Name: Protokoły chirurgiczne głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura: anastomozy węzłów chłonnych i naczyń chłonnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-11-14T14:53:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Poznaj standaryzowany protokół chirurgiczny głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura. Metoda obejmuje dcLNVA i dcLAVA, wspierając badania nad chorobą Alzheimera.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82173384 i 81773161), Kluczowy Program Badań i Rozwoju Prowincji Heilongjiang (2023ZX06C11) oraz projekt Funduszu Badań Naukowych Genertec (TYYLKYJJ-2024-043).

Badanie to zostało przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Medycznego w Harbinie (Nr Zatwierdzenia SYDW2025-037). Badanymi byli samce szczurów Sprague-Dawley (SD), ważące 400-500 g i w wieku 12-14 tygodni, udostępnione przez uniwersyteckie centrum zwierząt. Centrum utrzymuje placówkę wolną od patogenów specyficznych (SPF) i spełnia wymagania krajowych standardów hodowlanych.
UWAGA: Niniejsze badanie bada głównie dwie metody anastomozy pomiędzy głęboką limfą szyjną a żyłami. Ustalenie chirurgicznego połączenia między dcLN a tylną żyłą twarzową (PFV); ta technika nazywana jest dcLnVA. Tworzenie anatomicznego połączenia między głębokim naczyniem limfatycznym szyjnego szyjnego (dcLaV) a PFV; ta technika nazywana jest dcLaVA. Szczegółowo opisujemy oba zabiegi mikrochirurgiczne, w tym ich metodologie operacyjne oraz ocenę po zespoleniu.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Znieczulaj szczura izofluranem (3–5% przy przepływie 1–2 L/min) w celu indukcji. Gdy zwierzę straci odruch prostowania, należy zmniejszyć do 1,5–2,5% dla utrzymania planu znieczulenia chirurgicznego. Uważnie obserwuj reakcje szczura. Kontynuuj tylko wtedy, gdy odruch pedału całkowicie zniknie.</li>
	<li>Używając igły z tępym końcówką, powoli podawaj roztwór Evans Blue (EB) (około 60-100 μL/kg, 5%)5 do błony śluzowej nosa jednostronnej jamy nosowej około 5 minut przed rozpoczęciem kolejnego etapu. Ustaw szczura w pozycji bocznej z bokiem wstrzykniętym EB, aby ułatwić grawitacyjne odpływ barwnika w kierunku głębokich węzłów chłonnych szyjnych, jednocześnie zapobiegając przedostaniu się EB do przeciwległego nozdrza lub dróg oddechowych.</li>
	<li>Ogol włosy na szyi szczura, aby zapewnić czyste pole operacyjne. Stosuj wazelinę na oba oczy, aby zapobiec suchości lub uszkodzeniom rogówki podczas operacji.</li>
</ol>
2. Nacięcie chirurgiczne
<ol>
	<li>Dezynfekuj środek szyi szczura trzy razy, na przemian podawając nalewkę jodową i 70% alkoholu izopropylowego, aby zapewnić sterylne pole chirurgiczne.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie środkowe o długości około 3 cm za pomocą skalpela. UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić gruczołu podszczękowego (SMG) oraz naczyń krwionośnych podczas sekcji.</li>
	<li>Wycofać skórę, aby odsłonić mięsień mostkowo-tarczycowy (STM), mięsień mostkowo-trawnościowo-żółto-naczyniowy (SCM) oraz mięsień omo-knykowy (OHM).</li>
</ol>
3. Przygotowanie PFV
<ol>
	<li>Zidentyfikuj PFV, dopływ żyły szyjnej zewnętrznej (EJV), wzdłuż bocznej krawędzi SCM.</li>
	<li>Na rozgałęzieniu PFV i EJV należy zatkać PFV za pomocą klipsa mikronaczyniowego.</li>
	<li>Kontynuuj tępe rozcinanie PFV, aby uzyskać odpowiednią długość, i zaciskaj je na dalszym końcu. Upewnij się, że segment PFV pozostaje jak najbardziej luźny, aby umożliwić dalszą trakcję podczas zespolenia z dcLN.</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie równoległe do osi naczynia za pomocą nożyczek mikronaczyniowych. UWAGA: Upewnij się, że nacięcie PFV jest podłużne, ponieważ nacięcie poprzeczne może być powiększone i pęknięte przez trakcję.</li>
