemostazę.</li>
		<li>Dodatkowo załóż przy szwie, aby utworzyć podwójny węzeł na początkowym, co lepiej przymocuje poduszkę tłuszczową do ściany naczynia i osiąga hemostazę dzięki zrównoważonym ciśnieniom wewnątrznaczyniowym i zewnętrznym.</li>
		<li>Potwierdź, że wspólne tętnice szyjne po obu stronach poduszki tłuszczowej były wypełnione i wykazują stałą średnicę naczyń; Traktuj to jako udane przywrócenie przepływu krwi i hemostazy.</li>
		<li>Powtórz ten sam zabieg, aby wykonać hemostazę kłucia na przeciwległej tętnicy szyjnej wspólnej.</li>
		<li>Odsłonięcie obustronnych wspólnych tętnic szyjnych u myszy pozorowanych bez przeprowadzania nakłucia tętnic czy owijania tłuszczowej poduszki, przy zachowaniu wszystkich pozostałych procedur identycznych jak w grupie operowanej.</li>
		<li>Zszyj nacięcie chirurgiczne szyjki i nałóż środek odkażający.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadzenie pooperacyjnej oceny przepływu krwi w mózgu<ol>
		<li>Po zakończeniu obustronnej hemostazy CCA u myszy, dostosuj system LSCI, aby skanować odsłoniętą kość ciemieniową i uzyskać obrazy 10-krotnie powiększone; Następnie zapisz zmiany przepływu krwi w mózgu.</li>
		<li>Zszyj nacięcie na skórze głowy i nałóż antyseptyk, pozwól myszom na poduszce grzewcze o temperaturze 37 °C, zanim odłożysz je do klatki w celu dalszej opieki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonywanie monitorowania pooperacyjnego i pobierania tkanek<ol>
		<li>Codziennie monitoruj i rejestruj stan przeżycia, aktywność ruchową oraz wszelkie oznaki krwawienia w okolicy szyjki i kości myszy w okresie pooperacyjnym.</li>
		<li>W dniach 7, 14 i 28 po operacji uśpij myszy dwutlenkiem węgla (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi) i utrwalaj tkanki mózgowe w 4% paraformaldehydu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Badanie patologiczne
<ol>
	<li>Po 24-godzinnej fiksacji odwodnij tkanki mózgowe przez gradient etanolowy, przeczyszczony ksylenem i osadzony w parafinie do sekcjonowania.</li>
	<li>Wykonaj barwienie H&E na przekrojach hipokampa i zbadaj morfologię tkanki mózgowej pod mikroskopem.</li>
	<li>Wykonaj barwienie Nissl na przekrojach hipokampa i zbadaj architekturę neuronów pod mikroskopem.</li>
</ol>

