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Artigo de método

Infusão estereotáxica de oligomica beta-amilóide no ratinho Hippocampus

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DOI:

10.3791/52805

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17 de junho de 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology and Cell Biology, Columbia University Medical Center, 2The Taub Institute for Research on Alzheimer's Disease and the Aging Brain, Columbia University Medical Center, 3Department of Neurology, Columbia University Medical Center

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para infusão cerebral estereotáxica direta de beta-amilóide. Esta metodologia fornece um modelo alternativo de camundongo in vivo para abordar os efeitos de curto prazo da beta-amilóide nos neurônios cerebrais.

Resumo

A doença de Alzheimer é uma doença neurodegenerativa que afecta o envelhecimento da população. Uma característica neuropatológica chave da doença é a sobre-produção de beta-amilóide e a deposição de placas de amilóide-beta em regiões do cérebro dos indivíduos afectados. Ao longo dos anos, os cientistas têm gerado numerosos modelos de rato da doença de Alzheimer que tentam reproduzir a patologia beta-amilóide. Infelizmente, os modelos de ratinho única imitar selectivamente as características da doença. A morte neuronal, um efeito proeminente nos cérebros de pacientes com doença de Alzheimer, é notoriamente ausente nestes ratinhos. Por isso, nós e outros têm utilizado um método de infundir diretamente espécies oligoméricas solúveis de beta-amilóide - Formas de amilóide-beta que têm sido provada a ser mais tóxico para os neurônios - stereotaxically no cérebro. Neste relatório nós utilizamos camundongos C57BL / 6J para documentar esta técnica cirúrgica de aumentar os níveis de beta-amilóide em uma região do cérebro select. Oinfusão alvo é o giro dentado do hipocampo, porque esta estrutura do cérebro, juntamente com o cérebro anterior basal, que é ligado pelo circuito colinérgico, representa uma das áreas de degeneração na doença. Os resultados de elevação beta-amilóide no giro denteado através de infusão estereotáxico revelam aumentos na perda de neurónios no giro dentado no prazo de 1 semana, enquanto existe um aumento concomitante na morte de células e perda de neurónios colinérgicos no membro vertical da banda diagonal de Broca do prosencéfalo basal. Estes efeitos são observados até 2 semanas. Nossos dados sugerem que o atual modelo de infusão de beta-amilóide fornece um modelo alternativo do mouse para abordar a morte dos neurônios específicos região em uma base de curto prazo. A vantagem deste modelo é que a beta-amilóide pode ser elevada de um modo espacial e temporal.

Introdução

Depósitos de placas amilóides, que são compostos de beta-amilóide (Ap 1-42), são um elemento-chave da patologia da doença de Alzheimer (DA). Numerosos estudos têm demonstrado que níveis elevados ou tóxicos de recombinante oligomeric Ap 1-42 provocar a morte neuronal, sináptica distrofia, perda e disfunção; bem como de aprendizagem e memória défices 1-4. Regiões do cérebro afetadas incluem o hipocampo, no córtex e estruturas subcorticais tais como o cérebro anterior basal ea 5,6 amígdala. Até à data, existem vários modelos de camundongos transgênicos que tentam simular o Aâ 1-42 patologia da AD. Dependendo da estirpe estes animais revelar-se útil para examinar seleccione características patológicas da DA. Infelizmente, com a excepção de duas linhas transgénicas, APP23 e 5XFAD, estes ratinhos não replicar completamente a perda neuronal, um aspecto chave da AD. Mesmo com a perda neuronal observada em APP23 e 5XFAD, a obser morte neuronalved foi sutil, dependente da idade, e isolado para algumas regiões selecione 7,8.