	<li>Dokładnie przepłukaj izolowany segment naczyniowy heparynizowaną solą fizjologiczną (0,1% heparyny sodu w 0,9% NaCl), aż krew zostanie całkowicie usunięta.</li>
</ol>
4. Anastomoza węzłów chłonnych i żył
<ol>
	<li>Zbadaj i w pełni eksponuj dcLN oraz jego naczynie limfatyczne aferentne (ALV) w środku STM i SCM4.</li>
	<li>Stopniowo rozcinaj dcLN metodą tępą. Ostrożnie nacinaj powięź między dcLN a otaczającymi tkankami, unikając uszkodzenia zarówno dcLN, jak i jego ALV. UWAGA: Upewnij się, że PFV i dcLN są blisko siebie, aby zminimalizować napięcie po anastomozie.</li>
	<li>Utworzenie otworu na dalszym końcu dcLN poprzez częściowe wycięcie tkanki węzłów chłonnych. Upewnij się, że szerokość otworu jest mniejsza lub zbliżona do średnicy PFV, aby przepływ krwi PFV nie był znacząco zakłócony.</li>
	<li>Za pomocą szwu nylonowego 12-0 anastomozuj bliższy koniec nacięcia PFV do bliższego końca nacięcia dcLN.</li>
	<li>Kontynuuj rozszerzanie długości nacięcia PFV do końca dystalnego, tak aby była nieco większa niż długość nacięcia dcLN.</li>
	<li>Przeprowadzić igłę kolejno przez zewnętrzną krawędź przecięcia dcLN oraz wewnętrzną krawędź nacięcia PFV, wciągając tym samym przecięcie dcLN do lumenu PFV.</li>
	<li>Wykonaj ciągłe szew od krawędzi dolnej do górnej przecięcia dcLN. Przed zakończeniem końcowego szwu ponownie napłukaj lumen roztworem soli heparyny, aby zapobiec powstawaniu zakrzepów w lumenie PFV. Utrzymuj odpowiednie napięcie na szwie podczas ciągłego zamykania, aby zapewnić bezpieczne zamknięcie i zapobiec późniejszemu przeciekowaniu.</li>
	<li>Umieść przerwane szwy tam, gdzie ciągła anastomoza jest luźna.</li>
</ol>
5. Astalomoza naczyń limfatycznych i żył limfatycznych
<ol>
	<li>Przecinajcie ALV i zachowajcie otaczającą tkankę, aby służyła jako punkt kotwiczenia szwów.</li>
	<li>Używając igły 12-0, włóż ją około 2 mm blisko, od nacięcia PFV i przesuń tak, by wyszła przez otwór nacięcia PFV.</li>
	<li>Wchodzisz w tkankę w pobliżu kikuta ALV za pomocą igły szwowej, aby złapać ALV.</li>
	<li>Przeprowadź igłę do nacięcia PFV i wyciągnij przez jego bliższą krawędź, a następnie przywiązuj szew, aby unieruchomić kikut ALV w świetle PFV. UWAGA: Całkowicie włóż kikut ALV do lumenu PFV, kierując go w kierunku bliższym, aby utrzymać drenaż fizjologiczny.</li>
	<li>Zszyj otaczającą tkankę w pobliżu kikuta ALV do wewnętrznej krawędzi nacięcia PFV, aby zapewnić zewnętrzne umocnienie. Przed zakończeniem końcowego szwu ponownie napłukaj światło roztworem sodu heparyny.</li>
</ol>
6. Szwy i opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Wykonuj ciągłe szycie powięzi podskórnej oraz przerywane szycie skóry.</li>
	<li>Dezynfekuj obszar operacyjny nalewką jodową. Następnie równomiernie nałóż maść erytromycynową wokół nacięcia, aby zapobiec infekcji.</li>
	<li>Po operacji należy stosować podskórne zastrzyki meloksykamu (1–2 mg/kg) raz dziennie przez okres do 72 godzin, zgodnie z wytycznymi instytucjonalnej opieki nad zwierzętami. Wstrzyknij w luźną tkankę podskórną nad szyją lub bokiem.</li>
</ol>
7. Walidacja anastomozy
<ol>
	<li>Identyfikacja i rozcięcie przedniej żyły twarzy (AFV), dopływu EJV, bocznej od PFV.</li>
	<li>Zweryfikować skuteczność anastomozy, obserwując znacznie intensywniejsze barwienia w PFV w porównaniu do sąsiedniego AFV.</li>
	<li>Ilościowo ilościowo określać zmiany kolorów, korzystając ze standaryzowanej przestrzeni kolorów CIE LAB. Zdefiniuj i wyodrębn obszary zainteresowania (ROI) na Fidżi, aby uzyskać średnie wartości CIE L*a*b*, a następnie oblicz kąt barwy (h°) w stopniach, stosując wzór: h° = atan2(b, a) × (180/π)6,7.</li>
</ol>

