Artigo de método

Dissecação de um olho do rato para um monte inteiro do epitélio pigmentar da retina

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DOI:

10.3791/2563

27 de fevereiro de 2011

Neste artigo

Resumo

Uma demonstração formal da dissecação de um olho de rato, resultando em uma montagem de todo o epitélio pigmentar da retina.

Resumo

Do epitélio pigmentar da retina (EPR) está no fundo do olho dos mamíferos, logo abaixo da retina neural, que contém os fotorreceptores (cones e bastonetes). O EPR é uma monocamada de células pigmentadas cuboidal e associados estreitamente com a retina neural logo acima dele. Esta associação faz com que o RPE de grande interesse para pesquisadores que estudam doenças da retina. O RPE é também o local de um ensaio in vivo de homologia dirigido reparo do DNA, o ensaio p un. O olho do rato é particularmente difícil de dissecar, devido ao seu pequeno tamanho (cerca de 3,5 milímetro de diâmetro) e sua forma esférica. Este artigo demonstra detalhadamente um procedimento para dissecação do olho, resultando em uma montagem de todo o RPE. Neste procedimento, vamos mostrar como trabalhar com, e não contra, a estrutura esférica do olho. Resumidamente, o tecido conjuntivo, músculo e do nervo óptico são removidos da parte traseira do olho. Então, a córnea eo cristalino são removidos. Em seguida, os cortes são feitos estratégicas que resultam em achatamento significativo do tecido remanescente. Finalmente, a retina neural é suavemente levantado, revelando um RPE intactas, o que ainda está ligado à coróide subjacente e esclera. Esta montagem inteira pode ser usado para executar o ensaio p un ou para avaliação imuno-histoquímica ou imunofluorescência do tecido EPR.

Protocolo

1. Remover o tecido Extraneous do lado de fora do olho

  1. Despeje 1X PBS na tampa de um prato de 35 mm. O nível deve ser logo abaixo da borda da tampa.
  2. Utilizando uma pinça reta, olhos de transferência (s) do tubo de armazenamento para o prato de 35 mm. Olhos estão submersos em PBS, por duas razões: 1. Os tecidos estranhos irá "flutuar" longe dos olhos para que você possa ver e removê-los facilmente, e 2. Durante a dissecção, o olho vai, naturalmente, manter a sua forma esférica, enquanto em suspensão, permitindo que você trabalhe com este formato e não contra ela.
  3. Utilizando ambas as pinças anguladas (45 ° e 15 °), remova tanto músculo e tecido conjuntivo possível, puxando o tecido contra a corrente (ou seja, em direção à córnea). Alguns tecido conjuntivo permanecerá. Esforço deve ser feito para comprimir o globo ocular o mínimo possível.
  4. Comércio seus 15 ° para pinças tesouras primavera. Enquanto mantém o olho fixo com 45 pinças °, use a tesoura para cortar mola muscular restantes e do tecido conjuntivo, bem como o nervo óptico. * Dica: Use a borda externa da tesoura para empurrar o tecido de encontro à grão (em direção a divisão córneo-escleral) e depois cortar. Continue até que todo o tecido estranho foi removido do olho.

2. Remova a córnea ea lente

  1. Com a córnea para cima, use a pinça de 45 ° a beliscar-se uma pequena dobra no centro da córnea.
  2. Usando a tesoura primavera, fazer uma pequena incisão na base do retalho. Deixar de ir a retalho.
  3. Mantendo os olhos ainda com o fórceps, inserir o menor lâmina de tesoura para dentro e perpendiculares à incisão e fazer um corte para a divisão córneo-escleral. Tente manter a sua menor lâmina sob a íris para tanto a córnea ea íris são cortadas. Não corte todo o caminho para a divisão córneo-escleral. Mantenha tesouras inserido no olho.
  4. Usando o seu fórceps de 45 °, cuidadosamente girar o olho para que sua tesoura são paralelos ao dividir córneo-escleral e fazer um pequeno corte. Girar lentamente os olhos de 360 ​​°, fazendo pequenas incisões em toda a volta. Mais uma vez, tentar manter a parte inferior da lâmina da tesoura sua primavera sob a íris para que ambos íris e córnea são cortados. Levante a íris ea córnea longe do resto do olho e descartá-las.
  5. Incline o olho do seu lado e pressione suavemente na metade posterior do olho, forçando a lente para fora. Descarte da lente. O interior da ocular restante está alinhada pela retina neural, que deve ser suave e opaca.

