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Artigo de método

Geração de células T para CAR adoptivo Therapy no Contexto do Glioblastoma Padrão de Atendimento

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DOI:

10.3791/52397

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16 de fevereiro de 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Duke Brain Tumor Immunotherapy Program, Department of Neurosurgery, Duke University, 2Department of Biomedical Engineering, Duke University, 3Department of Pathology, Duke University

Neste artigo

Resumo

Os efeitos linfodepletivos e imunomoduladores do padrão de tratamento da quimioterapia e radiação podem ser aproveitados para aumentar a eficácia antitumoral da imunoterapia com células T. Descrevemos um método para gerar células T do receptor de antígeno quimérico (CAR) específicas do EGFRvIII e administrá-las no contexto do tratamento padrão de glioblastoma.

Resumo

A imunoterapia adotiva com células T oferece uma estratégia promissora para direcionar e eliminar especificamente gliomas malignos. As células T podem ser projetadas ex vivo para expressar receptores de antígenos quiméricos específicos para antígenos de glioma (células T CAR). A expansão e a função das células T CAR transferidas adotivamente podem ser potencializadas pelos efeitos linfodepletivos e tumoricidas da quimioterapia e radioterapia padrão de tratamento. Descrevemos um método para gerar células T CAR direcionadas ao EGFRvIII, um antígeno específico do glioma, e avaliamos sua eficácia quando combinado com um modelo murino de glioblastoma padrão de tratamento. As células T são projetadas por transdução com um vetor retroviral contendo o gene CAR anti-EGFRvIII. Animais portadores de tumor são submetidos ao condicionamento do hospedeiro por um curso de temozolomida e irradiação cerebral total em regimes de dose projetados para modelar o padrão clínico de atendimento. As células T CAR são então entregues por via intravenosa aos hospedeiros preparados. Este método pode ser usado para avaliar a eficácia antitumoral das células T CAR no contexto do tratamento padrão.

Introdução

Glioblastoma (GBM) é o tumor cerebral maligno primário mais comum e é invariavelmente fatal. A ressecção cirúrgica associada com o padrão não específico de quimioterapia e radioterapia cuidado para não eliminar completamente as células malignas, resultando em um mau prognóstico de menos de 15 meses, em pacientes com esta doença 1. Em contraste, a imunoterapia oferece uma abordagem precisa para visar especificamente células tumorais, e portanto tem o potencial de servir como uma plataforma de tratamento altamente eficaz, com um risco reduzido de toxicidade colateral 2-4. As células T engenharia ex vivo para expressar receptores de antigénios quiméricos (CARs) oferecem uma estratégia versátil para imunoterapia de tumor. CARs são gerados por fusão da região variável extracelular de um anticorpo com uma ou mais das células T intracelular molécula (s) de sinalização, em vez de um de histocompatibilidade principal de comprimento completo complexo (MHC) -restricted receptor de células T 5. Este modo de anticorpo-like reconhecimen antígenosobre permite células específicas para o antigénio T reactivas para reconhecer e responder aos antigénios tumorais na ausência de MHC e podem ser adaptados para um repertório antigénio praticamente infinito.

CARRO células T modificadas contra uma variedade de antigénios de tumor demonstraram eficácia pré-clínica e excelente na promessa clínica 6-9. Especificamente, no contexto de GBM, uma variante de t CARRO plataforma de direccionamento celular de crescimento epidermal do receptor do factor III (EGFRvIII), uma mutação específica do tumor expressos na superfície da célula 10, foi mostrado prolongar a sobrevivência de ratinhos portadores de glioma 11. Apesar de sua versatilidade, no entanto, o benefício clínico da terapia adoptiva CAR ainda não foi plenamente realizado, em parte devido à imunossupressão associada ao tumor e evasão imune 12-16, bem como desafios na criação e manutenção de células T específicas de antigénio in vivo. Aproveitando padrão de atendimento (SOC) com a imunoterapia pode potencialmente superar vários destes limitações, resultando num aumento da eficácia tanto na configuração de pré-clínica e clínica.

SOC para pós-ressecção GBM consiste de temozolomida em altas doses (TMZ), um agente de alquilação de ADN 17, e a irradiação do cérebro inteiro (WBI) 1. Presume-se que estes tratamentos a sinergia com vacinas tumorais via regulação positiva de tumor MHC expressão 18-20 eo derramamento de antígenos pelas células tumorais mortas 17,19,21,22. Com efeito, a adição de TMZ 20,23 ou 18,24 WBI leva ao aumento da eficácia antitumoral de tratamentos de base imunológica na configuração pré-clínico. Além disso, como muitos quimioterápicos citotóxicos não específicos, TMZ é conhecido por causar 25,26 lymphopenia sistêmica, que pode ser aproveitado como um meio de host-condicionado para as plataformas de terapia adotivos 27-29. Lymphodepletion TMZ mediada tem demonstrado aumentar a frequência e função de células T específicas de antigénio, que conduz a um aumento da eficácia de um adopplataforma terapia tiva contra tumores intracranianos 30. No contexto da terapia de CAR, lymphodepletion serve como um meio de acolhimento-condicionado tanto pela redução do número de células T supressoras endógenas 31, e induzindo a proliferação homeostática 32 através de competição reduzida para citocinas 33, aumentando assim a actividade anti-tumoral 11,34. Dada a relação sinérgica entre SOC e imunoterapia plataformas GBM, avaliando terapias adotivos novos e plataformas de vacina no contexto do SOC é fundamental para tirar conclusões significativas a respeito da eficácia.