<ol><li>Formolo, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leveraging+the+glymphatic+and+meningeal+lymphatic+systems+as+therapeutic+strategies+in+Alzheimer%27s+disease%3A+an+updated+overview+of+nonpharmacological+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Neurodegener%22%5BJournal%5D)">Leveraging the glymphatic and meningeal lymphatic systems as therapeutic strategies in Alzheimer's disease: an updated overview of nonpharmacological therapies.</a> Mol Neurodegener. 18 (1), 26(2023).</li>
<li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promising+outcomes+5+weeks+after+a+surgical+cervical+shunting+procedure+to+unclog+cerebral+lymphatic+systems+in+a+patient+with+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Gen+Psychiatr%22%5BJournal%5D)">Promising outcomes 5 weeks after a surgical cervical shunting procedure to unclog cerebral lymphatic systems in a patient with Alzheimer's disease.</a> Gen Psychiatr. 37 (3), e101641(2024).</li>
<li>Chen, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+cervical+lymphovenous+anastomosis+%28LVA%29+for+Alzheimer%27s+disease%3A+microsurgical+procedure+in+a+prospective+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Deep cervical lymphovenous anastomosis (LVA) for Alzheimer's disease: microsurgical procedure in a prospective cohort study.</a> Int J Surg. 111 (7), 4211-4221 (2025).</li>
<li>Fang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+microsurgical+model+of+cervical+lymph+node-to-vein+anastomosis+%28LNVA%29+for+studying+brain+lymphatic+outflow%5BTitle%5D)+AND+%22J+Craniofac+Surg%22%5BJournal%5D)">A novel microsurgical model of cervical lymph node-to-vein anastomosis (LNVA) for studying brain lymphatic outflow.</a> J Craniofac Surg. 36 (6), 2160-2163 (2025).</li>
<li>Maloveska, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+Evans+blue+clearance+from+cerebrospinal+fluid+into+meningeal+lymphatic+vessels+and+deep+cervical+lymph+nodes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Res%22%5BJournal%5D)">Dynamics of Evans blue clearance from cerebrospinal fluid into meningeal lymphatic vessels and deep cervical lymph nodes.</a> Neurol Res. 40 (5), 372-380 (2018).</li>
<li>Mazur, F., Han, Z., Tjandra, A. D., Chandrawati, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digitalization+of+colorimetric+sensor+technologies+for+food+safety%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Digitalization of colorimetric sensor technologies for food safety.</a> Adv Mater. 36 (42), e2404274(2024).</li>
<li>Karamucki, T., Rybarczyk, A., Jakubowska, M., Sulerzycka, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+two+methods+of+determining+colour+change+in+the+assessment+of+the+quality+of+pork%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Sci+Pol+Technol+Aliment%22%5BJournal%5D)">A comparison of two methods of determining colour change in the assessment of the quality of pork.</a> Acta Sci Pol Technol Aliment. 16 (3), 321-329 (2017).</li>
<li>Iliff, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+paravascular+pathway+facilitates+CSF+flow+through+the+brain+parenchyma+and+the+clearance+of+interstitial+solutes%2C+including+amyloid+%CE%B2%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β.</a> Sci Transl Med. 4 (147), 147ra111(2012).</li>
<li>Louveau, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+functional+features+of+central+nervous+system+lymphatic+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels.</a> Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).</li>
<li>Da Mesquita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+aspects+of+meningeal+lymphatics+in+ageing+and+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease.</a> Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).</li>
<li>Wang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+modulation+of+meningeal+lymphatics+ameliorates+ageing+and+Alzheimer%27s+disease-associated+pathology+and+cognition+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Non-invasive modulation of meningeal lymphatics ameliorates ageing and Alzheimer's disease-associated pathology and cognition in mice.</a> Nat Commun. 15 (1), 1453(2024).</li>
<li>Proulx, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebrospinal+fluid+outflow%3A+a+review+of+the+historical+and+contemporary+evidence+for+arachnoid+villi%2C+perineural+routes%2C+and+dural+lymphatics%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Cerebrospinal fluid outflow: a review of the historical and contemporary evidence for arachnoid villi, perineural routes, and dural lymphatics.</a> Cell Mol Life Sci. 78 (6), 2429-2457 (2021).</li>
<li>Yoon, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nasopharyngeal+lymphatic+plexus+is+a+hub+for+cerebrospinal+fluid+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Nasopharyngeal lymphatic plexus is a hub for cerebrospinal fluid drainage.</a> Nature. 625 (7996), 768-777 (2024).</li>
<li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+peri-olfactory+cerebrospinal+fluid+clearance+is+associated+with+ageing%2C+cognitive+decline+and+dyssomnia%5BTitle%5D)+AND+%22EBioMedicine%22%5BJournal%5D)">Impaired peri-olfactory cerebrospinal fluid clearance is associated with ageing, cognitive decline and dyssomnia.</a> EBioMedicine. 86, 104381(2022).</li>
<li>Papadopoulos, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+impact+of+lymphatic+outflow+pathways+on+cerebrospinal+fluid+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Differential impact of lymphatic outflow pathways on cerebrospinal fluid homeostasis.</a> J Exp Med. 222 (2), e20241752(2025).</li>
<li>Mehta, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+brain-nose+interface%3A+a+potential+cerebrospinal+fluid+clearance+site+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">The brain-nose interface: a potential cerebrospinal fluid clearance site in humans.</a> Front Physiol. 12, 769948(2021).</li>
<li>Norwood, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+basis+and+physiological+role+of+cerebrospinal+fluid+transport+through+the+murine+cribriform+plate%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Anatomical basis and physiological role of cerebrospinal fluid transport through the murine cribriform plate.</a> Elife. 8, e44278(2019).</li>
<li>Fan, F., Zhao, N., Guo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic-venous+anastomosis%3A+cracking+the+code+of+Alzheimer%27s+disease+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regen+Res%22%5BJournal%5D)">Lymphatic-venous anastomosis: cracking the code of Alzheimer's disease treatment.</a> Neural Regen Res. , (2025).</li>
<li>Hong, J. P., Chen, W. F., Nguyen, D. H., Xie, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+proposed+role+for+lymphatic+supermicrosurgery+in+the+management+of+Alzheimer%27s+disease%3A+a+primer+for+reconstructive+microsurgeons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">A proposed role for lymphatic supermicrosurgery in the management of Alzheimer's disease: a primer for reconstructive microsurgeons.</a> Arch Plast Surg. 52 (2), 96-103 (2025).</li>
<li>Nguyen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+sigma-1+receptors+in+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Sci%22%5BJournal%5D)">Role of sigma-1 receptors in neurodegenerative diseases.</a> J Pharmacol Sci. 127 (1), 17-29 (2015).</li>
<li>Pierre, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+traumatic+encephalopathy%3A+diagnostic+updates+and+advances%5BTitle%5D)+AND+%22AIMS+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Chronic traumatic encephalopathy: diagnostic updates and advances.</a> AIMS Neurosci. 9 (4), 519-535 (2022).</li>
<li>Chen, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+cervical+lymphovenous+anastomosis+%28LVA%29+for+Alzheimer%27s+disease%3A+microsurgical+procedure+in+a+prospective+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Deep cervical lymphovenous anastomosis (LVA) for Alzheimer's disease: microsurgical procedure in a prospective cohort study.</a> Int J Surg. 111 (7), 4211-4221 (2025).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W 2012 roku ILif i in. jako pierwsi opisali układ glimfatyczny8. W 2015 roku Louveau i in. zidentyfikowali agregaty limfocytów T w lumencie naczyń limfatycznych i nazwali te struktury limfatycznymi oponami. Wykazali również, że limfatyczne mózgi mózgowe są powiązane zarówno z układem glimfatycznym, jak i dcLN. Podsumowując, pod regulacją układu limfatycznego mózgu, obejmującym zarówno układ glymfaczny, jak i limfatyczne oponowione, Aβ w płynie śródmiąższowym jest odprowadzane do płynu mózgowo-rdze...