A infusão direta de oligomeric Ap 1-42 no cérebro do rato do tipo selvagem é um excelente modelo in vivo que replica o aspecto morte neuronal de amyloidopathy 1,9,10. Ao contrário dos modelos de ratinho transgénicos vulgarmente utilizados o modelo de infusão oligomérico Ap 1-42 é ideal para elevar de forma aguda Ap 1-42 níveis de um modo espacial e temporal. A vantagem da utilização de ratinhos de tipo selvagem para este modelo de compensação ou elimina efeitos colaterais potenciais de mutações introduzidas em linhas de ratos transgénicos. Estudos anteriores têm demonstrado que a infusão de níveis tóxicos de Ap 1-42 no hipocampo provoca a morte neuronal na proximidade do local de injecção dentro de 1 semana 1. Além disso, consistente com a observação de que Ap 1-42 é tóxico para os neurónios colinérgicos do prosencéfalo basal 11população colinérgicos neurônio (BFCN) que se projecta para o hipocampo diminui 20-50% no prazo de 7-14 dias após a beta-amilóide infusão 1,10 em camundongos, de forma eficaz permitindo que para os exames de circuitos neuronais isolado no cérebro. Desde projecto BFCN ipsilateralmente ao giro dentado do hipocampo 12, para a maior parte de controlo / veículo e oligoméricos Ap 1-42 soluções podem ser injectados em ambos os lados do cérebro, permitindo que sejam feitas comparações entre os hemisférios direito e esquerdo 1.

Neste relatório, iremos fornecer uma metodologia cirúrgica ea injeção detalhado para adultos de tipo selvagem camundongos C57BL / 6J. Esta estirpe do mouse é escolhido por causa de sua ampla utilização na pesquisa. Tecnicamente, qualquer região do cérebro podem ser direcionados para perfusão, no entanto aqui, vamos utilizar o giro denteado do hipocampo como o alvo para ilustrar a técnica.

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Protocolo

Nota: Para toda a experimentação animal, Institucional e diretrizes nacionais para o cuidado e uso de animais de laboratório foram seguidas.

1. Prepare Instrumentos Cirúrgicos e Soluções para Cirurgia

  1. Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos de aço inoxidável.
  2. Preparar etanol a 70% por diluição de 200 proof de etanol absoluto com grau molecular de água desionizada destilada estéril.
  3. Fixe a agulha G 29 para a seringa Hamilton. Limpe o interior do Hamilton seringa e agulha através da elaboração e da água de ejecção nanopura repetidamente durante 1 min. Repita este procedimento com etanol 70%.
    1. Retirar o êmbolo e a agulha da seringa de Hamilton. Ar secar as peças em um fluxo laminar vertical S / N.
    2. Irradiar a agulha e seringa com luz ultravioleta durante 30 minutos antes da utilização.
  4. Preparar a solução salina através da dissolução de NaCl em água de grau molecular para um peso final a concentração em volume de 0,9%. Esterilização emze a solução filtrando-a através dos poros do filtro 0,2 m.

2. Prepare oligomica Ap 1-42

  1. Monomerize e ressuspender recombinante humana Ap 1-42 em DMSO a 5 mM exactamente como descrito na publicação da Fa "e outros 13.
  2. Diluir 5 mM Ap 1-42 com estéril (1x) PBS 100 mM na véspera da cirurgia.
  3. Misture bem a solução por trituração.
  4. Incubar Ap 1-42 solução durante 12 horas a 4 ° C.
    Nota: As soluções de controle, tais como a diluição de DMSO em PBS ou mexidos / retrocesso Ap 1-42 deve ser preparado da mesma forma que Ap 1-42.

3. determinar as coordenadas de injeção

  1. Use os adultos atlas do cérebro do rato para determinar a exacta ântero-posterior (AP), medial-lateral (ML), e dorso-ventral (DV) coordenadas para a região do cérebro de 14 interesse.
    Nãote: Para ilustrar a técnica, escolhemos o giro denteado do hipocampo como o alvo com as seguintes coordenadas a partir do bregma: AP, -2,00 mm; ML, ± 1,3 mm; DV, -2,2 mm. O sinal negativo que precede o valor AP indica que ele é de 2,00 mm posterior do bregma. O sinal ± precedendo o valor ML indica a direção esquerda e direita do centro. Por fim, o sinal negativo que precede o DV indica que está em movimento ventral a partir da superfície do cérebro.