3. Trimestre a ocular, resultando, resultando em um 4 - "pétalas", flor-como a estrutura

  1. O olho deve estar posicionado de tal forma que a abertura da ocular é perpendicular ao seu corpo. Use sua pinça de 45 ° a posição firme e ocular o.
  2. Segurando uma tesoura sua primavera na frente de você assim que são perpendiculares ao seu corpo, insira a parte inferior da lâmina da tesoura sua primavera na borda superior do copo olho aberto. Usando o seu fórceps de 45 °, alinhe cuidadosamente o copo olho para que um corte, única reta pode ser feita a partir da divisão córneo-escleral em direção à cabeça do nervo óptico. Todos os cortes devem ser perpendicular à divisão córneo-escleral ea menos que especificado, deve ir tão perto da cabeça do nervo óptico quanto possível, sem cortá-lo.
  3. Gire a ocular 180 °, mantendo a sua perpendicularidade com o seu corpo. Usar a técnica em passo 3.2 para fazer um corte perpendicular segundo.
  4. Gire a ocular e repita a técnica descrita em 3.2 para fazer dois cortes mais. Todos os quatro cortes devem ser tão próximas a 90 ° entre si quanto possível. Tenha em mente que o olho não é perfeitamente esférica para que haja alguma variabilidade.

4. Corte cada um dos quatro "pétalas" no meio, resultando em uma estrutura de oito pétalas de flores como

  1. Transferência a ocular esquartejado do prato 35 milímetros para uma lâmina limpa. Com a ocular para cima, colher por baixo com as 45 forceps °. Cuidadosamente retire-o do líquido e colocá-lo em uma lâmina limpa.
  2. Utilizando ambas as pinças anguladas, gentilmente abrir o olho, com a retina neural voltada para cima. NÃO REMOVA A NEURAL RETINA-ajuda o olho manter alguns de seus forma esférica para que você não está trabalhando contra ela. Também protege o RPE de ser acidentalmente danificados nos procedimentos a seguir.
  3. Gire o slide até que uma das pétalas é perpendicular ao seu corpo.
  4. Use seus 15 forceps °, agarram delicadamente o canto da pétala. O canto da pétala deve ser córnea, retina neural ou não RPE. Levante o canto suave, permitindo-lhe manter a sua curvatura.
  5. Insira a lâmina inferior da tesoura sua mola entre a pétala eo slide. Line up suas tesouras de tal forma que uma única linha reta, corte perpendicular pode ser feita a partir da divisão córneo-escleral em direção à cabeça do nervo óptico. Corte o mais próximo da cabeça do nervo óptico como withou possívelt cortá-lo. Deixar de ir a pétala, permitindo que ele deitar no slide.
  6. Girar a lâmina de 90 °, de modo que a pétala seguinte é perpendicular ao seu corpo. Repita o passo 4.5.
  7. Repita os passos 4.5 e 4.6 mais duas vezes. A estrutura resultante deve ser semelhante a uma flor de oito pétalas.

5. Remova a retina neural

  1. Pipeta 100-200 mL de 1X PBS para a amostra. Isso impedirá que a retina neural grude que você retire-a do EPR.
  2. Tipicamente, a retina neural é vagamente ligado ao RPE. No entanto, ele requer prática e habilidade para remover somente a retina neural e não o RPE. Gentilmente segure uma pétala da retina neural com um par de pinças anguladas estabilizando ao mesmo tempo (mantendo) o resto do olho com o outro par de pinças anguladas. Puxe a retina neural longe do resto do olho. Continue este procedimento até a retina inteiras neural foi removido. * Dica: furar a ponta do seu 15 ° para forceps cabeça do nervo óptico para ancorar o olho. Em seguida, use a pinça de 45 ° para varrer debaixo da retina neural e retire-a e longe. Geralmente é melhor para levantar a retina neural da cabeça do nervo óptico em direção ao dividir córneo-escleral. Certifique-se de afastar quaisquer vestígios da íris frouxa. A íris é muito pegajosa e pode ficar preso de outra forma para o EPR.
  3. Lavar a amostra com PBS 1X. Pipeta 100-200 mL de 1X PBS para a amostra e chupar-lo de volta. Descartar a PBS. Repita conforme necessário para remover a poeira e detritos.

