A capacidade de modelar infecções do trato urinário (ITU) é crucial para poder entender a patogênese bacteriana e gerar o desenvolvimento de novas terapêuticas. O objetivo deste trabalho é demonstrar modelos de camundongos de ITU experimental e ITU associada a cateter que recapitulam e predizem achados observados em humanos.
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Artigo de método
Criação e Caracterização da UTI e CAUTI em um modelo de rato
Neste artigo
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Resumo
Resumo
Infecções do trato urinário (ITU) são altamente prevalentes, uma importante causa de morbidade e estão cada vez mais resistente ao tratamento com antibióticos. As fêmeas são desproporcionalmente afetados por UTI: 50% de todas as mulheres terão uma infecção urinária em sua vida. Além disso, 20-40% dessas mulheres que têm uma inicial UTI vai sofrer uma recorrência com algumas recorrências freqüentes que sofrem com grave deterioração da qualidade de vida, dor e desconforto, a interrupção das atividades diárias, aumento dos custos de cuidados de saúde, e poucas opções de tratamento outro de profilaxia antibiótica de longo prazo. Uropathogenic Escherichia coli (UPEC) é o principal agente causador da adquirida na comunidade ITU. Associada a cateter ITU (ITU-SVD) é a infecção hospitalar adquirida mais comum responsável por um milhão de ocorrências em os EUA anualmente e custos dramáticos de saúde. Enquanto UPEC é também a principal causa de CAUTI, outros agentes causadores são da maior importância, incluindo Enterococcusfaecalis. Aqui nós utilizamos dois modelos de ratos bem estabelecidas que recapitulam muitas das características clínicas destas doenças humanas. Para UTI, um modelo C3H / HeN recapitula muitas das características de virulência UPEC observados em seres humanos, incluindo respostas de acolhimento, formação IBC e filamentação. Para CAUTI, utilizando um modelo de murganhos C57BL / 6, que retém o implante na bexiga cateter, tem sido mostrado para ser susceptível a E. faecalis infecção da bexiga. Estes modelos representativos estão sendo usados para ganhar novos insights marcantes na patogênese da doença de UTI, que está levando ao desenvolvimento de novas terapias e estratégias de gestão ou de prevenção.
Introdução
Infecções do trato urinário (ITU) é uma das infecções bacterianas mais comuns e podem ser divididos em duas categorias com base no mecanismo de aquisição, comunidade e hospitalar adquirida UTI. UTIs geralmente ocorrem em mulheres saudáveis e estudos adquirida na comunidade mostraram que aproximadamente 50% das mulheres terão pelo menos uma UTI em sua vida 1. Além disso, a recorrência é um grande problema. Uma mulher que tem uma infecção aguda inicial tem uma chance de 25-40% de ter uma segunda infecção no prazo de seis meses, apesar adequado tratamento antibiótico e muitas mulheres continuam a ter recorrências freqüentes 2. As bactérias que ca....
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Protocolo
Declaração de Ética: A Comissão de Estudos animal da Universidade de Washington aprovou todas as infecções e procedimentos de mouse, como parte do protocolo número 20120216, o qual foi aprovado 2013/01/11 e 2016/01/11 expira. Cuidado geral dos animais foi consistente com a guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório do Conselho Nacional de Pesquisa e Guia de Recursos de Cuidados USDA Animal. Procedimentos de eutanásia são consistentes com as "orientações AVMA para a eutanásia dos animais edição de 2013".
1. UPEC UTI protocolo, Inoculação agulha Preparação (Figura S1)
- Retire a tampa da agulha G 30. Linha de aproximadamen....
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Resultados
Os modelos intravesicais de simples e cateter UTI associado fornecer plataformas flexíveis para elucidar os mecanismos moleculares da patogênese bacteriana, o impacto destas doenças no tecido hospedeiro, e o desenvolvimento e teste de novas abordagens para gerenciar essas infecções comuns e dispendiosas. Dependendo da estirpe de ratinho e de agentes patogénicos, a inoculação intravesical pode ser utilizado para estudar interacções hospedeiro-agente patogénico para elucidar factores necessários para iniciar ou modular ag.......
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Discussão
Comunidade descomplicada adquirida UTI é uma infecção comum e onerosa respondendo por vários milhões de atendimentos ambulatoriais por ano 46. Além disso, Cautis são uma infecção adquirida saúde comum que tornou-se extremamente onerosa para os profissionais de saúde como os Centros de Serviços Medicare e Medicaid não reembolsa os prestadores para o custo adicional de tratamento resultante do hospital adquiriu CAUTI 45. Os modelos de ratinho de infecção do trato urinário, cistite, tanto simples e .......
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Divulgações
Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.