Choroba Alzheimera (AD) to stopniowo postępujące zaburzenie neurodegeneracyjne, które często prowadzi do pogorszenia funkcji poznawczych. Charakterystyczne cechy patologiczne AD to płytki amyloid-beta (Aβ) oraz splątaniny neurofibrylarne, które powstają przez nieprawidłowo fosforylowane białka tau. Najnowsze badania nad układem limfatycznym mózgu otworzyły nowe możliwości terapeutyczne w leczeniu AD. System ten ułatwia odpływ Aβ z płynu śródmiąższowego (ISF) do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), a następnie do głębokich węzłów chłonnych szyjki przez naczynia limfatyczne oponowe (mLV)1. W 2024 roku zespół profesora Xie zgłosił pierwszy przypadek poprawy funkcji poznawczych u pacjenta z AD po głębokiej zespoleniu szyjki macicy (dcLVA) i następnie rozpoczął badanie kliniczne (NCT06530732)2.
Chociaż dcLVA jako nowatorskie podejście terapeutyczne w leczeniu AD oferuje obiecujące perspektywy dla pacjentów, precyzyjne mechanizmy leżące u podstaw jego efektów terapeutycznych wymagają dalszego wyjaśnienia3. Modele zwierzęce stanowią nieodłączną platformę do badania tych mechanizmów. Kompleksowe zrozumienie mechanizmów terapeutycznych dcLVA nie tylko pogłębi naszą wiedzę o patogenezie AD, ale także zoptymalizuje techniki chirurgiczne, wyjaśnia wskazania leczenia i ostatecznie przyniesie pacjentom większe korzyści kliniczne.
Zespół profesora Xie niedawno przedstawił model dcLVA, który wykazał wykonalność połączenia dopływów zewnętrznej żyły szyjnej z głębokim węzłem chłonnym szyjnym4. Jednak opis modelu wciąż nie jest wystarczający. Po pierwsze, opis głębokiego węzła chłonnego szyjnego (dcLN) i otaczającej go anatomii jest niewystarczający. Po drugie, nie ma obiektywnej, ilościowej oceny przechodności po operacji. Co ważniejsze, brakuje szczegółowych opisów etapów anastomozy dcLN i żył, a także jasnych i intuicyjnych zdjęć i filmów wygodnych do nauczania.
Biorąc pod uwagę, że technika ta obejmuje złożoną manipulację chirurgiczną oraz biorąc pod uwagę różnice anatomiczne między szczurami a ludźmi, różnice w procedurach chirurgicznych i szczegółach technicznych modeli szczurów mogą prowadzić do istotnych rozbieżności w wynikach eksperymentalnych. Dlatego zarówno kluczowe, jak i pilne jest jasne zilustrowanie istotnych punktów anatomicznych u szczurów oraz dostarczenie szczegółowych opisów technicznych procedury anastomozy. Takie działania są niezbędne do zwiększenia powtarzalności i standaryzacji protokołu chirurgicznego, wspierając tym samym szersze zastosowanie przez badaczy i postęp w powiązanych badaniach naukowych. Ponadto, biorąc pod uwagę różnorodność klinicznych technik chirurgicznych, takich jak anastomozę węzłów chłonnych do żyły i beznastomozę limfatyczno-naczyniową, oraz potencjał różnych wyników w zależności od podejścia chirurgicznego, warto przeprowadzić badania porównawcze w celu oceny ich względnej skuteczności. W odpowiedzi na te wyzwania przedstawiamy dwie wysoce powtarzalne metody dcLVA: głęboką anastomozę węzłów chłonnych szyjnych (dcLnVA) oraz głęboką anastomozę naczyń limfatycznych szyjnych (dcLaVA). Metody te mają na celu standaryzację procesu tworzenia modeli oraz ułatwienie dalszych badań podstawowych.