Neste protocolo, que descrevem um método para a geração e administração intravenosa de células de murino CAR T específicas para EGFRvIII ao lado TMZ e WBI em camundongos com tumores intracranianos EGFRvIII-positivos (veja a Figura 1 para a linha do tempo de tratamento). Resumidamente, as células T são feitos CAR ex vivo por transdução retroviral. Rim embrionário humano (HEK) 293T células são transfectadas utilizando um complexo de ADN / lípido (contendo o vector CAR e plasmídeos pCL-Eco) para produzir vírus, que é então utilizado para transduzir os esplenócitos de murideo activadas que são colhidas e cultivadas em paralelo. Durante o curso da geração CAR, hospedeiros murinos com tumores intracranianos EGFRvIII-positivos são administrados fraccionado em todo o cérebro de irradiação de raios X e TMZ tratamento sistémico com doses comparáveis ​​às SOC clínica. Células carro T são então entregues por via intravenosa aos anfitriões lymphodepleted.

O procedimento que se segue é descrita em sete fases distintas: (1) administração de temozolomida para (3) Transfecção Ratos, (2) Irradiação Cérebro Total de Ratos portadores de tumor, que possui o tumor, (4) e esplenectomia Preparação de células T, (5 ) Transdução, (6) Cultura de células T CAR e colheita, e (7) a administração de células T CAR para portadores de tumor Ratos. Estas fases consistem em várias etapas que se estendem por 6-7 dias e são realizadas simultaneamente.

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Protocolo

Este protocolo é baseado em um projeto experimental, onde 10 ratos são tratados com 10 células 7 carro T cada. Isto significa que serão necessários 10 8 células CAR T; o rendimento deve ser superestimada por 5 x 10 7 -1 x 10 8 a conta para a perda da viabilidade. O protocolo seguinte é dimensionado para gerar cerca de 200 x 10 6 células. As células são então administrada intravenosamente a fêmea C57BL / 6 com 9 dias estabelecidos os tumores intracranianos EGFRvIII-positivo singeneicos, desenvolvidos a partir das linhas celulares de melanoma B16 ou de astrocitoma KR158B existentes. Concomitante com a geração de células T CAR, os ratinhos portadores de tumor são administradas doses clinicamente relevantes de lymphodepletive TMZ (60 mg / kg) e WBI (16,5 Gy).

Os ratos foram mantidos e criados em condições livres de patógenos na Duke University Medical Center (DUMC). Todos os experimentos em animais foram realizados de acordo com protocolos aprovados pela Duke University Institutional Animal Care e Use Committee (IACUC).

1. A administração de temozolomida para portadores de tumor Ratos

Dias de 0 a 4:

  1. Calcula-se o número total de ratinhos para serem injectados e multiplicar este por 0,5 para determinar o volume de solução necessário TMZ (por exemplo, 30 ratos x 0,5 ml = 15 ml TMZ) e adicionar 1,5 ml para este volume para contabilizar transbordamento (16,5 ml TMZ ).
  2. Multiplicar este volume total de 3 mg / ml para determinar o peso do liofilizado TMZ necessário (por exemplo, 16,5 x 3 = 49,5 mg TMZ). Pese isso em um cônico de 50 ml.
    CUIDADO: TMZ é tóxico por inalação, ingestão e contato com os olhos, pele e membranas mucosas. Consulte com a segurança da instituição ocupacional e / ou de saúde ambiental e do departamento de bem-estar para recomendações sobre como reduzir o risco de exposição.
  3. Multiplicar o volume total de 0,15 para determinar o volume de dimetil sulfóxido (DMSO) necessário (por exemplo, 16,5 x0,15 = 2,475 ml de DMSO). Filtrar esterilizar este volume de DMSO (mais um adicional de 2 ml para explicar transbordamento) através de um filtro de 0,2 um para um tubo estéril. Adicionar 2,475 mL de DMSO estéril para o pó TMZ.
  4. Coloque a solução TMZ / DMSO num copo de água sobre uma placa quente a 65 ° C durante 10-15 min. Uma vez TMZ estiver completamente dissolvido, a solução deve ficar de cor amarelo pálido; se a solução torna-se cor de rosa, em seguida, a TMZ é degradada, e uma nova solução deve ser preparada com um lote fresco de TMZ.
  5. Calcula-se o volume apropriado de solução salina estéril através da multiplicação necessária 0,85 pelo volume total (0,85 x 16,5 ml = 14,025 ml de solução salina). Adicionar 15 ml de solução salina estéril para uma cónico de 50 ml. Enquanto TMZ é dissolução em DMSO, a solução salina de calor a 65 ° C.
  6. Vortex a solução / DMSO TMZ para garantir que o pó TMZ é totalmente dissolvido e adiciona-se lentamente solução salina aquecida até a solução / DMSO TMZ.
  7. Imediatamente após a preparação, carregue totalmente 15 x 1 ml syring tuberculinaes com solução TMZ para administração a quatro dias camundongos com tumores estabelecidos.
  8. Repetir este procedimento nos dias 1 a 4 para um total de cinco administrações TMZ.

