Summary
GABAerge præsynaptisk inhibering er en stærk hæmmende mekanisme i rygmarven vigtigt for motorisk og sensorisk integration signal i rygmarv netværk. Underliggende primære afferente depolarisering kan måles ved registrering af dorsale potentialer (DRP). Her vi demonstrere en fremgangsmåde til in vivo-optagelse af DRP i mus.
Abstract
Præsynaptiske hæmning er en af de mest magtfulde hæmmende mekanismer i rygmarven. Den underliggende fysiologiske mekanisme er en depolarisering af primære afferente fibre medieret af GABAerge AXO-axonale synapser (primær afferent depolarisering). Styrken af primære afferente depolarisering kan måles ved registrering af volumen-udført potentialer på den dorsale rod (dorsale potentialer DRP). Patologiske ændringer af præsynaptiske hæmning er afgørende i den unormale central processing af visse smertetilstande og i nogle forstyrrelser af motorisk hyperexcitabilitet. Her beskriver vi en metode til registrering af DRP in vivo i mus. Udarbejdelsen af rygmarv dorsale rødder i den bedøvede dyr, og optagelsen procedure ved hjælp sugeelektroder forklares. Denne metode giver måling GABAergic DRP og dermed anslå spinal præsynaptiske hæmning i levende mus. I kombination med transgene musemodeller, kan DRP optagelse serve som et effektivt redskab til at undersøge sygdom-associeret spinal patofysiologi. In vivo optagelse har flere fordele i forhold til ex vivo isolerede præparater rygmarv, fx muligheden for samtidig optagelse eller manipulation af supraspinale netværk og induktion af DRP ved stimulation af perifere nerver.
Introduction
Præsynaptiske hæmning er en af de mest magtfulde hæmmende mekanismer i rygmarven. Det hæmmer excitatoriske postsynaptiske potentialer (EPSPS) i monosynaptically ophidset motoneurons uden at ændre den postsynaptiske membran potentiale og ophidselse af motoneurons 1-3. Primary afferent depolarisering (PAD) induceret af GABAerge axo-axonale synapser på sensoriske præsynaptiske fibre er den underliggende mekanisme 4-7 (se også Figure1a). Disse synapser indeholder GABA A-og GABA B-receptorer (GABA A R og GABA B R). GABAA R-aktivitet fører til en stigning i chloridkonduktans, som fremkalder PAD skyldes den lokale ion distribution. Denne depolarisering blokerer udbredelsen af virkningspotentialer ind i axonterminaler og reducerer deres styrke fører til en nedsat Ca2 +-tilstrømning og en reduktion af transmitter udgivelse. Aktivering af GABAB-receptorer gør ingent bidrage til PAD, men fører til en reduktion af Ca 2 +-tilstrømning og dermed forbedre præsynaptiske hæmning. Mens aktivering af GABA A R synes at være involveret i kortvarig hæmning er GABA B R involveret i langsigtet modulation 8-10. I tillæg til GABA, der tegner sig for den største del af PAD og præsynaptiske hæmning, kan andre sendere systemer også modulere og bidrage til denne mekanisme 11,12.
Patologiske ændringer i præsynaptisk inhibering synes at være afgørende i flere sygdomstilstande, fx perifer inflammation og neuropatisk smerte 13,14 samt unormal central smerte behandling 15, rygmarvsskade 16, og CNS-sygdomme med motor hyperexcitabilitet medieret af defekte GABAergic transmission 17 18.. Således estimering præsynaptiske hæmning er værd at undersøge eksperimentelle patologiske tilstande på rygmarven niveau in vivo 7.
Er blevet rapporteret første målinger af DRP hos katte og frøer 19 og blev intensivt studeret hos katte ved Eccles, Schmidt, og andre i de tidlige 1970'ere 3,4,20,21. Mens in vivo optagelser af DRP hos katte 22 og rotter 23 er ofte blevet brugt, målinger i mus er næsten udelukkende udført i ex vivo isolerede rygmarv præparater 15,24. Her beskriver vi en metode til at optage DRP i bedøvede mus in vivo giver et direkte mål for præsynaptisk inhibering i den intakte organisme.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimentelle procedurer, der er nævnt i den følgende protokol blev godkendt af Thüringer statslige myndigheder (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12).
1.. Forberedelserne til eksperiment
- Fabrikation af sugeelektroder
- Træk en mikropipette hjælp af en standard borsilikatglas kapillar med en mikropipette aftrækker, fx en standard patch elektrode.