<ol><li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Yang, X. Y., Wang, K. K., Liu, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+cerebral+ischemia-reperfusion+injury+and+mitochondrial+autophagy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Relationship between cerebral ischemia-reperfusion injury and mitochondrial autophagy in mice.</a> Chin J Comp Med. 33 (2), 48-55 (2023).</li>
<li>Wang, Y., Wang, T., Zhao, L., Li, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+local+cerebral+ischemia-reperfusion+injury+on+TMEM166+gene+and+neuronal+autophagy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Comp+Med%22%5BJournal%5D)">The effect of local cerebral ischemia-reperfusion injury on TMEM166 gene and neuronal autophagy in mice.</a> Chin J Comp Med. 28 (7), 28-32 (2018).</li>
<li>Xue, J., Sun, F., Liu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+mononucleoside+on+Wnt7a+and+APC+expression+in+focal+cerebral+ischemia-reperfusion+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Comp+Med%22%5BJournal%5D)">The effect of mononucleoside on Wnt7a and APC expression in focal cerebral ischemia-reperfusion rats.</a> Chin J Comp Med. 9, 9-13 (2014).</li>
<li>Hu, Z., Zhao, J., Song, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+ginkgo+biloba+extract+on+the+brain+in+a+cerebral+ischemia-reperfusion+injury+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+J+Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Protective effect of ginkgo biloba extract on the brain in a cerebral ischemia-reperfusion injury rat model.</a> Chin J Comp Med. 32 (9), 55-61 (2022).</li>
<li>Chen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+damage+after+permanent+focal+cerebral+ischemia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neurosci+Ther%22%5BJournal%5D)">Cardiac damage after permanent focal cerebral ischemia in mice.</a> CNS Neurosci Ther. 20 (11), 989-997 (2014).</li>
<li>Wang, C., Ma, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+study+on+establishing+atherosclerotic+animal+models+using+high-fat+diet+combined+with+arterial+intimal+mechanical+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pract+Tradit+Chin+Intern+Med%22%5BJournal%5D)">Experimental study on establishing atherosclerotic animal models using high-fat diet combined with arterial intimal mechanical injury.</a> J Pract Tradit Chin Intern Med. 26 (6), 31-33 (2012).</li>
<li>Zhang, C., Li, L., Qi, W., Zhao, Y., Zhang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intervention+effect+of+puerarin+on+restenosis+after+carotid+artery+balloon+injury+in+rats+based+on+Wnt+signaling+pathway+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Integr+Tradit+Chin+West+Med+Cardiovasc+Cerebrovasc+Dis%22%5BJournal%5D)">Intervention effect of puerarin on restenosis after carotid artery balloon injury in rats based on Wnt signaling pathway analysis.</a> J Integr Tradit Chin West Med Cardiovasc Cerebrovasc Dis. 21 (4), 662-665 (2023).</li>
<li>Cai, B., Xie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+Xiaoyu+Tablet+on+the+stability+of+atherosclerotic+plaque+in+rabbit+abdominal+aorta%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chin+Med+Pharm%22%5BJournal%5D)">Effect of Xiaoyu Tablet on the stability of atherosclerotic plaque in rabbit abdominal aorta.</a> J Chin Med Pharm. 5, 855-857 (2006).</li>
<li>Liu, Z. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLiu%2C+Z+%22Study+on+the+mechanism+of+detoxification+and+blood+circulation+formula+promoting+vascular+re-endothelialization+after+balloon+injury+of+rat+thoracic+aorta%22">Study on the mechanism of detoxification and blood circulation formula promoting vascular re-endothelialization after balloon injury of rat thoracic aorta</a>. , Jiangxi Univ Tradit Chin Med. (2023).</li>
<li>Chen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-methyl-D-aspartate+receptor-mediated+spinal+cord+ischemia-reperfusion+injury+and+its+protective+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Folia+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">N-methyl-D-aspartate receptor-mediated spinal cord ischemia-reperfusion injury and its protective mechanism.</a> Folia Neuropathol. 60 (3), 308-315 (2022).</li>
<li>Comba, F. G., Smith, J. A., Jones, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mechanical+properties+of+human+adipose+tissues+and+their+relationships+to+the+structure+and+composition+of+the+extracellular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">The mechanical properties of human adipose tissues and their relationships to the structure and composition of the extracellular matrix.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 325 (5), C1226-C1240 (2023).</li>
</ol>

W modelach MCAO zachowanie ECA lepiej odzwierciedla patologię kliniczną, zapobiegając uszkodzeniom niedokrwiennemu twarzy związanym z podwiązywaniem i przecięciem ECA. Choć konwencjonalne podejście polegające na wszczepieniu filamentu przez nakłucie CCA oferuje techniczną prostotę, wymaga obustronnej ligacji miejsca nakłucia, co skutkuje perfuzją mózgową zależną od krążenia bocznego Circle of Willis, co jest suboptymalnym odzwierciedleniem prawdziwej patofizjologii udaru. Technika hemostazy poduszki tłuszczowej ...