2. cérebro inteiro de Irradiação de portadores de tumor Ratos

Dias 2 a 4:

  1. Ligue o irradiador de raios-X e deixe-o aquecer-up de tensão total. Certifique-se de que o filtro apropriado está no lugar e entrada a tensão adequada e as configurações atuais (Figura 2A).
    NOTA: A dosimetria da irradiador deve ser estabelecido de antemão para determinar as configurações de tensão e layout de grade (Figura 2A, B) apropriado.
  2. Calcula-se a duração do tempo que é necessário para resultar em 5,5 Gy de irradiação de raios-X. Por exemplo, se os raios X são entregues a uma taxa de 2 Gy / min, em seguida, 2,75 min é necessário para fornecer um total de 5,5 Gy. Introduza o tempo de duração apropriada.
    NOTA: A Tabela 2 apresenta rato WBI doses and seus equivalentes clínicos em seres humanos. No contexto de gliomas de alto grau, de 60 Gy WBI fraccionado (fracções de 2 Gy, 5 dias / semana, durante 6 semanas) é o padrão de cuidado clínico, e o equivalente murino aqui utilizado é de 16,5 Gy (5,5 Gy x 3).
  3. Prepara-se uma solução fresca de cetamina / xilazina na anestesia sistémica, através da adição de 2 ml de cetamina e xilazina 1 ml a 17 ml de solução salina de modo a que a solução final é de 10 mg / ml de cetamina e 1 mg / ml de xilazina.
  4. Pesar ratinhos e administrar 10 uL de cetamina / xilazina intraperitonealmente por grama de peso corporal de modo a que os animais recebem uma dose de cetamina a 100 mg / kg e 10 mg / kg de xilazina. Ratos deve ser totalmente sedado e respirando visivelmente dentro de 2 min de cetamina administração / xilazina.
  5. Para manter a umidade oftálmica em animais sedados, esfregue suavemente uma pequena quantidade de pomada lágrimas artificiais em cada olho.
  6. Coloque ratos sedados na grelha de tal modo que as cabeças estão posicionadas na área que recebe o raio-X em maiorintensidade (Figura 2B, C). Corpos Protetor de pescoço para baixo com tamanho adequado tubo de chumbo para bloquear a entrega de raios-X sistêmica (Figura 2D).
  7. Coloque ratinhos posicionado sob o feixe de raios-X de tal forma que o laser denotando o ponto focal do feixe de raios-X está na coordenada (0,0) sobre a disposição da grade. Comece a entrega de raios-X.
  8. Quando a entrega de raios-X é completo, remover animais do irradiador e coloque sobre uma almofada de aquecimento quente. Não abrigar animais sedados com animais conscientes até animais recuperou a consciência suficiente para manter decúbito externo. Uma vez que os animais podem manter decúbito externo, coloque animais conscientes de volta em suas gaiolas apropriadas.
  9. Repita este procedimento nos dias 3 e 4 de um total de três doses fracionadas de radiação.

3. Transfection

Dia -1:

  1. Prepare meios D10 pela adição de 50 ml de soro fetal bovino (FBS) a 500 ml de Dulbecco Modified Eagle Médium (DMEM).
  2. Prepare meios de células T (MTC) por adição de 5,5 ml de L-glutamina, 5,5 ml de piruvato de sódio, 5,5 ml de aminoácidos não essenciais, e 5,5 ml de penicilina / estreptomicina (pen / strep) em 500 ml de meio RPMI-1640. Em seguida, adicione 550 mL de 2-mercaptoetanol e gentamicina 550 mL. Finalmente, adicione 50 ml FBS.
  3. Colheita in vitro de células em cultura e HEK293T levar a uma concentração de 7,5 x 10 6 células / ml em meio D10.
  4. Placa 10 ml de meio de D10 e adicionar 1 ml de suspensão de células HEK293T em cada um de 16 x 10 cm poli-D-lisina (PDL) placas revestidas.
  5. Incubar durante a noite a 37 ° C com 5% de CO 2.