Agradecimentos
O financiamento para este trabalho foi fornecida por ORWH SCOR P50 DK064540, SR1 DK 051.406, SR1 AI 108.749-01, F32 DK 101.171, e F32 DK 104516-01.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Material para preparação de cateter e agulha: | |||
| 30 G agulhas | BD Precision Glide | 305106 | 30 G x ½ (0,3 mm x 13 mm) |
| Tubo de polietileno PE10 | BD | 427400 | Diâmetro interno -0,011 pol (0,28 mm); diâmetro externo - 0,024 pol (0,61 mm) |
| Tubo de silício curado com platina RenaSIL 025 | Braintree Scientific, Inc | SIL 025 | diâmetro interno-0,012 x diâmetro externo 0,025, bobina |
| Material para infecções: | |||
| Isoflourano – Isothesia | Butler Schein | 29405 | 250 ml |
| Kimble Chase | 5413289V 21 | ||
| Infusor de Chá de Aço Inoxidável | Schefs-Amazon | Premium Loose Leaf Infuser Por Schefs - Aço Inoxidável - Grande Capacidade - | |
| Bolas de algodão não estéreis | Fisherbrand | 22-456-880 | |
| 50 ml Tubos Falcon | VWR | 89039-660 | |
| Isotec 3 -vaporizador | Ohmeda | 1224478 | |
| Perfurador de orelha | Fisher Scientific | 13-812-201 | (quando necessário) |
| Solução Betadine | Solução | 10% Povidie-iodo solução tópica | |
| Q-tips | Fisher Scientific | 22-037-924 | 6 polegadas |
| Fraldas para banco | Fisherbrand | 14206 63 | Absorventes (20" X36" |
| Lubrificante cirúrgico | Surgilube | 0281-0205-36 | |
| Tesoura de dissecação | Ferramentas Fine Science, INC | 14084-08 | |
| Micro-Adson Forceps | Fine Science tools, INC | 11018-12 | |
| Seringa de 1 ml | BD | 309659 | Ponta deslizante de tuberculina |
| Parafilm | Bemis | PM996 | 4 polegadas x 125 FT |
| Rack Eppendorf | Fisherbrand | 05-541-1 | |
| Tubos Eppendorf | MIDSCI | AVX-T-17-C | |
| Coleta de cateteres, bexigas e rins: | |||
| Homogeneizador | PRO Scientific INC | Bio-Gen Pro 200 | |
| Tubo de fundo redondo de polipropileno de 5 ml | BD | 352063 | para homogeneização de órgãos |
| Toalha de papel | Georgia-Pacific | ||
| Etanol | Pharmco-AAPER | 11100020S | 200 proof |
| Costar™ Placas de Poliestireno Transparente de 96 Poços | Corning | 3788 | |
| 1x Fosfato de sódio salino | Sigma-Aldrich | P3813 | |
| BRANSONIC Limpador ultrassônico 1210 | Branson Ultrasonics Corporation | 1210 | |
| Materiais IBC: | |||
| Placa de teste de cultura de tecidos de 6 poços | Techno Plastic Products | 92006 | |
| Pins | Fine Science Tools | 26002-20 | |
| Sylgard 184 Dow | Corning | 3097358-1004 | Kit de Elastômero de Silicone |
| X-gal (5-bromo-4-cloro-3-indolil-b-D-galactosídeo) | Invitrogen | 15520-034 | Ultrapure |
| N, N-Dimetilformamida | Sigma Aldrich | D4551 | |
| MgCl2 (cloreto de magnésio) | Sigma Aldrich | M8266 | |
| Desoxicolato de sódio | Sigma Aldrich | D6750 | |
| Nonidet-P40 | Roche | 11754599001 | Octilfenolpoli (etilenoglicolether) n |
| Hexacianoferrato de potássio (II) trihidratado (K-ferrOcyanide) | Sigma Aldrich | P3289 | |
| Hexacianoferrato de potássio (III) (K-ferrIcyanide) | Sigma Aldrich | 60299 | |
Referências
- Foxman, B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Dis Mon. 49, 53-70 (2003).
- Foxman, B., et al. Risk factors for second urinary tract infection among college women. American journal of ....
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Reimpressões e permissões
Errata
Formal Correction: Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 8/18/2017. Citeable Link.
An erratum was issued for: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the “AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.”
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the “AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.”
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
- Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).
- Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing.
NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder. - Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.
- Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec).
NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution.
NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation. - Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.
- Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.
- Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.
- Inoculate each mouse with 50 µl of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 µl/sec). Remove the inoculation needle from the mouse.
NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle. - Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.
NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05−0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution’s IACUC.
to:
3. Bacterial Inoculation
- Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).
- Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing.
NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder. - Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.
- Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec).
NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution.
CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation. - Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.
- Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.
- Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.
- Inoculate each mouse with 50 µl of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 µl/sec). Remove the inoculation needle from the mouse.
NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle. - Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.
NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05−0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution’s IACUC.