W modelach zwierzęcych tworzenie urazu tętnic jest szeroko stosowanym eksperymentalnym podejściem do modelowania różnych schorzeń patologicznych, w tym modeli niedokrwienia mózgu i reperfuzji, modeli miażdżycy szyjnej (CCA) lub aortalnej (AO) oraz modeli niedokrwienia rdzenia kręgowego.
Biorąc za przykład model mózgowo-niedokrwienno-reperzuyjnej (MCAO) u myszy, obecne standardowe podejściemodelowania 1,2,3 polega na: izolacji tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA), podwiązaniu jej dalszego końca, zaciskaniu bliższego ECA klipsem tętniczym przy jednoczesnym założeniu szwu utrzymającego, tworzeniu otworu kłucia między tymi punktami, wprowadzeniu filamentu wstecznie przez CCA, zabezpieczenie naczynia i włókna szwem stójowym, przecięcie ECA między miejscem nakłucia a podwiązaniem dystalnym, uwolnienie klipsa tętnicowego, przekierowanie filamentu do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) w celu zatkania środkowej tętnicy mózgowej, a po wycofaniu filamentu podwiązanie bliższego ECA.
Chociaż zabieg ten prowadzi reperfuzję, jedynie przywraca przepływ krwi między wspólnym a ICA, pozostawiając ECA trwale odłączone. To przecięcie ECA powoduje uszkodzenia niedokrwienne w obszarach twarzy po stronie włócznej, co jest niezamierzonym urazem, który nie tylko utrudnia zabieg chirurgiczny, ale także wprowadza urazy doświadczalne, potencjalnie zaburzając wyniki badań. Co bardziej niepokojące, w niektórych protokołach eksperymentalnych 4,5 badacze wykonują bezpośrednie nakłucie CCA, wprowadza się szew w celu ustanowienia MCAO, a następnie natychmiast usuwa, po czym następuje trwałe podwiązanie obu końców miejsca nakłucia w celu hemostazy. Jednak ta metoda bezpośrednio podnosi ciśnienie naczyniowe, co podnosi obciążenie serca i potencjalnie prowadzi do niewydolności serca6.
Na przykładzie modelu uszkodzenia śródbłonka myszy CCA lub AO z dietą wysokotłuszczową do wykazania miażdżycy, konwencjonalna metoda 7,8,9,10 polega na nakłuciu tętnic w CCA, aortze brzusznej (AA) lub tętnicy udowej (CFA), włożeniu cewnika balonowego w celu wywołania denudacji śródbłonka oraz osiągnięciu hemostazy poprzez trwałe podwiązanie obu końców miejsca nakłucia. To standardowe podejście wiąże się z kilkoma kluczowymi ograniczeniami: obowiązkowa ligacja powoduje miejscową niedokrwienie dystalnie od miejsca zatkania. Co gorsza, nagromadzenie lipidów zachodzi w miejscach podwiązania. Ważność modelu kompromisowego jest zmieniana przez wpływ na lokalną hemodynamikę, która zakłóca dostarczanie leku w celu celu zmian i zniekształca wyniki oceny farmakologicznej.
W modelu niedokrwienia rdzenia kręgowego u myszy procedura polega na nakłuciu tętnic (poprzez dostęp CCA, AA lub CFA), po czym następuje wprowadzenie cewnika balonowego, aby wywołać niedokrwienie w docelowych miejscach11. Po wycofaniu balonu konwencjonalna hemostaza jest osiągana przez trwałe podwiązanie miejsca nakłucia po obu stronach.
We wszystkich trzech wymienionych modelach hemostaza po punkcii jest jednolicie osiągana poprzez obustronną ligację miejsca nakłucia. Choć skuteczne w kontroli krwawienia, to podejście nieuchronnie prowadzi do miejscowej niedokrwienia, prowadząc do powikłań wtórnych, które ostatecznie podważają wiarygodność modelu. Utrzymanie przechodności naczyniowej podczas zabiegów hemostatycznych jest zatem istotne fizjologicznie i eksperymentalnie. Dlatego ten artykuł wprowadza innowacyjną, prostą i skuteczną metodę hemostazy tętnic do eksperymentów na myszy. Zabieg polega najpierw na zaciskaniu obu końców miejsca nakłucia za pomocą naczyń tętnicowych, a następnie owinięciu tętnicy poduszką tłuszczową o grubości 3 mm × 3 mm × 1 mm, aby zakryć nakłucie. Poduszka tłuszczowa jest zabezpieczona szwem więzowym wokół tętnicy. Klipsy tętnicze są stopniowo zwalniane, a napięcie wiązy jest dostosowywane w zależności od krwawienia, aż do osiągnięcia pełnej hemostazy. Takie podejście przywraca przepływ krwi, utrzymuje prawidłową hemodynamikę i zapobiega uszkodzeniom niedokrwiennym tkanek wokół ciała spowodowanym trwałą ligacją naczyń. Jest to szczególnie korzystne dla długoterminowej obserwacji stanów myszy po modelowaniu oraz oceny interwencji farmakologicznych, co znacząco zwiększa rygor eksperymentalnych badań przedklinicznych.