4. estereotáxica Setup Moldura

  1. Usar uma máscara cirúrgica rosto, jaleco limpo, e luvas cirúrgicas estéreis.
  2. Limpe instrumento estereotáxico e adaptador de mouse com etanol 70%.
  3. Deite-campo cirúrgico estéril sobre o balcão.
  4. Colocar o aparelho estereotáxico com um adaptador do rato no topo da cobertura cirúrgica estéril.
  5. Limpe a almofada de aquecimento do mouse com etanol 70%. Posicione a almofada de aquecimento sobre a cama quadro estereotáxico. Use labora uso geralfita rotulagem tory a fita para baixo a almofada de aquecimento sobre a cama adaptador de mouse.
    1. Fixe a almofada de aquecimento para a bomba de água morna recirculator acordo com as instruções do fabricante.
    2. Ligue a bomba recirculator água morna e definir a temperatura a 37 ° C, e depois esperar até que ele atinja a temperatura.
  6. Apor o 50 ul seringa Hamilton com uma agulha G 29 sobre a armação estereotáxica aparafusando-o sobre o eixo vertical, motorizada de injecção de acordo com as instruções do fabricante.
  7. Ligue o esterilizador talão e esperar até atingir a temperatura programada pelo fabricante.
    Nota: Este é usado para esterilizar instrumentos de aço inoxidável entre os animais. Leva instrumentos de 20 segundos de contacto com os grânulos de esterilização.
  8. Ligue placa quente e configurá-lo para 42 ° C e coloque uma gaiola vazia limpo no topo.
  9. Enquanto a seringa Hamilton está fixada no quadro estereotáxico usar o i motorizado estereotáxiconjector para elaborar o 1-42 solução de Ap.
    Nota: Elaborar mais de 4 mL da solução para a seringa e, em seguida, usar o injector estereotáxico para definir o volume de injecção. Operar o injector de acordo com as instruções do fabricante.

5. Preparação de animais

  1. Determinar o peso do rato utilizando a escala de pesagem.
  2. Anestesiar rato com cetamina / xilazina coquetel a 100 mg / kg de cetamina e 10 mg / kg de xilazina por injecção intraperitoneal (IP). Monitore a profundidade da anestesia com a perda de toe pitada reflexo.
  3. Após o mouse está sedado tomar a máquina de cortar cabelo e fazer a barba a cabeça para expor a pele ao longo do crânio.
  4. Colocar o rato no topo da almofada de aquecimento na parte superior do leito estereotáxico.
  5. Use a espátula para abrir a boca e colocar os dentes incisivos dentro do guarda-dentes. Prenda o porta-objetivas sobre a face do mouse. Apertá-lo com cuidado e não muito apertado.
  6. Posição as travessas de ouvido bilaterais em conduto auditivo para proteger a cabeça. Mova cada barra transversal até que ela atinge o crânio, e, em seguida, gire o parafuso para prendê-la.
    1. Para garantir que a cabeça está garantido usar o dedo indicador para empurrar suavemente para baixo na cabeça. Se a cabeça está devidamente assegurado que não vai dar para fora ou mover quando pressionado.
  7. Aplique uma gota de creme para os olhos ou colírio para os olhos para mantê-los úmidos. Certifique-se de que os olhos são úmido durante todo o procedimento cirúrgico.
  8. Para desinfectar o local cirúrgico usar cotonetes estéreis para aplicar a solução de betadine para a pele sobre o crânio, seguido de etanol a 70%. Realize o betadine alternada e 70% de etanol limpeza mais 2 vezes.

