É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Medidas espaciais de Perfusão, intersticial pressão do produto e lipossomas Acumulação em tumores sólidos

7.3K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/54226

⸱

18 de agosto de 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Biophysics, University of Toronto, 2Leslie Dan Faculty of Pharmacy, University of Toronto, 3STTARR Innovation Centre, Princess Margaret Cancer Centre, 4Institute of Biomaterials and Biomedical Engineering, University of Toronto, 5Techna Institute, University Health Network, 6Radiation Medicine Program, Princess Margaret Cancer Centre

Neste artigo

Resumo

O acúmulo intratumoral heterogêneo de lipossomas tem sido associado a um microambiente tumoral anormal. Aqui são apresentados métodos para medir a microcirculação tumoral por imagem de perfusão e pressão elevada do fluido intersticial (IFP) usando um sistema robótico guiado por imagem. As medições são comparadas ao acúmulo intratumoral de lipossomas, determinado por meio de microtomografia computadorizada volumétrica.

Resumo

A acumulação intra-tumoral heterogêneo de lipossomas é um factor determinante da sua eficácia. Tanto a microcirculação tumor caótica e elevada IFP estão ligados à distribuição intra-tumoral heterogêneo de sistemas de entrega de medicamentos à base de nanotecnologia, tais como lipossomas. No presente estudo, a relação entre a microcirculação tumor, IFP elevada e acúmulo de nanopartículas foi investigada através de in vivo experimentação. Isto foi conseguido através da avaliação da microcirculação tumor usando contraste dinâmico tomografia computadorizada (DCE-CT) e medição de IFP tumor usando um novo sistema de colocação da agulha robótico guiada por imagem conectado ao scanner micro-CT. A acumulação intra-tumoral de lipossomas foi determinado por avaliação com base em imagens CT de uma formulação lipossomal nanopartícula que encapsular estavelmente o iohexol agente de contraste (CT-lipossomas). CT imagiologia permitido para a co-localização da distribuição espacial dehemodinâmica tumorais, IFP e acumulação CT-lipossomas em um rato modelo de xenoenxerto subcutâneo individual de cancro da mama. Medições levou à descoberta de que a perfusão e a fração de volume de plasma são fortes mediadores de a distribuição intra-tumoral de lipossomas. Além disso, os resultados sugerem que o IFP desempenha um papel indireto na mediação de distribuição de lipossomas através de modulação do fluxo sanguíneo.

Introdução

Medição da acumulação intra-tumoral de sistemas de entrega de droga de nanopartículas podem ser uma ferramenta importante para determinar se uma concentração adequada de droga citotóxica foi atingido no interior do tumor. O desenvolvimento de sistemas de lipossomas "imagem-poder" permite a não-invasivo e quantitativa in vivo de detecção do veículo de entrega da droga usando métodos de imagem como a tomografia por emissão de positrões (PET) 1, fluorescência óptica 2, e tomografia computadorizada (CT) 3, 4 e ressonância magnética (MRI) 5. Imagem tem sido usado para determinar a farmacocinética e biodistribuição de sistemas de entrega de lipossomas e para revelar o grau de heterogeneidade inter-sujeito e intra-tumoral na acumulação de nanopartículas 6,7. No entanto, a imagem latente de nanopartículas sozinho não identificar as barreiras biológicas que têm contribuído para a sua má acumulação e distribuição. Este conhecimento é fundamental para o rdesenvolvimento acional de formulações mais eficazes e estratégias para melhorar a acumulação intra-tumoral 8. Demonstrou-se que as estratégias terapêuticas pode ser aplicada para modular as barreiras biológicas específicas resultando na melhoria do transporte de nanopartículas 9. Além disso, as formulações de nanopartículas têm sido desenvolvidos especificamente para superar a barreira biológica específica de transporte 10. Em ambos os casos, as medições de barreiras biológicas pode ser utilizado para orientar o uso de uma estratégia adequada de administração de fármaco de nanopartículas.

Microcirculação do tumor e elevada IFP são acreditados para ser dois principais determinantes da acumulação intra-tumoral das nanopartículas, tal como lipossomas, em tumores sólidos 9,11. No entanto, outras barreiras que contribuem para a acumulação de lipossomas pobres incluem uma matriz densa extracelular, vasculatura impermeável e pressão tecido sólido 12. Estas barreiras estão relacionados em um espaço-temporalforma, com o fluxo sanguíneo anormal e pressão do fluido intersticial elevada sendo dois importantes fatores que impulsionam a entrega inicial e extravasamento de nanopartículas. Como discutido anteriormente, que estabelece a relação entre a microcirculação do tumor, IFP elevada, e a acumulação intratumoral de lipossomas é imperativo para a correcta interpretação dos dados de imagem de lipossomas. Nisto métodos quantitativos para medir a relação entre a microcirculação do tumor, IFP elevada, e acumulação de nanopartículas num tumor sólido são apresentados. Isto é conseguido através da realização de medições co-localizada da distribuição intra-tumoral de um agente de contraste de lipossoma CT usando tomografia computadorizada volumétrica, microcirculação tumor usando contraste dinâmico aprimorado tomografia computadorizada, e IFP tumor utilizando um sistema de posicionamento da agulha robótico guiada por imagem, denominado o robô CT-IFP 13.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todas as experiências in vivo foram realizados sob um protocolo aprovado pelo Comitê Animal Care Institucional e Use a Rede Universitária de Saúde.