<table><tbody><tr><td>4-0 z igłą do szycia z nicią</td><td>Shanghai Pudong Jinhuan Medical Supplies Co., Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mysz Balb/C</td><td>Beijing Huafukang Biotechnology Co., Ltd</td><td></td><td>6-8 tygodni, mężczyzna</td></tr><tr><td>Piekarnik do podgrzewania i suszenia serii DHG</td><td>Shanghai Yiheng Technology Co., Ltd</td><td>DHG-9123A</td><td></td></tr><tr><td>Hematoksylina i eozyna (H& E) Zestaw do bejcowania w wysokiej rozdzielczości</td><td>Servicebio</td><td>G1076-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Shenzhen Ruiwode Life Technology Co., Ltd</td><td>R510-22</td><td></td></tr><tr><td>Laserowy analizator plamkowy</td><td>Shenzhen Ruiwode Life Technology Co., Ltd</td><td>RFLSI ZW</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór barwnika Nissl</td><td>Servicebio</td><td>G1036-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Maszyna do osadzania organizacji</td><td>Leica</td><td>HistoCore Arcadia H</td><td></td></tr><tr><td>System obrazowania ze szkiełkami</td><td>Shenzhen Shengqiang Technology Co., Ltd</td><td>SQS-40R</td><td></td></tr><tr><td>Aparat do znieczulenia dla małych zwierząt</td><td>Shenzhen Ruiwode Life Technology Co., Ltd</td><td>R500</td><td></td></tr><tr><td>Suszarka tkankowa</td><td>Leica</td><td>Perła HistoCore</td><td></td></tr><tr><td>System Ultraczystej Wody</td><td>Thermo</td><td>50132370</td><td></td></tr><tr><td>Ultracienki półautomatyczny mikrotom</td><td>Leica</td><td>HistoCore MULTICUT</td><td></td></tr></tbody></table>

prosty i skuteczny zabieg na hemostazę w tętnicach myszy

Simple and Effective Procedure for Hemostasis in Mouse Arteries

Podczas nakłucia tętniczego lub kanilowacji u myszy często wymagana jest stała podwiązanie tętnicy ze względu na trudności z osiągnięciem hemostazy po wycofaniu igły. Prowadzi to do trwałego uszkodzenia niedokrwiennego w obszarze tkanek. Takie miejscowe niedokrwienie często powoduje powikłania wtórne, co kompromituje wyniki eksperymentów w modelach zwierzęcych. Obecna metoda ma na celu uszczelnienie miejsca nakłucia po zabiegu, przy jednoczesnym zachowaniu prawidłowego przepływu krwi, co zapobiega niedokrwieniu pooperacyjnemu. Metoda ta polega na pobraniu fragmentu tkanki tłuszczowej od samego zwierzęcia doświadczalnego, wykonaniu nakłucia tętnic standardowymi technikami, a następnie owinięciu miejsca nakłucia tłuszczową poduszką, aby osiągnąć hemostazę przy jednoczesnym zachowaniu przepływu krwi. W tym badaniu wykonano obustronne nakłucie zwykłej tętnicy szyjnej u myszy, a następnie hemostazę z użyciem techniki owijania tłuszczu. Laserowe obrazowanie z kontrastem plamkowym (LSCI) nie wykazało różnic w zmianach przepływu krwi w mózgu między grupą myszy z grupy myszy z operacją i operacją, a także nie zaobserwowano istotnych zmian w pomiarach przepływu krwi mózgowej przed operacją i po operacji. Ocena histologiczna przeprowadzona w 7, 14 i 28 dniach po operacji wykazała: (1) zachowała architekturę mózgu (barwienie H&E), (2) nienaruszoną morfologię neuronów bez zmian degeneracyjnych (barwienie Nissl) oraz (3) brak patologicznych zmian w przekrojach mózgu. Ta technika krwawienia tętniczego wykorzystuje elastyczność tkanki tłuszczowej oraz mechanizmy fizjologicznej krzepnięcia. Procedura polega na: (1) owinięciu autologicznego tłuszczu wokół miejsca nakłucia, (2) zabezpieczeniu go szwami w celu zapewnienia optymalnego kontaktu z przystankiem tętniczymi oraz (3) umożliwieniu uciekającej krwi przenikania styku tłuszczowo-tętnicowego, gdzie dochodzi do krzepnięcia. Ten mechanizm potrójnego działania zapewnia niezawodną hemostazę, jednocześnie zachowując przechodność tętnic i zapobiegając powikłaniom niedokrwiennym po operacji. Metoda wykazuje znaczącą prostotę proceduralną, skuteczność kliniczną oraz doskonały potencjał translacyjny.