Dia 0:

  1. Substituir meios com 10 ml D10 fresco, pelo menos, 30 min antes da transfecção de células.
  2. Determinar a quantidade de vector de plasmídeo, pCL-Eco vector, e o reagente de transfecção lipossómica necessária para transfecção através da multiplicação do número total de placas + 1 (16 + 1 = 17) de 14,1 ugvector plasmídico (14,1 x 17 = 239,7 g), 9,9 ug pCL-Eco vector (9,9 x 17 = 168,3 g), e 60 ul de reagente de transfecção lipossómica (60 x 17 = 1020 mL). Todos os reagentes devem estar à temperatura ambiente antes de preparar soluções.
  3. Rotular dois tubos A e B. No tubo A, adicionar 239,7 g vector plasmídeo e 168,3 mg PCL-Eco vector de (1,5 x 17) ml de soro reduzida meio de Eagle modificado (RS-MEM). No tubo B, adicionar 1,020 mL de reagente de transfecção lipossómica de (1,5 x 17) ml de RS-MEM.
  4. Incubar A e B separadamente, durante 5 min à temperatura ambiente.
  5. Misturar A e B, em conjunto com cuidado (vortex durante 1-2 segundos ou gire várias vezes) e incubar durante 20 min à temperatura ambiente para formar complexos lípido / ADN.
  6. Adicionar lípido / DNA do complexo gota a gota às células HEK293T em placa de 10 cm.
  7. Incubar a 37 ° C durante 6-8 horas ou durante a noite (não exceder 24 h).
  8. Depois de 6-8 horas de incubação, substitua médio, com 12 ml de TCM fresco para a produção viral. Este chapeados mediaserão utilizados no Dia 2 como sobrenadante viral para a transdução de células T.

4. A esplenectomia e Preparação de Células T

Dia 0:

  1. Despeje 10 ml de TCM em um cônico de 50 ml e colocar no gelo para a coleta de baço.
  2. Sacrificar o número adequado de animais por asfixia com CO2 e decapitação secundário: Colocar os animais em uma gaiola de recepção de CO 2 a um caudal de 10-30% do volume da gaiola / minuto, por orientações American Veterinary Medical Association (não mais do que 5 animais podem ser sacrificado simultaneamente) até termina respiração e durante dois minutos depois. Remover animais da câmara de CO 2 e decapitar.
    NOTA: Um baço de um 6-12 semanas de idade do sexo feminino C57BL / 6 do mouse irá produzir cerca de 4,5-5 x 10 7 esplenócitos. Aqui, 4 baços serão colhidas para aproximadamente 200 x 10 6 células.
  3. Coloque o rato de tal forma que seu lado direito está virado para cima, epulverizar com etanol a 70%. Com a pinça, pegue uma dobra fina de pele abaixo da caixa torácica esquerda e cortou uma pequena incisão com a tesoura. Retire a pele, pegue cuidadosamente uma dobra fina do peritônio com uma pinça, e cortou uma pequena cavidade.
  4. O baço é um órgão alongado pequeno, escuro vermelho que se assemelha a um bean achatada; delicadamente agarrar o baço com a pinça e impostos especiais de consumo por cortar o tecido conjuntivo circundante. Colocar os baços extirpados em cónico contendo 10 ml de TCM em gelo.
  5. Pour baços mais de um 70 um filtro de células de malha e desagregar por trituração com a extremidade romba do interior de uma seringa de 5 ml para gerar uma suspensão de célula única. Devem ser desagregados Um máximo de dois baços per mesh peneira.
  6. Use um pequeno volume de TCM para lavar cuidadosamente o filtro seguinte desagregação de recolher quaisquer esplenocitos restantes. Associação Todos os baços desagregados em uma suspensão de uma única célula. Levar o volume final para 50 mL com uma lavagem de TCM para umad girar a 300 xg durante 10 min.
  7. Prepara-se uma solução de tampão de lise 1x por adição de 5 ml de 10x tampão de lise a 45 ml de água estéril. Para eliminar as células vermelhas do sangue, ressuspender o sedimento em 5 ml de tampão de lise 1x por baço em uma cónico de 50 ml, misturando bem cuidado pipetando para cima e para baixo. Se não superior a 5 baços, utilizar um tubo de centrífuga de 250 ml. Colocar o tubo de centrifugação cónico ou em um banho de água a 37 C ° durante 5 min.
  8. Remover a reacção de lise a partir do banho de água e adicionar TCM na proporção de 1: 1 com tampão de lise para neutralizar a reacção. Lavar por centrifugação a 300 xg durante 10 min.
  9. Aspirar o sobrenadante e pellet totalmente ressuspender em TCM (2 ml / baço, 8 ml total para 4 baços) por pipetagem cima e para baixo.
  10. Contar as células por adição de 10 ul de suspensão de células a 190 ul azul de tripano (diluição de 1:20). Multiplicar o número obtido em um dos quatro quadrados em grade por 20 x 10 4 x volume total (8 mL) para se obter o número total de células (por exemplo, células 125 x 20 x 10 4 x 8 ml = 200 x 10 6 esplenócitos).
  11. Dilui-se as células a uma concentração de 2 x 10 6 células / ml em TCM, suplementado com 2 ug / ml de concanavalina A (ConA) e 50 UI / ml de recombinante humano IL-2 (rhIL-2). Assim, para 200 x 10 6 esplenócitos, adicionar 92 ml de meio de células de 8 ml, 200 ug de Con A, e 5000 UI de rhIL-2.
  12. Adicionar 2 mL de células para cada poço de placas tratadas de cultura de tecidos de 24 poços, de tal modo que 4 x 10 6 células em cada poço são (por exemplo, 100 ml de células vai demorar aproximadamente 4 placas).
  13. Incubar durante a noite a 37 ° C com 5% de CO 2.