6. Monte você espécime (s) em um slide

  1. Pipeta 80-90 mL de glicerol 90% para um novo slide em uma forma retangular. Use o lado da ponta da pipeta para fazer um esfregaço, mesmo retangular de glicerol. (Este é o procedimento para a montagem de dois RPE em um slide.)
  2. Insira o antebraço de 15 de fórceps ° sob o espécime. Levante cuidadosamente a amostra para fora do diapositivo de dissecação.
  3. Abaixe lentamente a amostra para o glicerol. Abanando as pinças como você retirá-los de debaixo do espécime.
  4. Repita os passos de 6,1-6,3 para o outro espécime.
  5. Gire o slide para que o lado mais longo é perpendicular ao seu corpo. Segure o vidro da tampa em um ângulo de 45 ° para o slide de forma que ele está tocando o slide. Movê-lo para o esfregaço glicerol até que eles toquem. Manter contato entre a tampa de vidro e deslize, mova lentamente a tampa de vidro longe da mancha, em direção à borda do slide. Alinhe os lados da lâmina ea tampa de vidro de modo que eles são paralelos. Segure os cantos da tampa de vidro entre o polegar eo indicador.
  6. Pegar o 15 ° em uma pinça a outra mão. Berço da borda (grátis) superior da tampa de vidro na dobra do braço. Muito lentamente, abaixe a tampa de vidro. Quando o contato é feito entre o vidro da tampa e do glicerol, pare e espere que o glicerol para migrar. Repita esse rebaixamento e espera até que as montagens RPE todo são totalmente cobertos. Isso é para evitar o glicerol altamente viscoso de capturar as bolhas de ar. NÃO empurre para baixo a lamela - o glicerol vai apertar debaixo dela, fazendo de adesão muito pobre.
  7. Com claras unha polonês, pintura em torno do perímetro onde a tampa de vidro e deslize se encontram.
  8. Coloque o slide em cima de uma prateleira vazia para secar.

7. Resultados representativos:

O resultado deste procedimento deve ser uma estrutura que se parece com uma flor e deve ser bastante simétricos.

Figura 1
Figura 1. RPE montar todo a partir de um rato C67Bl/6J tipo selvagem. RPE de preto ou animais cutia deve ser de cor marrom escuro e deve ter uma superfície lisa. É normal a notar ondulações na topografia das pétalas. A pigmentação em qualquer espécime dar pode ser um pouco variável, devido à densidade variável de pigmentação de ambos RPE ea coróide subjacente. Setas brancas apontam para hipopigmentadas "canais" - isto é normal e é devido à vascularização subjacente do olho. Azul seta aponta para danos físicos aos dois RPE ea coróide subjacente.

Figura 2
Figura 2. RPE montar todo a partir de um camundongo diluído. Amostras colhidas de animais diluir pode variar de cor de quase transparente para café au lait e qualquer um espécime é como ter variabilidade dentro dela, indicado em círculos negros aqui. Em geral, RPE colhidas de animais mais jovens são mais leves e aqueles colhidos de animais mais velhos são mais escuras. Setas pretas indicam alguns dos vasculatura subjacente, que aparece hipopigmentadas.

Figura 3
Figura 3. Faloidina coloração pode ser usado para detectar danos físicos ao RPE. Coloração faloidina define claramente as membranas celulares, mostrando a forma hexagonal do epitélio. (A) Exemplo de um rato preto. (B) Exemplo de um camundongo diluído.

Figura 4
Figura 4. A RPE mal dissecados de um camundongo diluído. (A) Os colchetes indicam margens de córnea que são demasiado grandes, que podem causar deformação e / ou dobrar. Dentro do círculo preto você pode ver uma quantidade excessiva de tecido estranho que não tenham sido removidos da parte traseira do olho. Eles são particularmente evidente, porque a amostra é de um animal diluída. A pétala no canto inferior esquerdo é parcialmente dobrada. (B) Esta montagem tem toda a aparência de um cata-vento. Setas pretas indicam alguns dos cortes que foram feitos. Muitos dos cortes, desde desigualdade córneo-escleral em direção à cabeça do nervo óptico não estão em conformidade com o diâmetro. (C) setas pretas indicam como os cortes deveriam ter sido feitas, de acordo com o diâmetro ea perpendicular à tangente.

