Artigo de método

Procedimentos para identificar Infecciosas príons após a passagem através do sistema digestivo de uma espécie de aves

DOI:

10.3791/50853

6 de novembro de 2013

Neste artigo

Resumo

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Catadores têm potencial para translocam infecciosas transmissíveis prions encefalopatia espongiforme em suas fezes para áreas livres da doença. Nós métodos de detalhes usados ​​para determinar se prions de scrapie mouse adaptados permanecer infeccioso após a passagem que o trato digestivo dos corvos-americanos (Corvus brachyrhynchos), o consumidor comum de animais mortos.

Resumo

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Material de príon infeccioso (PrP Res) é provável que a causa da fatal, neurodegenerativa Encefalopatia Espongiforme Transmissível (EET) doenças 1. A transmissão de doenças TSE, tais como a doença debilitante crónica (CWD), presume-se ser de animal para animal de 2,3, bem como a partir de fontes ambientais 4-6. Catadores e carnívoros têm potencial para translocação de material PrP Res através do consumo e excreção de carniça contaminados com CWD. Trabalhos recentes tem documentado passagem de material PrP Res através do sistema digestivo dos corvos-americanos (Corvus brachyrhynchos), um limpador norte-americano comum 7.

Nós descrevemos os procedimentos utilizados para documentar a passagem de material PrP Res através corvos americanos. Crows foram tratadas por gavage com RML-deformação scrapie adaptado do rato e suas fezes foram coletadas 4 post hr gavage. Fezes galinha foram em seguida reunidas e injectadas por via intraperitoneal emC57BL / 6. Ratos foram monitorados diariamente até que eles manifestaram sinais clínicos de rato scrapie e foram, posteriormente, submetidos à eutanásia. Camundongos assintomáticos foram monitoradas durante 365 dias após a inoculação. Análise de Western blot foi realizada para confirmar o estado da doença. Os resultados revelaram que os príons infecciosos permanecer depois de viajar através do sistema digestivo de corvos e estão presentes nas fezes, causando doença em ratos de teste.

Introdução

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As encefalopatias espongiformes transmissíveis (EET) são desordens neurodegenerativas fatais infecciosas que afetam a vida selvagem, os animais domésticos e seres humanos. O agente infeccioso de doenças TSE parece ser isoformas deformadas ou patogênicos (PrP Res) de uma proteína príon. EET animal incluem doença debilitante crônica (CWD) em veados (Odocoileus hemionus), veados de cauda branca (Odocoileus), alces (Cervus elaphus) e alce (Alces alces); scrapie em ovinos e caprinos; encefalopatia espongiforme bovina ( BSE) em gado doméstico; encefalopatia mink transmissível em mink viveiro; encefalopatia espongiforme felina em gatos; exótico encefalopatia espongiforme ungulados em exótico jardim zoológico rumina da família dos bovídeos, e encefalopatia espongiforme em primatas não humanos 8. A doença TSE humano único, a doença de Creutzfeldt-Jakob variante, é raro e pensado para ser adquirida através do consumo de PrP Res-contaminalimentos ciado 9. Da mesma forma, a EEB pode infectar os seres humanos se carne contaminada é consumida 10. De todas as doenças TSE, scrapie e CWD são os dois únicos com epidemias auto-sustentáveis ​​e fontes de infecção se presume ser de animal para animal 2,3,11, bem como a partir de fontes ambientais 4-6. A pesquisa sugere que a maioria das doenças TSE exigem períodos de incubação prolongados notáveis ​​de eventos de exposição naturais de PrP Res a manifestação de sinais clínicos 2-4,6,8 e barreiras de espécies aparentes minimizar, mas não eliminar o potencial de, a transmissão entre espécies 12-14 .