5. Transdução

Dia 1:

  1. Calcular o número de cultura não-tecido tratado placas de 24 poços necessários para a transdução através da multiplicação do número de baços colhidos por 2 (8 placas são necessários para baços 4).
  2. Em seguida, calcular o volume requerido de solução fragmento de fibronectina humana recombinante (RHFF)necessária para placas de revestimento através da multiplicação (número total de poços + 3) x 0,5 ml (8 x 24 placas = 192 poços + 3 = 195) x 0,5 mL = 97,5 mL.
  3. Prepare a 97,5 ml de solução salina tamponada com fosfato (PBS) contendo RHFF a uma concentração de 25 ug / ml, multiplicando o volume total de 25? G (97,5 x 25 = 2437,5 ug). Adicionar esta quantidade de RHFF a 97,5 ml PBS.
  4. Bata de cultura não-tecido tratado placas de 24 poços por adição de 0,5 ml de solução PBS / RHFF por poço.
  5. Incubar durante a noite a 4 ° C.

Dia 2:

  1. Despejar solução de PBS / RHFF de cultura não-tecido tratado placas de 24 poços.
  2. Adicionar 1 ml / poço de albumina de soro bovino a 2% (BSA) em PBS e incubar à temperatura ambiente durante 30 min.
  3. Remover BSA por firmemente upending placa. Lavar por adição de 2 ml de PBS.
  4. Recolher o sobrenadante virai por transferência de meios de comunicação a partir de cada placa HEK293T PDL para um tubo de centrífuga de 250 ml e girar 10 min a 500 x g.
  5. Transferir cuidadosamente su viralpernatant em um 250 ml fresco tubo de centrifugação, tendo a certeza de não perturbar o sedimento de células que podem ter se formado.
  6. Adicionar TCM fresco ao sobrenadante virai, tal que o volume final de 3 ml é mais do que a quantidade necessária para poços RHFF-revestidos. Por exemplo, para 192 poços RHFF-revestidos, trazer ao volume de sobrenadante virai a 192 + 3 ml = 195 ml.
  7. Remover esplenócitos cultivadas na incubadora e ressuspender por suavemente pipetando para cima e para baixo 2 - 3 vezes em cada poço. Transfira para uma cónico de 250 ml. Se utilizando uma pipeta multicanal, utilizando um reservatório estéril antes de serem transferidos vai ajudar a acelerar esta etapa. Contagem como anteriormente descrito e centrifugação a 300 xg durante 10 min.
  8. Adicionar rhIL-2 a sobrenadante viral a uma concentração de 50 Ul / ml. Por exemplo, adicionar 50 x 195 = 9.750 UI a 195 ml de sobrenadante viral-2 rhIL.
  9. Ressuspender esplenócitos em sobrenadante virai a 1 x 10 6 células / ml
  10. Adicionar 1 ml / poço de uma suspensão de esplenócitos em placas de 24 poços revestidas com RHFF.
  11. Rotação por 90 min de acordo com as seguintes configurações: 770 xg, aceleração = 4, freio / desaceleração = 0, 32 ° C.
  12. Prepara-se uma solução de TCM com 50 UI / ml de rhIL-2. Por exemplo, preparar uma solução de 200 TCM por adição de 10.000 UI de rhIL-2. Adicionar 1 ml de rhIL-2 / TCM a cada poço, após a centrifugação.
  13. Cultura durante a noite a 37 ° C em 5% de CO 2.