<table><tbody><tr><td>0,9% roztworu soli fizjologicznej sterylnej &nbsp; &nbsp;</td><td>Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.&nbsp; &nbsp;</td><td>R9824041307&nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Maść erytromycynowa</td><td>Sanqi Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>H34020307</td><td></td></tr><tr><td>Evans Blue Dye 5% (50mL)</td><td>LEAGENE</td><td>DK0053</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór sodu heparyny 0,1%</td><td>BIOSCO</td><td>BAC006</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokleszcze</td><td>ANLIXIN</td><td>AT-15</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk mikronaczyniowy</td><td>Tigergene</td><td>TG-AC-18-Z</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina sodowa</td><td>Hebei Yuanzheng Hemu Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>JFT230602</td><td></td></tr><tr><td>Biała wazelina</td><td>Tiancheng &nbsp; &nbsp;</td><td>20250202</td><td></td></tr></tbody></table>

protokoły chirurgiczne głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura: anastomozy węzłów chłonnych i naczyń chłonnych

Surgical Protocols for Deep Cervical Lymphovenous Anastomosis in a Rat Model: Lymph Node and Lymphatic Vessel Anastomoses

Głęboka zespolenie w trybie limfatycznym szyjki macicy (dcLVA) stało się obiecującą strategią leczenia choroby Alzheimera (AD), oferując znaczące poprawy w porównaniu do obecnie ograniczonych opcji leczenia. Jednak mechanizm leżący u podstaw dcLVA pozostaje niejasny. Chociaż badania kliniczne trwają, modele zwierzęce symulujące dcLVA stanowią cenne narzędzie do badania jego mechanizmu. Celem tego badania jest opracowanie ustandaryzowanego protokołu tworzenia modeli dcLVA u zwierząt, aby ułatwić badania podstawowe i sprostać wyzwaniom klinicznym. Opisujemy procedury chirurgiczne oraz kluczowe kroki anastomozy głębokiego węzła chłonnego szyjnego (dcLN) oraz jego naczynia aferentnego limfatycznego (ALV) z tylną żyłą twarzową (PFV), szczegółowo opisując dwie odrębne metody chirurgiczne: głęboką anastomozę węzłów chłonno-żyłowych szyjnych (dcLnVA) oraz głęboką anastomozę naczyń limfatycznych szyjnych (dcLaVA). Poza promowaniem drenażu limfatycznego, porównanie tych dwóch metod chirurgicznych pomaga nam również zrozumieć i zbadać rolę głębokiego węzła chłonnego szyjnego i głębokiego układu limfatycznego szyjnego w patogenezie AD. Ogólnie rzecz biorąc, pełne i jasne przedstawienie zabiegu chirurgicznego oraz kluczowych punktów anatomicznych u szczura pomaga ujednolicić protokół chirurgiczny, co może minimalizować czynniki zakłócające i ograniczyć zmienność międzyeksperymentalną, tworząc solidne podstawy metodologiczne do głębszego zrozumienia zaangażowanych mechanizmów.