Identificar mecanismos para a propagação do príon infeccioso (PrP Res) o material é extremamente importante para responder a perguntas sobre como as doenças TSE mover por toda a paisagem. Estudos experimentais têm sugerido que os insetos 15,16, aves e suínos 17, e os corvos-americanos (Corvus brachyrhynchos) 7,18 são portadores passivos ou dispersores de material PrP Res. A passagem de material de PrP Res através do sistema digestivo de corvos foi recentemente documentado, demonstrando o papel que podem desempenhar na dispersão de doenças TSE 7. Estes resultados tornam plausível que corvos, um limpador, poderia encontrar, consumir e transportar o material infeccioso via deposição de fezes, para áreas livres da doença.

Os procedimentos que demonstram aqui foram usados ​​para documentar a passagem de material PrP Res através do sistema de digestão de corvos e vai facilitar muito a aplicação destes métodos para outro limpador e modelos específicos de espécies de carnívoros em futuras pesquisas relacionadas. Neste estudo foram utilizados os métodos convencionais para investigar um meio não-convencionais de tráfico de material PrP Res, o que poderia contribuir para a disseminação e carga global de material PrP Res.

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Protocolo

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Nosso protocolo foi adaptado de um nós publicado anteriormente 7. Todos os procedimentos envolvendo animais foram aprovados pelo Comitê do Departamento de Agricultura dos EUA (USDA), de animais e plantas Serviço de Inspeção de Saúde (APHIS), Wildlife Services (WS), Centro Nacional de Pesquisa da Vida Selvagem (NWRC) Institutional Animal Care e Use.

1. Corvo Gavaging

  1. Estimar o tempo de passagem do 'material cerebral pseudo' através do trato digestivo de corvos americanos.
    1. Misture 5 ml de cozidos e ovos mexidos inteiro com corante azul e gavage um corvo com um 2 em agulha gavage (Figura 1).
    2. Verifique corvo a cada 30 minutos até que azul / fezes verdes com manchas não estão mais sendo excretado.
  2. Obter RML (Chandler tensão) infectados C57BL / 6 cérebros não infectados e doentes terminais do mouse.
  3. Gerar a 20% peso / volume normal e infectado homogeneizado mouse-cérebro em um homogeneizador de bala liquidificador com 1xsalina tamponada com fosfato (PBS) e esferas de vidro, em seguida, centrifugar a 3.000 g durante 1 min para remover as partículas maiores. Remover o sobrenadante e dilui-se com um volume igual de PBS 1x para gerar a 10% em peso / volume em PBS estéril. Congelar a -80 ° C até ser necessário.
  4. 17 horas antes da gavage remover comida, mas não de água, a partir de penas de galinha.
  5. Aleatoriamente alocar corvos para os grupos de tratamento e por via oral gavage cada corvo com 5 ml de homogeneizado normal ou infectado cérebro do rato usando um 2 em agulha gavage.
  6. Transferência de corvos para gaiolas individuais e coletar e agrupar todas as fezes dentro de cada gaiola para 4 post hr gavage (Figura 2).
  7. Homogeneizar fezes reunidas para cada corvo num homogeneizador bala misturador com esferas de vidro, até uma textura uniforme. * Fezes galinha são na maior parte de líquido e pode ser misturado facilmente.
  8. Para cada corvo, diluir a 500 ul de homogeneizado fecal em 9,5 ml de 1x PBS para um volume total de 10 ml.
  9. Centrifugar a homogena fecalte durante 15 minutos a 1400 xg e extrair o sobrenadante.
  10. Para minimizar o risco de uma infecção microbiana secundária, tratar o sobrenadante com 1 ml de 100 unidades / ml de penicilina e 100 ug / ml de estreptomicina (Invitrogen, EUA) por cada 100 mL de homogeneizado, em seguida, colocar sob luz UV a temperatura ambiente durante 20 min para reduzir risco de contaminação viral e bacteriana. Após a exposição à radiação UV, as amostras sonicate em 3000 um Mp sonicador em configuração 70 para 30 segundos para romper a membrana de qualquer micróbio restantes.