6. Cirurgia e Infusão

  1. Use um bisturi para fazer uma incisão de 2-3 mm na linha média do couro cabeludo, e então usar uma tesoura fina reta para estender a linha de incisão para 1,0-1,5 cm para expor a sutura sagital, bregma e lambda do crânio, marcos as coordenadas estereotáxicas que se baseiam. Use micro grampos para manter a pele separados.
    Nota: As posições bregma e lambda são explicados no atlas do cérebro do rato "O cérebro do rato em estereotáxica coordenadas" 14.
  2. Pegue um cotonete, mergulhe-o em solução salina estéril, e usá-lo para limpar o crânio. Em seguida, use um cotonete seco e limpo para secar o crânio.
  3. Use uma caneta de ponta fina estéril para marcar um ponto no bregma. Utilizar o micromanipulador estereotáxico para posicionar a seringa de Hamilton para que a ponta da agulha apenas toca o ponto no bregma.
    1. Grave coordenar a DV.
    2. Para verificar se o eixo PA do nível do crânio é mover a seringa Hamilton posteriormente de modo a que a ponta da agulha atinge o ponto de lambda.
    3. Grave a posição DV. Certifique-se coordena o DV para bregma e lambda são de 0,5 mm.
      Nota: O objectivo é minimizar a diferença entre DV bregma e lambda.
  4. Usa-osicromanipulator para retornar a agulha da seringa Hamilton ponta de volta para o ponto bregma.
  5. Grave a posição inicial AP.
  6. Calcular a posição final AP subtraindo 2,00 milímetros a partir da AP a partir de coordenadas.
  7. Use o micromanipulador para reposicionar a agulha de seringa Hamilton com a AP cota final.
  8. Grave coordenar o atual ML.
  9. Calcule a esquerda e direita que termina ML coordena adicionando ou subtraindo 1,3 milímetros a partir da partida ML coordenadas.
  10. Use o micromanipulador para mover a agulha da seringa Hamilton, quer coordenar a ML terminando.
    1. Toque a ponta da agulha para a superfície do crânio em ambos terminam coordenadas ML e gravar as coordenadas DV e certifique-se os valores estão dentro de 0,5 mm.
      Nota: O objectivo é minimizar a diferença entre os dois DV terminando coordenadas ML.
    2. Enquanto em um final de coordenadas puxar a agulha para cima 0,5-1 cm sobre o crânio. Pegue uma caneta de ponta fina estéril para marcar um ponto no the a superfície do crânio. Repita este passo para o lado contralateral do crânio.
  11. Balançar a seringa Hamilton clara para fora do caminho.
  12. Anexar 0,8 milímetros cabeça de perfuração para a broca. Pegue a furadeira com ambas as mãos, defina os cotovelos sobre a superfície da mesa para a estabilidade, e posicionar a cabeça da broca ligeiramente acima do ponto sharpie sobre a esquerda ou direita ML coordenadas. Activa a broca, diminuir a ponta da broca para a superfície do crânio para introduzir um orifício no crânio. Repita este passo para o lado contralateral.
    Nota: Alguns hemorragia pode ocorrer a partir dos furos recentemente introduzidos. Se houver sangramento, em seguida, use um cotonete limpo e seco para enxugar o sangue.
  13. Mova a seringa Hamilton de volta para a posição sobre um dos buracos ML recentemente introduzidas. Abaixe a agulha Hamilton apenas após o crânio. Neste ponto, deve ter cuidado para não perfurar o cérebro. Para certificar-se de que a agulha passou o crânio levar o seu dedo indicador e empurre a agulha contra o crânio para fazer sure a agulha não sair do furo.
  14. Grave coordenar o DV partida.
  15. Calcule coordenar o DV terminando subtraindo 2,2 milímetros do DV começando coordenadas.
  16. Abaixe a agulha até o DV terminando coordenadas.
  17. Activar a bomba injectora estereotáxico para bombear 4 ul de Ap 1-42 no giro dentado, a uma taxa de 0,5 mL / min.
  18. Quando a conclusão da perfusão deixar a agulha permanecer no lugar durante um 1 minuto adicional de minimizar o refluxo da solução para fora do local de injecção.
  19. Mover a agulha para o outro lado do cérebro e repetir as etapas de 6,13-6,18.

7. Remoção Animal e Cuidados Pós-Operatórios

  1. Soltar os bares de ouvido e proteção para o rosto / nariz. Retirar o mouse do aparelho.
  2. Use um estudante fórceps padrão normal para puxar fechar o couro cabeludo e, em seguida, selar a ferida com sutura.
  3. Injectar 1 ml de solução salina estéril para o mouse via IP para a hidratação.
  4. Emject buprenorfina (0,1 mg / kg) por via subcutânea para aliviar a dor.
  5. Manter o rato na gaiola vazia limpo situado no topo de 42 ° C chapa quente até que ele acorda, em seguida, devolvê-lo à sua gaiola de habitação com amplo comida e água.
  6. Administrar buprenorfina, por injecção subcutânea a cada 12 horas durante 3 dias para alívio da dor.

Remoção 8. Sutura

  1. Anestesiar rato com cetamina / xilazina coquetel a 100 mg / kg de cetamina e 10 mg / kg xlyazine por IP. Nota: Isto é feito 7-10 dias após a cirurgia.
  2. Use um estudante fórceps padrão standard e uma tesoura fina reta para remover a sutura.
  3. Injectar 1 ml de solução salina estéril para o mouse via IP para a hidratação.
  4. Manter o rato em uma gaiola vazia limpo situado no topo de 42 ° C chapa quente até que ele acorda, e, em seguida, devolvê-lo à sua gaiola de habitação com amplo comida e água.