Analiza danych z laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym przed i pooperacyjnym oraz pomiarów perfuzji względnej zarówno w grupie pozorowanej, jak i operowanej nie wykazały istotnych zmian, co wykazało, że ta technika hemostazy tętnicy skutecznie uszczelniła wspólne miejsce nakłucia tętnicy szyjnej bez utraty przepływu krwi w mózgu (Rysunek 1).
Myszy w operowanej grupie były nieprzerwanie monitorowane przez 28 dni po operacji, nie zaobserwowano śmiertelności....

Celem tego badania jest opracowanie skutecznej metody osiągania hemostazy w tętnicach myszy.

Prosty i skuteczny zabieg na hemostazę w tętnicach myszy

During arterial puncture or cannulation in mice, permanent ligation of the artery is often required due to difficulty achieving hemostasis after needle ...

Badania te opracowują metodę uszczelniania nakłuć tętnic przy jednoczesnym zachowaniu przepływu krwi. Bada, czy owijanie tłuszczu zapobiega niedokrwieniu po nakłuciu tętnic. Kluczowym wyzwaniem eksperymentalnym w tym zabiegu jest osiągnięcie skutecznej hemostazy po nakłuciu tętnicy bez powodowania okluzji tętnic.Na początek ustaw znieczuloną mysz na stole chirurgicznym. Po potwierdzeniu znieczulenia usuń owłosienie z okolic szyjnych i czaszkowych za pomocą depilatora. Dezynfekuj odsłoniętą skórę jodem povidonowym, a następnie 75% etanolu, aby usunąć wszelkie pozostałości.Połóż mysz na termoforze ustawionej na 37 stopni Celsjusza i trzymaj ją tam przez cały czas trwania eksperymentalnych procedur. Przestaw mysz na poduszce grzewczej, leżącej na plecach. Po wykonaniu nacięcia w linii środkowej szyjki szyjnej wyciąć podskórny przeszczep tkanki tłuszczowej o wymiarach trzy na trzy na jeden milimetr do przyszłego użytku.Wykonaj tępe rozwarstwienie gruczołu podżuchwy, mięśnia gnykowego mostka i mięśnia sterno-klesno-domostoidowego, aby odsłonić obie wspólne tętnice szyjne. Następnie ostrożnie uwolnić tętnicę szyjną wspólną, aby odsłonić tętnice wewnętrzne i zewnętrzne. Załóż zacisk naczyniowy jeden na dalszy koniec tętnicy szyjnej, a następnie zacisk naczyniowy numer dwa na bliższym końcu tętnicy.Następnie przekłuj wspólną tętnicę szyjną pomiędzy dwoma klamrami za pomocą igły 23-gauge. Po usunięciu igły owiń wspólną tętnicę szyjną w miejscu nakłucia, używając przeciętej powierzchni lub nie-serozowej strony wcześniej pobranego tłuszczu. Umieść szew 4-0 pod tętnicą owiniętą tłuszczem.Delikatnie przywiąż pojedynczy przerzut na powierzchni tłuszczu, aby wywierać nacisk i zapewnić bezpieczny kontakt między poduszką tłuszczową a ścianą naczynia. Następnie stopniowo regulować wiązanie, aby zrównoważyć ciśnienie i osiągnąć hemostazę. Unieś dalszą tętnicę szyjną za pomocą nawilżonego wacika.Zwolnij zacisk naczyniowy jeden i powoli wyjmij wymaz, aby umożliwić stopniowy