Procedury chirurgiczne i wyniki pooperacyjne dcLnVA i dcLaVA są przedstawione z jednym przypadkiem reprezentatywnym każdy. W przypadku dcLnVA zidentyfikowano PFV (średnica 2 mm) i oddzielono od bocznej krawędzi SCM (Rysunek 1A, Rysunek S1A). W szczelinie między SCM a STM, około 4 mm przyśrodkowo od PFV, znaleziono długi owalny dcLN (5 mm × 4 mm × 2 mm) i drobno oddzielony (Rysunek 1B,C, Rysunek S1B-E). Następnie zac...

Przedstawiamy tutaj protokół jasno definiujący kroki anastomozy głębokiego węzła chłonnego szyjnego lub jego naczynia aferentnego z tylną żyłą twarzową u szczura, aby zminimalizować wpływ innych zmiennych i ujednolicić prowadzenie badań chirurgicznych.

Protokoły chirurgiczne głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura: anastomozy węzłów chłonnych i naczyń chłonnych

Deep cervical lymphovenous anastomosis (dcLVA) has become a promising treatment strategy for Alzheimer&#39;s disease (AD), offering significant ...

Nasza technika dcLVA wykazuje obiecujące wyniki w leczeniu choroby Alzheimera, choć mechanizmy pozostają niejasne. Modele zwierzęce są jednak kluczowe do odkrycia. Kluczowym wyzwaniem jest anatomiczna różnica między szczurami a ludźmi.Standaryzacja punktów i technik chirurgicznych jest kluczowa dla wiarygodnych rezultatów. Na początek zdezynfekuj linię środkową szyi znieczulonego szczura trzy razy, na przemian pomiędzy nalewką jodową a 70% alkoholem izopropylowym, aby zapewnić sterylne pole chirurgiczne. Następnie wykonaj nacięcie środkowe o długości około trzech centymetrów za pomocą skalpela chirurgicznego.Uważaj, aby nie uszkodzić gruczołu podszczękowego i naczyń krwionośnych podczas rozwarstwienia. Wycofaj skórę, odsłaniając mięsień mostkowo-tarczycowy, mięsień mostkowo-poduszkowo-żółto-naczyniowy oraz mięsień omo-knykowy. Zidentyfikować żyłę twarzową przeduszową, będącą dopływem żyły szyjnej zewnętrznej, wzdłuż bocznego brzegu mięśnia mostkowo-poduszko-posatego.Na rozgałęzieniu między żyłą twarzową przeduuszną a żyłą szyjną zewnętrzną należy zatkać żyłę przeduuszną twarzy za pomocą mikronaczyniowego klipsa. Kontynuuj tępe rozcinanie żyły twarzy przeduchowej, aby uzyskać odpowiednią długość, i zaciskaj ją na dalszym końcu. Upewnij się, że segment żyły twarzy przedusznej pozostaje jak najbardziej luźny, aby umożliwić dalszą trakcję podczas zenastomozy z głębokim węzłem chłonnym szyjnym.Następnie wykonaj podłużne nacięcie równoległe do osi naczynia za pomocą nożyczek mikronaczyniowych. Upewnij się, że nacięcie żyły twarzy przeduusznej jest podłużne, ponieważ nacięcie poprzeczne może być powiększone i pęknięte przez trakcję. Dokładnie płukać odizolowany segment naczyniowy heparynizowaną solą fizjologiczną, przygotowaną jako 0,1% heparyny sodu w 0,9% chlorku sodu, aż erytrocyty krwi zostaną całkowicie usunięte.Zbadaj i całkowicie odsłonij głęboki węzeł chłonny szyjny oraz jego naczynie limfatyczne przychodzące pośrodku mięśnia mostkowo-tarczycowego i mięśnia mostkowo-naczyniowo-naczyniowego. Stopniowo rozcinaj głęboki węzeł chłonny szyjny, używając techniki tępy. Ostrożnie nacinaj powięzi pomiędzy głębokim węzłem chłonnym szyjnego a otaczającymi tkankami, unikając uszkodzenia zarówno węzła, jak i jego naczynia limfatycznego aferentnego.Upewnij się, że żyła twarzowa przeduszna i głęboki węzeł chłonny szyjny są blisko siebie, aby zminimalizować napięcie po anastomozze. Następnie utworzenie otworu na dalszym końcu głębokiego węzła chłonnego szyjki, częściowo wycinając tkankę węzła chłonnego. Upewnij się, że szerokość otworu jest mniejsza lub zbliżona do średnicy żyły twarzy przedusznej, aby przepływ krwi w żyłie nie był