- Brake elektroden tip diameter på 0,5-1 mm (lidt større end diameteren af de dorsale rødder) ved hjælp af en diamant-fil.
- Heat polish spidsen, så det ikke vil skade dorsalrods når det suges i. En standard lab fakkel vil være egnet.
- Monter glasset filamenter på en elektrode, der er tilsluttet til en sprøjte, hvorigennem undertryk kan anvendes.
- Fremstilling af opløsninger
- Injektion anæstesi for mus: Bland 0,75 ml ketamin 10%, 0,24 ml xylazin 2%nd 5 ml 0,9% saltvand. 10 ul / g legemsvægt (BW) af opløsningen vil blive injiceret intraperitonealt (ip).
- Kunstig cerebrospinalvæske (aCSF): Fortynd med dobbeltdestilleret vand følgende salte (i mm): NaCl 134, KCl 3, KH 2 PO 4 1,25, MgSO4 • H 2 O 2, NaHCO3 25, CaCl 2 2; D- glucose 10. Tilføj H 2 O 2 til en slutkoncentration på 0,003%. Brug altid frisk tilberedt opløsning.
- Forberedelse af setup optagelse (Figur 2)
- Tilslut forstærkeren til en PC-interface til digitalisering af data.
- Brug en pc-baseret program eller en analog timer til at udløse en firkantet puls stimulator og dataopsamling på PC harddisk.
- Brug chlorided silverwires tilsluttet standard glas elektrode holdere som for stimulering og optagelse.
- Saml tre manipulatorer til stimulering, optagelse og reference elektrode henholdsvis omkring en stereotype opfattelserotactic ramme for mus, således at alle elektroder har adgang til den forberedte rygmarven senere.
- Tilslut slanger og sprøjter til elektrodeholdere at være æble til at anvende undertryk.
2. Generelle kommentarer til dyreforsøg og Forberedelse til optagelse Procedure
- Udfør alle forsøg med mus i henhold til retningslinjerne i den respektive institutionelle dyrepleje og brug udvalg. Udfør alle kirurgi og optagelser under dybe anæstesi sikrer, at dyrenes lidelser minimeres.
- Bedøve dyret ved ip injektion af ketamin / xylazin (125 mg og 8 mg pr g BW af ketamin og xylazin, henholdsvis 10 ul / g legemsvægt af den fremstillede opløsning som beskrevet ovenfor). Hvis det er nødvendigt under de langvarige optagelser, kan yderligere injektioner gøres ip eller im
Bemærk: Gentagne IM injektioner af 0,05-0,1 ml ketamin / xylazin løsning i den øverste lår har vist sig at være egnetat holde dyret i dyb anæstesi i op til 3 timer. - Brug dyrlæge salve på øjnene for at forhindre tørhed, mens under anæstesi.
- Fastgør hovedet af dyret i en stereotaktisk ramme og bruge en varmepude med rektal sonde og refleks løkke til at styre kroppens temperatur af dyret under eksperimentet. Fiksering af rygmarven i en stereotaktisk ramme ikke er nødvendig.
- Før du starter forberedelsen, kontrollere dybden af narkose ved eyeblink refleks og trækninger mellem tæerne af mus. Reflekser skal afskaffes.
- Åbn huden langs midterlinien over rygmarven fra det øvre thorax niveau til at sænke lumbal områder for at få et klart operationelt felt ved hjælp af en skalpel. Brug ikke saks til at gøre huden indsnit. Loose forsigtigt huden fra det underliggende væv. I efterfølgende trin holde såret fugtet med 0,9% saltvand.
- Skær sener og bindevæv på begge sider af hvirvlerne fra lumbale til thorax niveauer ved hjælp af skalpel og saks. Fjern torntappene og resten af bindevæv omkring ryghvirvler ved hjælp af en lille tang.
- Knæk forsigtigt ryghvirvler med bidetang startende fra lumbal niveauer (L4/L5) under et dissektionsmikroskop. Skubbe spidsen af tang i mellemrummet mellem hvirvlerne og rygmarv og løft knoglestykker hinanden. Ikke skader dura og undgå tryk til rygmarven. Begge er afgørende for succes. Hold rygmarven fugtet under hele proceduren. Fortsæt til medio thorax niveauer.
3. Adskillelse af Dorsal Rødder og DRP Recording (figur 2)
- Åbn dura mater omhyggeligt ved hjælp af en tynd nål (30 G) med en bøjet spids. Brug aCSF til fugtning fra nu af.
- Adskil de dorsale rødder så langt som muligt ved hjælp af måleren og skære to tilstødende rødder som distalt som muligt. Kraftig trækker på rødderne under adskillelse påvirker succes af forsøget.