9. sacrifício de animais e processamento de tecidos

  1. Anestesiar o mouse e perfuse com paraformaldeído a 4% 15, remover o cérebro, e processá-lo para cryosectioning 16.
    Nota: O tempo de sacrifício de animais depende do experimentador. No entanto, para os nossos estudos, escolheu 7 e 14 dias após a cirurgia.

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Resultados

O presente método de preparação de humano recombinante oligomérico Ap 1-42 produz espécies oligoméricas solúveis constituídos por monómeros, dímeros, trímeros e tetrâmeros (Figura 1A). Estes baixo peso molecular de espécies Aâ 1-42, mas não as fibrilas e placas, foram mostrados em várias configurações para ser mais tóxico para os neurônios 1,4,9,17-19. Para determinar se ou não oligomeric Ap 1-42 induz a morte dos neurônios no cérebro do rato Ap 1-42

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Discussão

Para conseguir um sucesso Ap 1-42 injeção do experimentador ou cirurgião deve: 1) utilizar uma técnica asséptica; 2) identificar corretamente a região do cérebro de interesse com coordenadas precisas; 3) ser capaz de garantir adequadamente o mouse no quadro estereotáxico com o cérebro nivelado no eixo AP e ML; 4) tem a capacidade de operar o micromanipulador com precisão; 5) Garantir cuidados pós-operatórios adequada. Se essas etapas principais são seguidos do mouse deve sobreviver à cirurgia sem infecção obs...

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Divulgações

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Distúrbios Neurológicos e Derrame conceder NS081333 (a CMT), concessão Associação NIRG-10-171721 de Alzheimer e Instituto Nacional de Saúde Mental de concessão MH096702 (a UH), e do Instituto Nacional sobre Envelhecimento financiado pela pesquisa da doença de Alzheimer Centro da Universidade de Columbia concessão piloto AG008702 (para YYJ e JB).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cetamina HCl (100 mg/ml)Henry Schein Medical1049007100 mg de cetamina por 1 kg de
animal Xilazina (20 mg/ml)Henry Schein Medicalnão disponível10 mg de xilazina por 1 kg de animal
Buprenex (0,3 mg/ml)Henry Schein Medical12177930,1 mg de buprenex por 1 kg de animal
Aβ 1-42David Teplow/UCLAnão disponível100 μ M; Este amilóide foi usado no artigo
A & beta; 1-42BachemH-1368Pode ser usado no lugar da amilóide do laboratório Teplow
Aβ 1-42American Peptide62-0-80BPode ser usado no lugar do amiloide do laboratório Teplow
Scrambled Aβ 1-42American Peptide62-0-46BPode ser usado como o peptide do controle comparando Aβ 1-42
Anticorpo NU4 (anticorpo amilóide oligomérico)Presente de William Klein/Northwestern U.não disponível:2.000 diluição
Anti-Amyloid Oligomeric Antibody  (Coelho Policlonal)EMD MilliporeAB9234Pode ser usado no lugar do Nu4; precisa ser testado pelo usuário final
6E10 Anticorpo (Monoclonal Mouse) (Anticorpo Amilóide)Biolegendsig-393201:1,000 diluição
ChAT Antibody (Cabra Policlonal)MilliporeAB144P1:100 diluição
DeadEnd Fluorometric TUNEL systemPromegaG3250Siga as instruções do fabricante para use
Prolongar o reagente antidesbotamento de ouro com DAPIInvitrogenP36935Use ao cobrir lâminas de lamínula
FluorogoldFluorochrome, LLCnão disponívelSolução a 2%
Etanol Absoluto (200 provas)Fisher ScientificBP2818-4Para fazer etanol a 70% para higienização e desinfecção
Novex 10-20% Tricine gelLife TechnologiesEC6625BOXPara separar Aβ 1-42
Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)Life TechnologiesLC1675Para executar 10-20% de géis de tricina
Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)Life TechnologiesLC3675Para transferir 10-20% de géis de tricine
SuperSignal Western Blot EnhancerThermo Scientific46640Para realçar Aβ sinal 1-42; siga o protocolo do fabricante
Protran BA79 Membrana de Nitrocelulose Blotting, 0.1 μ mGE Healthcare Life Sciences10402088Para transferir 10-20% de géis de tricina
Xcell SureLock Mini-CellLife TechnologiesEI0001Eletroforese aparatus para execução de 10-20% de géis de tricina
GenTeal Lubricant Eye GelNovartisnão disponívelPara manter os olhos do rato úmidos durante a cirurgia; pode ser encontrado em farmácias locais
 