znacząco zakłócony.Za pomocą szwu nylonowego 12-0 anastomozuj bliższy koniec przedusznej żyły na twarzy do bliższego końca głębokiego nacięcia węzła chłonnego szyjnego. Kontynuuj rozszerzanie długości nacięcia żyły twarzowej przeduchowej aż do dalszego końca, tak aby była nieco większa niż długość głębokiego nacięcia w węzłu chłonnym szyjnym. Następnie przeprowadzić igłę kolejno przez zewnętrzną krawędź głębokiego przecięcia węzła chłonnego szyjnego oraz wewnętrzną krawędź nacięcia żyły twarzowej przed uszem, wciągając tym samym przecięcie węzła chłonnego do światła żyły.Wykonaj ciągłe cięcie od dolnej do górnej krawędzi głębokiego przecięcia węzła chłonnego szyjnego. Przed zakończeniem końcowego szwu ponownie napłukaj światło roztworem sodu heparyny, aby zapobiec powstawaniu zakrzepów w żyłe twarzy przedusznej. Utrzymuj odpowiednie napięcie na szwie podczas ciągłego zamykania, aby zapewnić bezpieczne zamknięcie i zapobiec późniejszemu przeciekowaniu.Przeciąć naczynie limfatyczne aferentne i zachować otaczającą tkankę, aby służyła jako punkt kotwiczenia szwów. Za pomocą igły do szwów 12-0 wprowadź ją około dwóch milimetrów blisko nacięcia w żyłie twarzy przeduusznej i przesuń ją do wyjścia przez otwarcie nacięcia żyły. Wchodzi się do tkanki w pobliżu kikuta naczynia limfatycznego aferentnego igłą szwową, aby złapać naczynie.Przeprowadź igłę do nacięcia przeduusznej żyły twarzowej i wyciągnij przez jej bliższą krawędź, a następnie zwiąż szew, aby utrwalić kikut naczynia limfatycznego aferentnego w świetle żyły. Całkowicie włóż kikut naczynia limfatycznego aferentnego do światła żyły twarzy przedusznej, kierując go w kierunku bliższym, aby utrzymać drenaż fizjologiczny. Na koniec zszyj otaczającą tkankę w pobliżu kikuta naczynia limfatycznego aferentnego do wewnętrznej krawędzi nacięcia żyły twarzowej przedusznej, aby zapewnić zewnętrzne ustabilizowanie.W głębokiej anastomozzie węzłów chłonnych szyjnych średni kąt barwienia tylnej żyły twarzy po anastomozzie był skierowany na stronę niebieskiego odcienia 278,2 stopnia, w porównaniu do sąsiedniej żyły przedniej twarzy o 327,9 stopnia, a różnica była większa niż tylna żyła twarzy przed nastomozą – 24,8 stopnia. W przypadku głębokiego anegomozy naczynia limfatycznego szyjnego średni kąt barwienia tylnej żyły twarzy po zenastomozzie wynosił 282,4 stopnia, co wykazuje silniejszy niebieski odcień niż sąsiednia żyła przednia twarzy przy 303,7 stopnia, a różnica była bardziej wyraźna niż tylna żyła twarzy przednastomozy, wynosząca 39,6 stopnia. Nasze badanie dostarcza konkretnych odniesień oraz ustandaryzowanych ram dcLVA, w tym dcLNVA i dcLAVA, wspierających zarówno konkretne badania, jak i zastosowania kliniczne.W przyszłości zbadamy skuteczność i mechanizm tej procedury chirurgicznej w modelach szczurów z AD.

surgical-protocols-for-deep-cervical-lymphovenous-anastomosis-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Hiperplazja neointimy jest główną przyczyną zwężenia w żyłach arteryalizowanych. Proponujemy nowy protokół, w którym żyła zewnętrzna szyjna prawa jest przeszczepiana z wykorzystaniem techniki mankietowej do tętnicy szyjnej wspólnej u szczurów Sprague Dawley. Przeżywalność w momencie uśmiercenia zwierząt wynosiła 100 %.

Szkolenie z zaawansowanej techniki mikrosurgicalnej: Interpozycja przeszczepu z żyły szyjnej zewnętrznej w tętnicy szyjnej wspólnej u szczurów

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Ten film demonstruje technikę kanniulacji krezkowego przewodu chłonnego u szczurów. Metoda ta umożliwia bezpośredni dostęp do całej objętości składników obecnych w płynie limfatycznym.