- Sænk suge elektrode ned til doRsaI rødder. Tilføj så meget aCSF til rygmarven som muligt, fordi væske hjælper til at suge de dorsale rødder.
- Suck den afskårne ende af et dorsalrods i en glaspipetter ved at påtrykke negativt tryk gennem en sprøjte. Hvis det er nødvendigt, skal du flytte dorsale rod foran elektroden åbning med en fin nål.
- Hvis dorsalrods ligger tør inden suge elektrode, tilføje nogle aCSF til spidsen, mens omhyggeligt suger indtil pipetten er tilstrækkeligt fyldt med aCSF.
- Efter dorsalrods suges ind, hæve elektroden tip fra rygmarven. Pas på, at ingen "vand bro" mellem pipettespidsen og rygmarven kortslutte optagelse / stimulering elektrode.
- Gentag trin 3,3-3,6 en ipsilaterale tilstødende rod.
- Placer referenceelektrode så tæt som muligt på de dorsale rødder og holde det fugtes ved anvendelse aCSF.
- Ved at etablere opsætningen optagelse, er en rod allerede valgt for stimulation, denandet til optagelse. Forøg spændingen trinvis, mens du optager fra den anden dorsale sker i strømtang tilstand. Man kan opleve en kort nedadgående afbøjning som efterfølges af en langsom, langvarig opad afbøjning repræsenterer DRP.
- Juster stimulus spænding til supramaximal niveauer og optage flere sweeps (mindst 20 - 30 fejer / dorsale på 0,1 Hz, filtrer mellem 0,3 Hz-3 kHz).
- Optag korte tog tre stimuli (100 Hz) for at få oplysninger om den tidsafhængige summation af DRP.
- Skift optagelse og stimulering site for yderligere kontralaterale optagelser.
- Dyr er ikke beregnet til at overleve proceduren. Sacrifice dyr efter sidste optagelse ved halshugning, mens du stadig under dyb anæstesi (ketamin / xylazin, se ovenfor, trin 2.2).
4.. Dataanalyse
- Overføre data til analyse program (f.eks Sigma Plot, Igor Pro eller Matlab).
- Beregn gennemsnitlige spor frOM 20-30 sweeps.
- Tag den maksimale amplitude af spændingen deformation (fra baseline DRP spidsamplitude) for yderligere analyse (Figur 3).
- Beregn forholdet DRP spidsamplitude efter tre impulser og enkelt impuls for at få et mål for den tidsafhængige summation af efterfølgende potentialer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Typiske DRP spor er vist i figur 3.. Den fremtrædende stimulation artefakt er normalt efterfulgt af en kort nedadgående afbøjning. Derefter en langsom, langvarig opad afbøjning, der repræsenterer DRP kan tydeligt skelnes. I en undergruppe af optagelser, dorsale rod reflekser er synlige som små pigge på toppen af DRP. I normale wild-type mus, synes dorsalrods reflekser oftest, når stimulation spænding er for høj. Da dorsalrods reflekser ikke kan fremkaldes med en høj reproducerbarhed i dette præparat, blev de ikke taget til analyse og pleje blev taget for at reducere stimulation spænding til laveste, men stadig supramaximal styrke. Til analyse af DRP spidsamplituder gennemsnit spor af 20-30 efterfølgende sweeps anvendes (figur 3a). DRP spidsamplituder kan beregnes i forhold til baseline niveau forud for stimulation artefakt.
Den tidsafhængige summation af DRP kan analyseres gentagne stimulations (3 stimuli 100 Hz; figur 3b). Spidsamplituden opgøres efter den fælles stimulation eksperiment. Forholdet mellem amplituder efter en enkelt og tre stimuleringer ved høj frekvens giver et estimat for den tidsafhængige opsummering af PAD.