powrót krwi w kierunku miejsca nakłucia. Teraz sprawdź przepływ krwi w miejscu nakłucia. Jeśli zauważysz aktywne krwawienie, ponownie załóż zacisk naczyniowy jeden na dalszą tętnicę szyjną wspólną.Po minucie powoli zwolnij zacisk naczyniowy numer jeden. Jeśli krwawienie się utrzymuje, przesuń poduszkę tłuszczową lub lekko zaciśnij więź, aby zwiększyć ciśnienie aż do pełnej hemostazy. Unieś bliższą tętnicę szyjną za pomocą nawilżonego wacika.Następnie zwolnij drugi zacisk naczyniowy i powoli wyjmij wymaz, aby umożliwić kontrolowany przepływ krwi w kierunku miejsca nakłucia. Jeśli wystąpi krwawienie, ponownie załóż zacisk naczyniowy numer dwa na dalszą tętnicę szyjną wspólną. Teraz lekko dokręć pojedynczy ruch szwu, aby zwiększyć ciśnienie i odczekaj minutę.Następnie unieś bliższą tętnicę szyjną wspólną i zwolnić zacisk naczyniowy numer dwa, powoli przesuwając wilgotny wymaz w stronę miejsca ukłucia. Dodaj kolejny rzut tym samym szwem, aby utworzyć podwójny węzeł na pierwszym rzucie, poprawiając utrwalanie tłuszczu i wspierając zrównoważoną hemostazę. Potwierdź, że wspólne tętnice szyjne po obu stronach poduszki tłuszczowej są wypełnione i utrzymują stałą średnicę naczynia, co wskazuje na pomyślną przywrócenie przepływu krwi.Na koniec zszyj nacięcie szyjki macicy i nałóż środek antyseptyczny na miejsce rany. Przed- i pooperacyjne laserowe obrazowanie z kontrastem plamkowym oraz pomiary jednostek perfuzji zarówno u myszy fikcyjnych, jak i operowanych nie wykazały istotnych zmian, co potwierdza, że przepływ krwi w mózgu nie został osłabiony przez technikę hemostazy tętniczej. Histologiczne badania tkanki mózgowej za pomocą barwienia hematoksyliny i eozyny w 7, 14 i 28 dniach po operacji u operowanych myszy oraz u myszy fikcyjnych wykazały nienaruszoną strukturę tkanek w korze, hipokampie i wzgórzu bez zmian patologicznych.Barwienie Nissl wykazało zorganizowane wyrównanie neuronów, prawidłową strukturę komórkową oraz zachowane ciała Nissl we wszystkich grupach i punktach czasowych, co wskazuje na brak uszkodzeń strukturalnych spowodowanych zamknięciem tętnic. Obecna metoda ma na celu uszczelnienie miejsca wkłucia po zabiegu, przy jednoczesnym zachowaniu prawidłowego przepływu krwi, co zapobiega niedokrwieniu pooperacyjnemu.

simple-and-effective-procedure-for-hemostasis-in-mouse-arteries

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model wstrząsu krwotocznego jest wiarygodnym i powtarzalnym narzędziem ułatwiającym identyfikację i zrozumienie kaskad sygnalizacyjnych związanych ze stanem zapalnym i uszkodzeniem narządów końcowych po urazach. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowy opis krok po kroku aspektów chirurgicznych i mechanicznych związanych z procedurą eksperymentalną wstrząsu krwotocznego u myszy.