1. Modelo Animal

  1. Cultura entre 5 a 7 x 10 6 MDA-MB-231 de adenocarcinoma da mama células tumorais em DMEM junto com 10% de Soro Fetal Bovino (FBS) e 100x diluição de penicilina-estreptomicina.
  2. Células colheita quando estão 80% confluentes utilizando uma solução de tripsina-EDTA a 0,05%. Após 3-5 min neutralizar a tripsina-EDTA com um volume de DMEM 3x. Tomar uma alíquota de 15 ul de células e contar com um hemocitômetro. Centrifugar células em um sedimento durante 5 min a 200 xg e re-suspender em HBS a uma concentração de 10 x 10 6 culas por ml.
  3. Implante subcutânea (SC) de tumores por injecção de 1 a 2 x 10 6 células no membro posterior de cada 8 a 12 semanas de idade do sexo feminino ratinho SCID (n = 5). Use uma agulha 25 G padrão para injeção.
  4. Monitor de tumor de crescimento utilizando pinças (volume = 0,5 x comprimento x largura 2) e iniciar as medições uma vez que os tumores SC atingiram um volume> 200 mm3 (cerca de 7 a 9 dias).

2. CT-lipossoma Preparação e Caracterização

  1. lipossoma Preparação
    1. Dissolve-se os componentes lípidos (200 mmol / L) para a CT-lipossomas, incluindo 1,2-dipalmitoil-sn-glicero-3-fosfocolina (DPPC), colesterol (CH), e 1,2-distearoil-sn-glicero-3 -phosphoethanolamine-N-poli (etileno-glicol) 2000 (DSPE-PEG2000) em etanol anidro a 70 ° C a uma razão molar de 55: 40: 5 de DPPC: CH: DSPE-PEG2000.
    2. Evapora-se o etanol através da manutenção de calor a 70 ° C, e depois adicionar o agente de contraste iohexol CT (300 mg / ml de iodo) para a solução de tal modo que a concentração final de lípido é de 100 mm.
    3. Manter a solução a 70 ° C durante 4 h, com agitação em vórtice frequente.
    4. Para obter vesículas unilamelares, a extrusão da amostra 5 timES através de duas membranas empilhadas 200 nm de tamanho de poro, a uma pressão de 250 psi e extrudir novamente por 5 ciclos através de duas membranas de dimensão de poro de 80 nm a 400 psi empilhados usando uma extrusora de lípido de 10 ml. Pipetar um volume de 10 ml de lipossomas na extrusora no início de cada ciclo de extrusão e recolher em um tubo ou frasco de vidro cónico esterilizado depois de cada ciclo de extrusão.
    5. Remover o iohexol encapsulado-un por 16 horas de diálise com um peso molecular de 100 kDa cortada (CMM) saco de diálise contra um volume em excesso de 250 vezes de uma solução 0,02 mM de HEPES-tamponado com solução salina (HBS, pH 7,4). Por exemplo, colocar 1 ml de solução de lipossoma para dentro do saco de diálise, com 250 ml de HBS fora do saco numa proveta.
    6. Concentrar as CT-lipossomas utilizando um sistema de fluxo de 750.000 nomical MWC comercial tangencial de acordo com as instruções do fabricante. Concentra-se para uma concentração de iodo final de aproximadamente 55 mg ml -1.
  2. lipossoma Caracterização
    1. Medir a eficiência de encapsulação por ruptura das CT-lipossomas usando um excesso de volume de 10 vezes de etanol para libertar o ioxehol e depois dilui-se utilizando um excesso de volume de 100 vezes de água desionizada (ou seja, 10 pi de lipossomas rompido utilizando 100 ul de etanol e, em seguida, diluída para um volume final de 10 ml).
    2. Determinar a concentração de iohexol utilizando um espectrómetro UV com detecção de comprimento de onda de 245 nm. Calcula-se a eficiência encapsulamentos tomando a quantidade proporção de agente de iohexol libertado para a quantidade de agente adicionado durante a preparação.
    3. Medir o diâmetro hidrodinâmico e potencial zeta usando um sistema de analisador de tamanho de partícula de dispersão de luz dinâmica, de acordo com as instruções do fabricante. Dilui-se a solução de lipossomas por CT-200x (ou seja, 5 ul de lipossomas em 1 ml de volume final) em água desionizada de modo a facilitar as medições.