Figur 1. Skematiske tegninger af PAD-associerede rygmarv veje og opsætning optagelse. A. Diagram viser den skematiske forløb af præsynaptisk inhibering i rygmarven efter stimulering af en dorsal rod (3). Primær afferent depolarisering (PAD) er medieret gennem aktivering af en pulje af første-ordens neuroner (1) og fortløbende GABAerg hæmning af en hæmmende interneuron med en AXO-axonal synapse på Ia afferente fibre (2). Dorsalrods potentialer (DRP) afspejler PAD, spredes elektronisk langs ryggens rod og blev registreret nær dens indgang til rygmarven (4). B.. Dataindsamling er udført af en personlig computer, der kører patchmaster software (1) ved hjælp af en LIH 8 +8 computer interface (2). Spænding signaler fra ELC universel forstærker (7) er digitaliseret ved 10 kHz. Stimulering udløses af en TTL signal styre en S88 dobbelt udgang firkantimpuls stimulator (3). Spændingspulser påføres gennem en suge-elektrode (4). Optagelsen elektrode er forbundet til en forforstærker (6). En chlorided sølv tråd anvendes til jordforbindelse (5). Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2.DRP optagelse in situ. En. Rygmarv den bedøvede mus udsættes for, dura mater fjernet og fugtet med kunstig cerebrospinalvæske. De sugeelektroder (1: stimulerende elektrode, 2: optagelse elektrode,) er placeret på rygmarven. Det indsatte viser rygmarv (sort pil), og de dorsale rødder (blå pile). Den dorsale rødder er adskilt, klippe, og suget ind i spidserne af elektroderne (1,2). B.. Spidsen af pipetter indeholdende dorsale rødder (inset, gule pile) skal nøje forhøjet fra rygmarven overflade, så de ikke er i kontakt med det omgivende fluidum. Strækning af dorsale rødder og røre rygmarven bør undgås (i a og b: stimulering elektrode 1, optagelse elektrode 2, referenceelektrode 3). Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. Repræsentative resultater. En. Averaged optagelse (venstre panel) på 28 på hinanden følgende spor (højre panel) fra et par af dorsale rødder. Stimulering artefakt (1) efterfulgt af en langvarig negativt potentiale (2, opad), hvilket afspejler DRP. I nogle optagelser, der er hjerteslag (EKG) ses som en artefakt (højre panel, røde pile), men kan klart adskilles fra DRP. Spor med overlappende EKG artefakter overlejret til DRP skal udelukkes fra analysen. B.. Gentagen stimulation (3 stimuli, 10 Hz) fører til en tidsafhængig summation af DRP (abscisse er forstørret til at afklare tidsmæssig summation). C.. Eksempel optagelser af DRP før (sort linje) og 5 min efter (rød linje) lokalanvendelsen af GABAergic blocker bicucullin (0,5 mM, 500 ul) på den blottede rygmarven. Blokering af lokale GABAergic interneuroner fører til et markant fald i DRP spidsamplituden bekræfter GABAergic oprindelse indspillede potentiale (bemærk artefakt på 50 Hz sinus i den røde kurve, som lejlighedsvis forekommer under DRP in vivo-optagelse og undertiden ikke kan forhindres selv ved korrekt jording og afskærmning).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ekstra-og intracellulære elektrofysiologiske optagelser af neuronal aktivitet og synaptiske potentialer in vivo er state of the art teknikker i at undersøge CNS neuronale funktioner og patofysiologi. Spinal integration er afgørende for motorisk funktion, f.eks bevægeapparatet og til multimodal sansning. Præsynaptiske hæmning er et afgørende mekanisme i denne beregningsmæssige proces, der sikrer hensigtsmæssige reaktioner på sensoriske input. GABAergic synapser på Ia afferente fibre hæmmer excitation af motoneuroner af PAD. Dorsalrods potentiel optagelse in vivo åbner mulighed for direkte at måle PAD i den intakte dyr. Denne teknik kan være af særlig interesse for forskning i relation til sygdomstilstande, hvor unormal spinal hæmning er relevant, såsom smerte, rygmarvsskade, perifer nerveskade, eller inflammation. I kombination med anvendelse af genetisk modificerede musemodeller denne teknik kan være stærk til at investigate mekanismer bag forstyrret spinal hæmning. Metoden her overvinder nogle begrænsninger i den alternative form af DRP optagelser i mus ved hjælp af isolerede præparater rygmarven. Så er veje til supraspinale netværk bevaret og også kombineret analyse af spinal og supraspinal neuronal aktivitet er mulig. Effekten af supraspinal aktivitet på PAD kan undersøges ved parallel elektrisk stimulation af de respektive centre i hjernen. Desuden kan DRP fremkaldes ved stimulering af perifer nerve direkte, hvilket kan være relevant i dyremodeller af perifer nerve læsion eller inflammation. Ved hjælp af en ordentlig anæstesi, årvågenhed og temperaturstyring, kan optagelser udføres i timevis i den intakte dyr under fysiologiske betingelser.