2. Rato Inoculação

  1. Aleatoriamente alocar ratos para os seguintes grupos de tratamento (Tabela 1):
    1. Grupo 1 - camundongos positivos do tratamento inoculado por via intraperitoneal (IP) com 1 ml de homogeneizado fecal de corvos oralmente tratadas por gavage com 5ml de camundongo infectado cérebros.
    2. Grupo 2 - Negativo camundongos inoculados tratamento IP com 1 ml de homogeneizado fecal de corvos oralmente tratadas por gavage com 5ml cérebros de camundongos normais.
    3. Diluir infected e normal homogeneizado cérebro do rato para Grupos 3 e 4 a 1:100 w / v em 1x PBS.
    4. Grupo 3 - murganhos de controlo positivo IP inoculados com 1 ml de homogeneizado de rato infectado-cérebro.
    5. Grupo 4 - Negativo ratinhos de controlo inoculados IP com 1 ml de homogeneizado de cérebro de rato normal-.
Grupo de Tratamento Número de animais
Grupo 1 Scrapie + Corvo Fezes 100
Grupo 2 Scrapie - Corvo Fezes 25
Grupo 3 Scrapie + Mouse Cérebro 10
Grupo 4 Scrapie - Rato Cérebro 5

Estatuto Tabela 1 Scrapie de inóculo (+ positivo, negativo -). Eo número de animais utilizados 7.

  1. Intraperitoneal inocular mouse:
    1. Scruff rato por dorsal pele do pescoço com o polegar eo dedo indicador e rode suavemente para expor o lado ventral.
    2. Elevar extremidade posterior do mouse assim que a cabeça é um pouco menor.
    3. Insira 25 G agulha através de um centímetro de pele, um centímetro lateral da linha média, e 1-2 cm anterior à articulação sacro-ilíaca, utilizando uma seringa de agulha de bloqueio.
    4. Injectar 1 ml inocular lentamente rato cavidade do corpo.

3. Rato de Monitoramento

  1. Monitorar os ratos diariamente até que eles expressam sinais clínicos de rato scrapie. Os sinais clínicos podem incluir: cifose, ataxia, rabo duro, falta de higiene, emagrecimento e letargia.
  2. Pontuação ratos para cada um dos seis sinais clínicos, quando os sinais visíveis são evidentes, em que 0 = nenhum visível, 1 = moderado, 2 = e grave.
  3. Eutanásia ratos quando escores totais diárias para cada signo atingir ≥ 8 para 1 dia, ≥ 6 continuamente por 3 dias, ou aos 365 dias após a inoculação (dpi).
  4. Cérebros colheita imediatamente após euthanÁsia e armazenar a -70 ° C.
  5. Para confirmar um diagnóstico de scrapie, digerir as amostras de cérebro com 3 mL de um 50 ug / ml de solução de proteinase K (PK) diluídos como se segue: 3.1. ul PK, 12,5 uL de EDTA 500 mM, pH 8, 109,39 ul de 1x PBS durante 30 min a 45 ° C, em seguida, desactivar o PK adicionando 8 ul de tampão de carga e incubando amostras a 95 ° C durante 5 min. Carregar as amostras num gel de SDS-PAGE a 12%, electroforese e transferência para PVDF Immobilon membrana e bloqueio com 5% de leite desnatado em 0,2% de Tween 20 em PBS durante 1 hora à temperatura ambiente. Em seguida sondar com Bar224 anticorpo monoclonal anti-PRP conjugado com peroxidase de rábano, diluído em Superblock, durante 1 hora à temperatura ambiente. Lavar membrana durante 1 hora com PBS-Tween 20 a 0,2%. Para visualizar, incubar Western blot 5 min com substrato quimioluminescente e imagem em um sistema de documentação de gel G-box.

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Resultados

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Os procedimentos utilizados demonstram que o sistema digestivo do corvos não elimina PrP Res. infecciosidade 4 h após gavagem oral de homogeneizado de cérebro scrapie 7. Todos os vinte corvos que foram tratadas por gavage com material PrP Res posteriormente transmitidos material de PrP Res via fezes de ratos. Ratos doentes foram identificados pela manifestação dos sinais rato-scrapie clínicos e confirmação da doença foi completada por análise de Western blot.