6. CAR célula T Cultura e colheita

Dias 3 e 4:

  1. Se as células T obter> 80% de confluência, as células podem ser divididas (isto normalmente ocorre no dia 3 ou dia 4). Para dividir as células, pipetar suavemente para cima e para baixo em cada poço de 2-3 vezes, e mover-se 1 ml de cada poço em novos poços de uma placa de 24 poços de cultura de tecidos tratados fresco. Em seguida, adicionar 1 ml de TCM fresco com 50 UI / ml de IL-2 a cada cavidade de tal modo que o volume final é de 2 ml em todos os poços.
  2. Se as células não atingem> 80% de confluência, realizar uma mudança de metade meios por pipetagem fora lentamente 1 ml de meios de comunicação a partir do topo de cada cavidade. Evite disturbing células se instalaram no fundo durante a remoção da mídia. Adicionar 1 ml de TCM fresco contendo 50 UI / ml de rhIL-2.

Dia 5:

  1. Suspenda as células T CAR cuidado pipetando para cima e para baixo 3 vezes em cada poço e transferir para um tubo de centrífuga de 250 ml. Girar células a 300 xg durante 10 min.
  2. Sobrenadante completamente aspirado sem perturbar pellet. Lavar uma vez com PBS, a contagem de células como descrito anteriormente, e lavar com PBS uma segunda vez. Um rendimento típico de células T CAR é de aproximadamente 1 x 10 6 células por poço (8 placas de células x 24 poços = 192 x 10 6 CAR T).
  3. Ressuspender as células em PBS a uma concentração de 5 x 10 7 / ml para uma injecção de 1 x 10 7 num volume de 200? G (por exemplo, para 192 x 10 6 células T CAR, ressuspender o sedimento lavado em 3,84 ml de PBS).

7. CAR T Administration celular para portadores de tumor Ratos

Dia 5:

  1. Transport células sobre gelo para instalações de animais por injecção intravenosa. Carga 500-1.000 ul em seringa de insulina com 27-31 G agulha, assegurando que todas as bolhas são expulsos.
  2. Pegue um rato na base da cauda e colocar em restrainer tubo.
  3. Puxar a cauda esticada com a veia virada para cima, e deslizar a agulha aproximadamente 1-2 mm sob a pele para dentro da veia, inserindo-o paralelo na veia da cauda. Lentamente expelir 200 ul na veia. Se a agulha estiver correctamente introduzida na veia, o volume vai fluir facilmente in; caso contrário, haverá resistência e da agulha terá que ser removido a partir da cauda e re-inserido correctamente.

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Resultados

Células carro T são gerados por transdução com o vector retroviral EGFRvIII CAR 11. Este vector, MSGV1, foi desenvolvido a partir do vector SFGtcLuc_ITE4 35, que contém o vírus de células estaminais de murino (MSCV) repetições terminais longas, a região gag estendida e local de splicing do envelope (dador de splicing, sd, e aceitador de splicing, sa), e viral sinal de empacotamento (ψ). O CARRO EGFRvIII contendo o fragmento de anticorpo humano anti-EGFRvIII de cadeia única variável (scFv) 139, em c...

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Discussão

A linha do tempo de tratamento descrito aqui foi projetado para modelar padrão clínico de cuidado e alavancar os seus efeitos para a terapia adotiva CAR. T doses carro de célula, regimes TMZ, administrativos e radioterapia podem ser modificados para aumentar a actividade in vivo de células T, lymphodepletion e assassinato tumor. Os regimes de TMZ pode ser aumentada para se obter mieloablação hospedeiro e aumentar a expansão das células adoptivamente transferidos 30. Além disso, os efeitos lymphodeple...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesses a declarar.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer à Dra. Laura Johnson e ao Dr. Richard Morgan por fornecerem a construção retroviral do CAR. Os autores também agradecem a Giao Ngyuen por sua assistência com dosimetria para irradiação de todo o cérebro. Este trabalho foi apoiado por uma bolsa NIH NCI 1R01CA177476-01.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Vetor de embalagem de retrovírus pCL-EcoImgenex10045PVetor auxiliar para gerar retrovírus CAR
Concanavalina ASigma AldrichC2010Mitógeno não específico para induzir a proliferação de células T e transdução viral
RetronectinaClonTech/TakaraT100BFacilita a transdução retroviral de células
T Lipofectamina 2000Life Technologies11668-019Reagente de transfecção
DMEM, glicose alta, piruvatoLife technologies11995-065HEK293 meios de cultura
RPMI 1640Life Technologies11875-093Meios de cultura de células T
Opti-MEM I Soro ReduzidoMedium Life technologies11058-021Meios de transfecção
200 mM L-GlutaminaLife technologies25030-081Suplemento de meios de cultura de células T
100 mM Pyruvate de SódioLife technologies11360-070Suplemento de meios de cultura de células T
100X MEM Solução de Aminoácidos Não Essenciais Lifetechnologies11140-050Suplemento de meios de cultura de células T
55 mM 2-MercaptoetanolLife technologies21985-023Agente redutor para remover radicais livres
Penicilina-Estreptomicina (10.000 U/ml)Life technologies15140-122 Suplemento demídia de cultura de células T
Gentamicina (50 mg/ml)Life technologies15750-060 Suplemento demídia de cultura de células T
GemCell Origem dos EUA Soro Fetal BovinoGemini Bio Products100-500Fornece fatores de crescimento e nutrientes para crescimento celular in vitro
Albumina de Soro Bovino (BSA), Fração V– Grau PadrãoGemini Bio Products700-100PBloqueia a ligação não específica do retrovírus às placas revestidas com retronectina
Pharm Lyse (concentrado 10x)BD Biosciences555899Lisa os glóbulos vermelhos durante o processamento de esplenócitos
70 μ m Filtros de células estéreisCorning352350Filtra grandes partículas de tecido durante o processamento de esplenócitos
Placas de cultura BioCoat de 100 mm com 356469 de poli-D-lisinaCorningPromove a adesão de células HEK293 para maximizar a proliferação após a transfecção
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TemozolomidaBest PharmatechN/APó liofilizado preparado no dia da administração
Dimetilsulfóxido SigmaLife SciencesD2650Necessário para a dissolução completa da temozolomida
Solução salinaHospiraIM 0132 (5/04)Solvente para temozolomida e cetamina/xilazina
Ketathesia HClHenry Schein Animal Health11695-0701-1Solução de cetamina
AnaSedLloyd IncN/ASolução estéril de xilazina 100 mg/ml