Stała objętość czy stałe ciśnienie: mysi model wstrząsu krwotocznego

Chirurgiczna indukcja niedokrwienia kończyn tylnych u myszy jest przydatna do badania angiogenezy, jednak jest ona zagrożona u niektórych szczepów myszy wsobnych, które wykazują wyraźną nekrozę tkanek wywołaną niedokrwieniem. Opisano metody wywoływania podostrego niedokrwienia kończyn za pomocą ameroidowych zwężaczy w celu obejścia tego problemu poprzez indukcję stopniowej niedrożności tętnic.

Metody leczenia ostrego i podostrego mysiego niedokrwienia kończyn tylnych

Opisujemy udoskonaloną procedurę modeli zakrzepicy indukowanej chlorkiem żelaza (FeCl3) na tętnicy szyjnej i krezkowej oraz żyle, scharakteryzowaną efektywnie za pomocą mikroskopii przyżyciowej do monitorowania czasu do powstania skrzeplin okluzyjnych.

Modele zakrzepicy myszy indukowanej chlorkiem żelaza

Opisano procedurę przygotowania en face tętnicy szyjnej i aorty myszy. Takie preparaty, po immunofluorescencyjnym wybarwieniu specyficznymi przeciwciałami, umożliwiają badanie lokalizacji białek i identyfikację typów komórek w obrębie całej ściany naczyniowej za pomocą mikroskopii konfokalnej.

En Face Przygotowanie naczyń krwionośnych myszy

Tutaj prezentowany jest krytyczny eksperymentalny model niedokrwienia kończyn tylnych, a następnie przeprowadzany jest zestaw testów funkcjonalnych, histologicznych i molekularnych w celu oceny skuteczności terapii angiogennych.

Ocena angiogenezy terapeutycznej w mysim modelu niedokrwienia kończyn tylnych

Wyrafinowany model krwawienia z przecięcia żyły ogonowej (TVT) u znieczulonych myszy jest czułą metodą in vivo do oceny krwawienia hemofilowego. Ten zoptymalizowany model krwawienia TVT wykorzystuje utratę krwi i czas krwawienia jako punkty końcowe, udoskonalając inne modele i unikając śmierci jako punkt końcowy.

Model krwawienia z przecięcia żyły ogonowej u myszy z hemofilią A w pełni znieczuloną

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Procedura nawleczenia ran kłutych w celu tworzenia hemostatycznej skrzepliny jest przedstawiona tutaj. Powstałe skrzepliny są duże i mają średnicę setek mikronów. W związku z tym odpowiednie są podejścia do obrazowania objętościowego. Sugerujemy zmontowaną transmisyjną mikroskopię elektronową o dużym obszarze jako podejście o wysokiej rozdzielczości dostępne dla wielu osób i szczegółowo opisując protokół przygotowawczy.

Hemostaza rany kłutej i przygotowanie próbek do analizy w zmontowanej mikroskopii elektronowej

To badanie przedstawia protokół tworzenia wysoce powtarzalnego zwierzęcego modelu transformacji krwotocznej (HT) przy użyciu okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO/R) u myszy C57BL/6 z ostrą hiperglikemią.

Mysi model transformacji krwotocznej wywołanej ostrą hiperglikemią w połączeniu z przejściowym ogniskowym niedokrwieniem

Tutaj prezentujemy mysi model zespolenia tętnicy udowej, oferując badaczom cenny model zwierzęcy do badania i symulacji zwężenia zespolenia naczyniowego. Odkrycie to ma kluczowe znaczenie dla pogłębienia naszej wiedzy na temat patofizjologii leżącej u podstaw tego schorzenia oraz ułatwienia dokładniejszych i skuteczniejszych badań nad chorobami naczyniowymi.

Opracowanie mysiego modelu zwężenia zespolenia tętnicy udowej

Poznaj metodę hemostazy w tętnicach myszy zachowującą przepływ krwi. Technika opakowania tłuszczem zapobiega niedokrwieniu po nakłuciu tętnicy, co ma znaczenie w badaniach chirurgicznych.

Prosty i skuteczny zabieg na hemostazę w tętnicach myszy

Przeglądaj więcej filmów