I modsætning hertil, i forhold til anvendelsen af isolerede præparater rygmarv in vivo optagelse af DRP er til en vis grad begrænset med hensyn til kontrolleret lokal lægemiddeltilførsel og perfusion af badet, sålution. Lægemidler kan anvendes topisk, men på grund af den usikre diffusion ind i omgivende væv, den variable opløsning udveksling og mængden af opløsning i præparatet optagelse er det ikke muligt at styre koncentrationen af lægemidlet i rygmarven og optagelsen site. Når akutte virkninger af overfladevand ansøgning studeres, kan disse begrænsninger delvist løses ved lokal anvendelse gennem pipetter.
Rygmarv fra mus er lille, meget følsom over for tryk og torsion og kirurgi er vanskelig. Derfor udarbejdelse af mus rygmarv til in vivo elektrofysiologi behov nogle uddannelse. Der er visse kritiske punkter. Det er vigtigt, at der under fremstillingen dura mater ikke skades, og at der fortrinsvis ikke eller i det mindste meget få tryk påføres rygmarven. Rygmarven skal holdes fugtet under hele proceduren, før og efter åbningen af dura med NaCl og aCSF hhv. Signal til støjforholdet DRP optagelser kan øges ved at stimulere og registrere så tæt som muligt på den indgang i den respektive dorsale rod. Flittig jording og afskærmning af setup optagelse hjælper med at reducere uspecifik støj, skal lygter af dissektion mikroskop slukkes eller fjernes under optagelsen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen konkurrerende finansielle interesser.
Acknowledgments
Vi takker Manfred Heckmann for nyttige diskussioner under oprettelse af metoden. Endvidere takker vi Claudia Sommer til teknisk bistand og Frank Schubert støtte producere videoen. Arbejdet blev støttet af Forbundsministeriet for Uddannelse og Forskning (BMBF), Tyskland, FKZ: 01EO1002 og Interdisciplinært Center for Klinisk Forskning (IZKF) i Jena Universitetshospital.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass tubing (inner diameter 1.16 mm) | Science Products (Hofheim, Germany) | GB200F-10 | Other glass tubing might also be suitable |
| Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl) | Braun Melsungen AG | 3570350 | |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany) | ||
| Ketamine 10% | Medistar GmbH (Ascheberg, Germany) | KETAMIN 10% | |
| 30 G Microneedle/ Sterican | Braun Melsungen AG | 4656300 | |
| Salts for aCSF | Sigma-Aldrich | Diverse | |
| S88 Dual Output Square Pulse | Grass Technologies (Warwick, USA) | S88X | |
| SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies (Warwick, USA) | SIU-V | |
| InstruTECH LIH 8+8 | HEKA (Lambrecht, Deutschland) | LIH 8+8 + Patchmaster software | |
| Universal amplifier | NPI (Tamm, Deutschland) | ELC-03X | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments (Novato, USA) | P-1000 | |
| Dissecting microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | ||
| Micromanipulator | Sutter Instruments (Novato, USA) | MPC-200/MPC-325 | Mechanical micromanipulators also possible |
| Homeothermic Blanket System | Stoelting (Wood Dale, USA) | 50300V | |
| Intra-/extracellular recording electrode holder | Harvard Apparatus (Holliston, USA) | 641227 |
References
- Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys. J. Physiol. 159, 147-166 (1961).
- Levy, R. A. The role of gaba in primary afferent depolarization. Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).
- Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle. J. Physiol. 160, 62-93 (1962).
- Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition. J. Physiol. 168, 500-530 (1963).
- Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord. Brain Res. 288, 297-301 (1983).
- Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord. Brain Res. 141, 35-55 (1978).
- Wall, P. D., Lidierth, M. Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn. J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).
- Rudomin, P. In search of lost presynaptic inhibition. Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).
- Rudomin, P., Schmidt, R. F. Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited. Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).
- Kullmann, D. M., et al. Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why? Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).
- Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).
- Thompson, S. W., Wall, P. D. The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials. Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).
- Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush. Brain Res. 1027, 179-187 (2004).
- Wall, P. D., Devor, M. The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord. Brain Res. 209, 95-111 (1981).
- Witschi, R., et al. Presynaptic α2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control. J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).
- Calancie, B., et al. Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in. 89, 177-186 (1993).
- Geis, C., et al. Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition. Brain. 133, 3166-3180 (2010).
- Geis, C., et al. Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer. J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).
- Barron, D. H., Matthews, B. H. The interpretation of potential changes in the spinal cord. J. Physiol. 92, 276-321 (1938).
- Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents. Nature. 212, 522-523 (1966).
- Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway. J. Physiol. 161, 282-297 (1962).
- Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat. J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).
- Geis, C., et al. Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats. PLoS One. 6, e16775 (2011).
- Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord. J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).