Referências

  1. Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. N Engl J Med. 352 (10), 987-996 (2005).
  2. Kantoff, P., Higano, C., Shore, N., Berger, E., Small, E. Sipuleucel-T immunotherapy for castration-resistant prostate cancer. N Engl J Med. (363), 411-422 (2010).
  3. Hodi, F. S., et al. Improved survival with ipilimumab in patients with metastatic melanoma. N Engl J Med. 363 (8), 711-723 (2010).
  4. Schwartzentruber, D. J., et al. gp100 peptide vaccine and interleukin-2 in patients with advanced melanoma. N Engl J Med. 364 (22), 2119-2127 (2011).
  5. Gross, G., Gorochov, G., Waks, T., Eshhar, Z. Generation of effector T cells expressing chimeric T cell receptor with antibody type-specificity. Transplant Proc. 21 (1 Pt 1), 127-130 (1989).
  6. Pule, M. A., et al. Virus-specific T cells engineered to coexpress tumor-specific receptors: persistence and antitumor activity in individuals with neuroblastoma. Nat Med. 14 (11), 1264-1270 (2008).
  7. Kochenderfer, J. N., et al. B-cell depletion and remissions of malignancy along with cytokine-associated toxicity in a clinical trial of anti-CD19 chimeric-antigen-receptor-transduced T cells. Blood. 119 (12), 2709-2720 (2012).
  8. Porter, D. L., Levine, B. L., Kalos, M., Bagg, A., June, C. H. Chimeric antigen receptor-modified T cells in chronic lymphoid leukemia. N Engl J Med. 365 (8), 725-733 (2011).
  9. Brentjens, R. J., et al. Safety and persistence of adoptively transferred autologous CD19-targeted T cells in patients with relapsed or chemotherapy refractory B-cell leukemias. Blood. 118 (18), 4817-4828 (2011).
  10. Wikstrand, C. J., et al. Monoclonal antibodies against EGFRvIII are tumor specific and react with breast and lung carcinomas and malignant gliomas. Cancer Res. 55 (14), 3140-3148 (1995).
  11. Sampson, J. H., et al. EGFRvIII mCAR-modified T-cell therapy cures mice with established intracerebral glioma and generates host immunity against tumor-antigen loss. Clin Cancer Res. 20 (4), 972-984 (2014).
  12. Kuppner, M. C., Hamou, M. F., Sawamura, Y., Bodmer, S., de Tribolet, N. Inhibition of lymphocyte function by glioblastoma-derived transforming growth factor beta 2. J Neurosurg. 71 (2), 211-217 (1989).
  13. Wintterle, S., et al. Expression of the B7-related molecule B7-H1 by glioma cells: a potential mechanism of immune paralysis. Cancer Res. 63 (21), 7462-7467 (2003).
  14. Fecci, P. E., et al. Increased regulatory T-cell fraction amidst a diminished CD4 compartment explains cellular immune defects in patients with malignant glioma. Cancer Res. 66 (6), 3294-3302 (2006).
  15. Wilmotte, R., et al. B7-homolog 1 expression by human glioma: a new mechanism of immune evasion. Neuroreport. 16 (10), 1081-1085 (2005).
  16. Yang, B. C., et al. Mediation of enhanced transcription of the IL-10 gene in T cells, upon contact with human glioma cells, by fas signaling through a protein kinase A-independent pathway. Journal of Immunology. 171 (8), 3947-3954 (2003).
  17. Reilly, S. M., et al. Temozolomide: a new oral cytotoxic chemotherapeutic agent with promising activity against primary brain tumours. Eur J Cancer. 29A (7), 940-942 (1993).
  18. Newcomb, E., et al. The Combination of Ionizing Radiation and Peripheral Vaccination Produces Long-term Survival of Mice Bearing Established Invasive GL261Gliomas. Clin Cancer Res. 12, 4730-4737 (2006).