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Discussão

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Nós demonstramos um procedimento para documentar a passagem de material de PrP Res através do sistema digestivo de corvos. Usamos métodos convencionais para determinar se os corvos têm a capacidade de translocação de material PrP Res para áreas geográficas livres da doença. Outros avaliaram a resistência de PrP Res para ruminantes 19-21 e roedores 22,23 fluidos digestivos, sendo que ambos não conseguiram eliminá-lo. A futura aplicação destas técnicas devem ser aplic...

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Divulgações

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Não há conflitos de interesse declarados.

Agradecimentos

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Gostaríamos de agradecer a S. Werner para fornecer os corvos utilizados neste estudo e USDA, APHIS, WS, NWRC equipe de cuidados de animais para cuidar dos animais e monitoramento. Mencione ou utilização de um produto não implica o endosso do USDA. O financiamento para este estudo foi fornecido pelo USDA, APHIS, Serviços Veterinários.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cepa RML Chandler scrapie adaptado para camundongosRocky Mountain Laboratories
RC57BL / 6 camundongosHilltop Lab Animals Corvos
americanoscapturados
Caneta / StrepInvitrogen15140-122
Fosfato tamponado solução salinaInvitrogen70011-044
SonicatorMisonix
Proteinase-K soluçãoRoche3115887001
Tampão de carregamentoInvitrogenNP0007 e 0009
Bis-tris SDS PAGE 12% gelInvitrogenNP0342
Membrana Immobilon PVDFMillipore1SEQ00010
Tween 20Sigma AldrichP2287
Bullet homogeneizador misturadorBraintree ScientificBBX24B
2,3 mm Grânulos de zircônia/sílicaProdutos BioSpec11079125Z
Bar224 anticorpo monoclonal anti-PrPCayman Chemical10009035
SuperblockThermo Scientific37517
substrato quimioluminescenteMilliporeWBKLS0500
G-box sistema de documentação em gelSyngene
selvagens