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Discussão

O RPE é o site da p un ensaio, um ensaio in vivo de homologia dirigido reparação. O ensaio p un tem sido usado para estudar os efeitos dos danos de DNA diferentes 1,2 e sinalização de danos ao DNA e genes de reparo 3,4,5 sobre a freqüência de homologia dirigido reparação. Este ensaio é altamente sensível, detectando uma única célula eventos no RPE 1. Ele também pode detectar diferenças no momento de homologia-dirigido eventos de r...

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Divulgações

Não há conflitos de interesse declarados.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Ciências de Saúde Ambiental [K22ES012264 para AJRB] e um American Cancer Society InstitutionalResearch Grant [ACS-IRG-00-173-04] piloto projectaward [para AJRB]. Agradecemos também aos membros do laboratório de Bishop para a leitura crítica do manuscrito e comentários sobre o vídeo e Adam Brown, em particular, para a exemplo do que não fazer. Agradecemos ao Dr. Donald McEwen de Câncer Greehey infantil Research Institute por nos permitir o uso de seu escopo dissecar / vídeo câmera set-up para as filmagens do vídeo de dissecação. Agradecemos a Daron Brown em Instrumentos Corte para afiar e reparação de nossas ferramentas de microdissecção.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
pinça retaRoboz Surgical Instruments Co.RS-4903ponta: 0,08 x 0,04 mm material: INOX
pinça de 45°Roboz Surgical Instruments Co.RS-5005ponta: 0,05 x 0,01 mm material: INOX
pinça "para cima" de 15°Roboz Surgical Instruments Co.RS-5045Aponta: 0,1 x 0,06 mm material: INOX
tesoura com molaRoboz Surgical Instruments Co.RS-5604largura da ponta combinada 0,3 mm, comprimento da borda cortante 3 mm, material: aço inoxidável
microscópio estereoscópico binocularCarl Zeiss, Inc.Discovery V.8usar fonte de luz refletida
faloidinaInvitrogenA22283Alexa Fluor 546

Referências

  1. Bishop, A. J., Kosaras, B., Sidman, R. L., Scheistl, R. H. Benzo(a)pyrene andX-rays induce reversions of the pink-eyed unstable mutation in the retinal pigmentepithelium of mice. Mutat. Res.. 457, 31-31 (2000).
  2. Reliene, R. H. lavacove, Mahadevan, A., Baird, B., M, W., Schiestl, R. H. Diesel exhaust particles cause increased levels of DNA deletions after transplacental exposure in mice. Mutat. Res. 570, 245-2452 (2005).
  3. Bishop, A. J., Barlow, C., Wynshaw-Boris, A. J., Scheistl, R. H. Atm deficiency causes increased frequency of intrachromosomal homologous recombination in mice. Cancer Res. 60, 395-399 (2000).
  4. Brown, A. D., Claybon, A. B., Bishop, A. J. Mouse WRN helicase domain is not required for spontaneous homologous recombination-mediated DNA deletion. J. Nucleic Acids. , (2010).
  5. Claybon, A., Karia, B., Bruce, C., Bishop, A. J. PARP1 suppresses homologous recombination events in mice in vivo. Nucleic Acids Res. , Forthcoming (2010).
  6. Bishop, A. J. p53-, and Gadd45a-deficient mice show an increased frequency ofhomologous recombination at different stages during development. Cancer Res. 63, 5335-5343 (2003).
  7. Bodenstein, L., Sidman, R. L. Growth and development of the mouse retinalpigment epithelium. Part I. Cell and tissue morphometrics and topography of mitoticactivity. Dev Biol. 121, 192-204 (1987).
  8. Burke, J. M. Epithelial phenotype and the RPE: is the answer blowing in the Wnt? Prog Retin. Eye Res. 27, 579-595 (2008).

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