[header]
Refresh Optive Lubricant Eye DropsAllergannão disponívelPara manter os olhos do rato úmidos durante a cirurgia; pode ser encontrado em farmácias locais; Pode ser usado no lugar do Armazenamento GenTeal
Betadine50998Para higienizar e desinfetar
Espátula Redonda/Cônica VWR82027-490Para abrir a boca de animais
Grampos de Bulldog Serrefines (Dimensões da Mandíbula 9X1,6 mm; Comprimento 28 milímetros)Ferramentasfinas 18050-28da ciência opcionais; Para manter a pele do couro cabeludo separada durante a injeção
Tesoura Fina Reta (Ponta 25 mm; Comprimento 11,5 cm)Ferramentas de Ciências Finas14060-11Para cortar o couro cabeludo
# 3 Cabo de bisturiFerramentas de Ciências Finas10003-12
# 11 Lâmina CirúrgicaFerramentas de Ciências Finas10011-00Para fazer incisão no couro cabeludo
Fórceps de Padrão Padrão de Estudante (Pontas Dims. 2,5x1,5 mm; Comprimento 11,5 cm)Ferramentas de Ciência Fina91100-12Para manter o couro cabeludo fechado durante a sutura
Kit Combo de AparadorKent ScientificCL9990-1201Para barbear o cabelo
T/Bomba Recirculador de Água Morna Kent Scientific TP-700Para aquecer animais durante a cirurgia
Almofada de Warmining Reutilizável (5" x 10")Kent Scientific TPZ-0510FEAPara prendê-lo ao recirculador de água quente T / Pump para aquecer o animal durante a cirurgia
Micro furadeira sem fioStoelting58610Use rebarbas de aço de 0,8 mm para fazer furos no crânio
Instrumento estereotáxico padrão de laboratório com mouse e Adaptador de Rato NeonatalStoelting51615
Just for Mouse Stereotaxic InstrumentStoelting51730Pode usar isso no lugar do Stoelting Cat. #51615
Quintessential Stereotaxic InjectorStoelting53311
Esterilizador de Contas de Vidro SecoStoelting50287Para esterilizar instrumentos de aço inoxidável
Campo Cirúrgico Estéril (18" x 26")Stoelting50981
Seringa Hamilton 50 ml, Modelo 705 RN SYR, NDLHamilton Company7637-01Para injeção cerebral; use seringas diferentes para diferentes soluções
Agulha de 29 G, Cubo Pequeno RN NDLHamilton Company7803-06Para fixação na seringa Hamilton para injeção cerebral
Seringas de tuberculina BD de 1 mlVWRBD309659Para administração de anestesia e soro fisiológico
30 G Agulha (0,5")VWRBD305106Para administração de anestesia e soro fisiológico
Balança Eletrônica Portátil Série CS (Ohaus)VWR65500-202Para pesar animais para determinar a dose de anestesia
Placa quente (Dimensões da Placa Superior 7,25x7,25 pol)VWR47751-148Para aquecer animais pós-cirurgia
Sutura de Seda Sofsilk C-1 Corte 3/8, 12 mmCovidienS1173Para fechar feridas
Adesivo de Tecido Vetbond (3M)Santa Cruz Biotechnologysc-361931Opcional: para auxiliar no fechamento de feridas; Use com sutura.
Aplicadores Estéreis de Haste de Madeira com Ponta de AlgodãoFisher scientific22-029-488Para limpeza e secagem de feridas cirúrgicas
Lâminas de Microscópio Superfrost Plus da FisherbrandFisher Scientific 12-550-15Para recolher secções cerebrais
VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mmVWR48393241Para montagem de lâminas de microscópio
Filtro de Seringa Nalgene da Thermo Scientific 0.2 μ mFisher Scientific194-2520Para esterilizar solução salina
Marcadores de pele de ponta dupla estéreis por Viscot MedicalMedlineVIS1422SRL91Para marcar coordenadas no crânio
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Referências

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