Referências

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  1. Prusiner, S. B. Novel proteinaceous infectious particles cause scrapie. Science. 216 (4542), 136-144 (1982).
  2. Miller, M. W., Williams, E. S., et al. Epizootiology of chronic wasting disease in free-ranging cervids in Colorado and Wyoming. Journal of Wildlife Diseases. 36 (4), 676-690 (2000).
  3. Miller, M. W., Williams, E. S. Horizontal prion transmission in mule deer. Nature. 425 (6953), 35-36 (2003).
  4. Sigurdson, C. J., Adriano, A. Chronic Wasting Disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1772 (6), 610-618 (2007).
  5. Miller, M. W., Williams, E. S., Hobbs, N. T., Wolfe, L. L. Environmental sources of prion transmission in mule deer. Emerging Infectious Diseases. 10 (6), 1003-1006 (2004).
  6. Mathiason, C. K., Hays, S. A., et al. Infectious prions in pre-clinical deer and transmission of chronic wasting disease solely by environmental exposure. PLoS ONE. 4 (6), e5916(2009).
  7. VerCauteren, K. C., Pilon, J. L., Nash, P. B., Phillips, G. E., Fischer, J. W. Prion remains infectious after passage through digestive system of American crows (Corvus crachyrhunchos). PLoS ONE. 7 (10), e45774(2012).
  8. Imran, M., Mahmood, S. An overview of animal prion diseases. Virology Journal. 8 (493), (2011).
  9. Watts, J. C., Balachandran, A., Westaway, D. The expanding universe of prion disease. PLoS PATHOGENS. 2 (3), e26(2006).
  10. Bruce, M. E., et al. Transmissions to mice indicate that 'new variant' CJD is caused by the BSE agent. Nature. 389 (6650), 498-501 (1997).
  11. Ryder, S., Dexter, G., Bellworty, S., Tongue, S. Demonstration of lateral transmission of scrapie between sheep kept under natural conditions using lymphoid tissue biopsy. Research in Veterinary Science. 76 (2004), 211-217 (2004).
  12. Collinge, J. The risk of prion zoonoses. Science. 335 (6067), 411-413 (2012).
  13. Beringue, V., Vilotte, J. L., Laude, H. Prion agent diversity and species barrier. Veterinary Research. 39 (47), (2008).
  14. Harrington, R. D., Baszler, T., et al. A species barrier limits transmission of chronic wasting disease to mink (Mustela vison). The Journal of General Virology. 89 (4), 1086-1096 (2008).
  15. Wisniewski, H. M., Sigurdarson, S., Rubenstein, R., Kascsak, R. J., Carp, R. I. Mites as vectors for scrapie. Lancet. 347 (9008), 1114(1996).
  16. Post, K., Riesner, D., Walldorf, V., Mehlhorn, H. Fly larvae and pupae as vectors for scrapie. Lancet. 354 (9194), 1969-1970 (1999).
  17. Matthews, D., Cooke, B. C. The potential for transmissible spongiform encephalopathies in non-ruminant livestock and fish. Revue Scientifique Et Technique-Office International Des Epizooties. 22 (1), 283-296 (2003).
  18. Jennelle, C. S., Samuel, M. D., Nolden, C. A., Berkley EA, Deer carcass decomposition and potential scavenger exposure to chronic wasting disease. Journal of Wildlife Management. 73 (5), 655-662 (2009).
  19. Scherbel, C., Pichner, R., et al. Degradation of scrapie associated prion protein (PrPSc) by the gastrointestinal microbiota of cattle. Veterinary Research. 37 (5), 695-703 (2006).
  20. Jeffrey, M., Gonzaález, L., et al. Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapie susceptible and scrapie-resistant sheep. Journal of Pathology. 209 (1), 4-14 (2006).
  21. Nicholson, E. M., Richt, J. A., Rasmussen, M. A., Hamir, A. N., Lebepe-Mazur, S., Horst, R. L. Exposure of sheep scrapie brain homogenate to rumen-simulating conditions does not result in a reduction of PrP(Sc) levels. Letters in Applied Microbiology. 44 (6), 631-636 (2007).
  22. Motes C, M. aluquerde, Grassi, J., et al. Excretion of BSE and scrapie prions in stools from murine models. Veterinary Microbiology. 131 (1-2), 205-211 (2008).
  23. Kruger, D., Thomzig, A., Lenz, G., Kampf, K., McBride, P., Beekes, M. Faecal shedding, alimentary clearance and intestinal spread of prions in hamsters fed with scrapie. Veterinary Research. 40 (1), 4(2009).
  24. Mathiason, C. K., Nalls, A. V., et al. Susceptibility of domestic cats to chronic wasting disease. Journal of Virology. 87 (4), 1947-1956 (2013).
  25. Bjorndal, K. A. Flexibility of digestive responses in two generalist herbivores, the tortoises Geochelone carbonaria and Geochelone denticulate. Oecologia. 78 (3), 317-321 (1989).
  26. Clark, R. G., Gentle, G. C. Estimates of grain passage time in captive mallards. Canadian Journal of Zoology. 68 (11), 2275-2279 (1990).
  27. Dierenfeld, E. S., Koontz, F. W. Feed intake, digestion and passage of proboscis monkey (Nasalis larvatus) in captivity. Primates. 33 (3), 399-405 (1992).
  28. Thompson, A. K., Samuel, M. D., Van Deelen, T. R. Alternative feeding strategies and potential disease transmission in Wisconsin white-tailed deer. Journal of Wildlife Management. 72 (2), 416-421 (2008).
  29. Pulford, B., Spraker, T. A., et al. Detection of PrPCWD in feces from naturally exposed Rocky Mountain elk (Cervus elaphus nelsoni) using protein misfolding cyclic amplification. Journal of Wildlife Diseases. 48 (2), 425-433 (2012).
  30. Hicks, R. E. Guano deposition in an Oklahoma crow roost. Condor. 81 (3), 247-250 (1979).
  31. Aldous, S. E. Winter habits of crows in Oklahoma. Journal of Wildlife Management. 73 (4), 290-295 (1944).

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