Kaniulacja krezki limfatycznej w modelu szczura w celu pobrania płynu limfatycznego

Ten film pokazuje kaniulację śróddwunastnicy na modelu szczurzym. Po znieczuleniu szczura lokalizuje się dwunastnicę i tworzy się małe nakłucie. Kaniula w kształcie litery J ze ściętą końcówką jest ostrożnie wprowadzana i zabezpieczana, a nacięcie jest zamykane. Kaniulowany model szczura umożliwia infuzję dojelitową do badań immunopatologicznych.

Kaniulacja śróddwunastnicza w modelu szczurzym do badań immunopatologicznych

Dostęp naczyniowy do pomiaru hemodynamiki, dostarczania płynów i pobierania próbek krwi jest ważny dla każdego badania na małym modelu zwierzęcym. Przedstawiamy technikę wszczepiania cewników do tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wspólnej u znieczulonego szczura w celu podłączenia do systemu w celu przeprowadzenia monitorowania, infuzji i pobierania próbek.

Cewnikowanie tętnicy szyjnej i żyły szyjnej w celu wykonania pomiarów hemodynamicznych, infuzji i pobierania próbek krwi w świadomym modelu szczurzym

Tutaj opisujemy technikę kannuacji krezkowego przewodu chłonnego u szczurów, która umożliwia ilościowe określenie transportu lipidów i leków przez układ limfatyczny po porodzie jelitowym. Technika ta może być dostosowana do oceny stężenia limfy krezkowej i/lub transportu płynu, komórek odpornościowych, peptydów, białek i cząsteczek lipofilowych.

Model szczura kaniulowanego kaniulowanego w krezkowym przewodzie chłonnym: zastosowanie do oceny transportu leków limfatycznych w jelitach

Rekonstrukcja żyły głównej nadwątrobowej (SHVC) pozostaje trudnym krokiem w ortotopowym przeszczepie wątroby u szczurów. W tym artykule przedstawiamy krok po kroku protokół rekonstrukcji SHVC u szczurów przy użyciu nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego.

Szczurzy model ortotopowego przeszczepu wątroby z wykorzystaniem nowatorskiej techniki zespolenia magnetycznego do rekonstrukcji żyły głównej nadwątrobowej

Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną metodę elektroprzędzenia do wytwarzania przeszczepów naczyniowych PCL z grubymi włóknami i dużymi porami, oraz opisujemy protokół oceny wydajności in vivo w szczurzym modelu wymiany aorty brzusznej.

Implantacja elektroprzędzonych przeszczepów naczyniowych o zoptymalizowanej strukturze w modelu szczurzym

Przedstawiamy protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego u szczurów, umożliwiający dostarczanie leku bezpośrednio do nerwu bez powikłań po wstrzyknięciu. Metoda ta ma zastosowanie w przedklinicznych badaniach neurologicznych obejmujących manipulację autonomicznego układu nerwowego. Może być stosowany do bezpośredniego wstrzykiwania nerwów dla innych nerwów u szczurów i innych gatunków, z niezbędnymi modyfikacjami.

Protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego dla szczurów

Ten eksperymentalny protokół demonstruje głęboki model szczura z kaniulowaniem przewodów wędrowych szyjnych, który umożliwia bezpośrednią i ilościową ocenę drenażu limfatycznego z okolic głowy. Model umożliwia szczegółową analizę substancji rozpuszczonych pochodzących z ośrodkowego układu nerwowego (OUN), populacji komórek odpornościowych oraz dystrybucję i oczyszczanie terapii ukierunkowanych na OUN.

Model szczura z kanulacją przewodu limfatycznego szyjnego do oceny transportu limfatycznego z głowy i mózgu

Ten protokół eksperymentalny opisuje model szczura z kanalikiem limfatycznym wątroby, który umożliwia bezpośrednią i ilościową ocenę limfatycznego i naczyniowego drenażu wątroby. Model pozwala na jednoczesne pobieranie limfy wątrobowej i krwi ogólnoustrojowej w celu zbadania transportu, metabolizmu i sygnalizacji odpornościowej wątroby, wspierając badania farmakokinetyki leków i biologii specyficznej dla wątroby.

Kompleksowy model szczura do oceny dróg transportu wątrobowego poprzez jednoczesne pobieranie próbek limfatycznych i krwionośnych

Poznaj standaryzowany protokół chirurgiczny głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura. Metoda obejmuje dcLNVA i dcLAVA, wspierając badania nad chorobą Alzheimera.

Protokoły chirurgiczne głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura: anastomozy węzłów chłonnych i naczyń chłonnych

Przeglądaj więcej filmów