  19. Park, B., Yee, C., Lee, K. M. The effect of radiation on the immune response to cancers. Int J Mol Sci. 15 (1), 927-943 (2014).
  20. Fritzell, S., et al. Intratumoral temozolomide synergizes with immunotherapy in a T cell-dependent fashion. Cancer Immunol Immunother. 62 (9), 1463-1474 (2013).
  21. Park, S. D., et al. Cross-priming by temozolomide enhances antitumor immunity of dendritic cell vaccination in murine brain tumor model. Vaccine. 25 (17), 3485-3491 (2007).
  22. Emens, L. A., Jaffee, E. M. Leveraging the activity of tumor vaccines with cytotoxic chemotherapy. Cancer Res. 65 (18), 8059-8064 (2005).
  23. Murphy, K. A., et al. An in vivo immunotherapy screen of costimulatory molecules identifies Fc-OX40L as a potent reagent for the treatment of established murine gliomas. Clin Cancer Res. 18 (17), 4657-4668 (2012).
  24. Newcomb, E. W., et al. Radiotherapy enhances antitumor effect of anti-CD137 therapy in a mouse Glioma model. Radiat Res. 173 (4), 426-432 (2010).
  25. Su, Y. B., Krown, S. E., Livingston, P. O., Wolchok, J. D., Chapman, P. B. How lymphotoxic is dose-intensified temozolomide? The glioblastoma experience. J Clin Oncol. 23 (18), 4235-4236 (2005).
  26. Neyns, B., Tosoni, A., Hwu, W. J., Reardon, D. A. Dose-dense temozolomide regimens: antitumor activity, toxicity, and immunomodulatory effects. Cancer. 116 (12), 2868-2877 (2010).
  27. Muranski, P., et al. Increased intensity lymphodepletion and adoptive immunotherapy-how far can we go. Nat Clin Pract Oncol. 3 (12), 668-681 (2007).
  28. Wrzesinski, C., Restifo, N. P. Less is more: lymphodepletion followed by hematopoietic stem cell transplant augments adoptive T-cell-based anti-tumor immunotherapy. Current Opinion in Immunology. 17 (2), 195-201 (2005).
  29. Dudley, M. E., et al. Adoptive cell therapy for patients with metastatic melanoma: evaluation of intensive myeloablative chemoradiation preparative regimens. J Clin Oncol. 26 (32), 5233-5239 (2008).
  30. Sanchez-Perez, L. A., et al. Myeloablative Temozolomide Enhances CD8(+) T-Cell Responses to Vaccine and Is Required for Efficacy against Brain Tumors in Mice. Plos One. 8 (3), (2013).
  31. Su, Y. B., et al. Selective CD4+ lymphopenia in melanoma patients treated with temozolomide: a toxicity with therapeutic implications. J Clin Oncol. 22 (4), 610-616 (1200).
  32. Dummer, W., et al. T cell homeostatic proliferation elicits effective antitumor autoimmunity. J Clin Invest. 110 (2), 185-192 (2002).
  33. Gattinoni, L., et al. Removal of homeostatic cytokine sinks by lymphodepletion enhances the efficacy of adoptively transferred tumor-specific CD8+ T cells. J Exp Med. 202 (7), 907-912 (2005).
  34. Wrzesinski, C., et al. Increased intensity lymphodepletion enhances tumor treatment efficacy of adoptively transferred tumor-specific T cells. J Immunother. 33 (1), 1-7 (2010).
  35. Hughes, M. S., et al. Transfer of a TCR gene derived from a patient with a marked antitumor response conveys highly active T-cell effector functions. Hum Gene Ther. 16 (4), 457-472 (2005).
  36. Morgan, R. A., et al. Recognition of glioma stem cells by genetically modified T cells targeting EGFRvIII and development of adoptive cell therapy for glioma. Hum Gene Ther. 23 (10), 1043-1053 (2012).
  37. Kerkar, S. P., et al. Genetic engineering of murine CD8+ and CD4+ T cells for preclinical adoptive immunotherapy studies. J Immunother. 34 (4), 343-352 (2011).

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