3. CT imagem da microcirculação tumor e CT-lipossomaDistribuição

NOTA: Siga as instruções do fabricante para a realização de uma verificação volumétrica se a versão de software diferente ou for utilizado equipamento.

  1. Anestesiar cada rato utilizando 2% de isoflurano misturado com ar medicinal ou oxigénio e confirme apertando o dedo do pé e observando nenhuma reação. Aplicar pomada para os olhos para evitar a secura e sob anestesia. Imobilizar animal em uma posição propensa gravando patas para uma placa de plástico fino.
  2. Coloque um costume 27 G catéter, ligado a 20 cm no tubo PE10, na veia caudal lateral e prenda no lugar com vários pedaços de fita.
  3. Prepara-se uma seringa de 1 ml para conter, pelo menos, 200 uL de CT-lipossomas. Prepara-se uma seringa de 1 ml com solução salina a ser usado para lavar o cateter. Finalmente, preparar uma seringa de 1 ml com, pelo menos, 150 uL de iohexol livre misturado com soro fisiológico (9: 1 razão em volume).
  4. Posicione o mouse em decúbito ventral na mesa do scanner micro-CT. Use o sistema de posicionamento laser para colocar o tumor em aproximadamente a mesma orientação para cada varrimento.
  5. Colocar a seringa de CT-lipossoma em uma bomba de seringa e fixar o cateter para a seringa. Definir a taxa de bombeamento de 10 ml por segundo.
  6. Inicializar o sistema através da realização de uma verificação de calibração claro-escuro usando o software do console CT-scanner. Selecione a opção de digitalização claro-escuro para cada protocolo de imagem de interesse, selecione claro-escuro do menu drop-down e pressione o botão de verificação para iniciar a calibração.
  7. Executar uma anatômica micro-CT volumétrica do tumor antes de qualquer injecção de agente de contraste. Observe o indicador de software do console do scanner CT para garantir a segurança CT scanner travas foram apagadas. No scanner CT console, selecione varredura selecionar uma energia de raios-x de 80 kV, a corrente do tubo de 70 mA, e capta 1.000 projeções de imagem ao longo do tempo 16 seg. Pressione o botão Digitalizar para iniciar a digitalização.
  8. Utilizar a bomba de seringa para injectar um bolus de CT-lipossomas a uma concentração de 400 mg kg de iodo-1. Definir a bomba de injectar um volume de aproximadamente 150 ul (assumindo que um rato de 25 g). Pressione o botão 'start' na bomba para injetar. descarregar manualmente o cateter com 50 ul de solução salina (duas vezes o volume do cateter) para assegurar que toda a quantidade do agente foi injectada e o cateter é clara.
  9. Aguarde 10 minutos após a injeção de CT-lipossomas e, em seguida, executar uma segunda varredura anatômica usando o mesmo método e configurações descrito em 3.5.
  10. Realizar uma verificação do DCE-CT, definindo a bomba de seringa para injectar um volume de 100 ul do iohexol livre misturado com soro fisiológico (9: 1 razão em volume) usando a mesma configuração da taxa de injecção descrito em 3.3.
    1. No console CT scanner selecione a verificação dinâmica 5 min que usa uma configuração de energia de raios-x de 80 kV, uma energia tubo de 90mA, e capta 416 imagem projeções cada segundo durante os primeiros 30 segundos e seguido de uma aquisição a cada 10 segundos . Capturar 5 segundos de dados DCE-CT e, em seguida, pressione o botão de início do injectiobomba n.
    2. Após a verificação DCE-CT executar uma varredura anatômica micro-CT volumétrica.
  11. Capturar imagens anatómicas CT entre 48 e 72 h pós-injecção de CT-lipossomas, usando as mesmas definições CT volumétrica como descrito nas etapas 3.5.
  12. Reconstruir os anatômicas dados CT e DCE-CT usando o software GPU-reconstrução.
    1. Carregar a imagem para o software de reconstrução. Selecione a região de interesse para ser reconstruído por desenhar uma ROI sobre a imagem usando um mouse. Definir o local para salvar e nome do arquivo para o reconstruída fotografada e selecione o tipo de arquivo de saída como '.mat'.
      NOTA: O software irá definir automaticamente o tamanho do voxel reconstruída para 0,153 x 0,153 x 0,153 mm3 para exames anátomo- 0,153 x 0,153 x 0,462 mm3 para varreduras DCE-CT. Clique no botão "começar a reconstrução".
  13. Utilizar a pré-injecção e 10 min pós-injecção varreduras de CT-lipossoma para calcular ofracção do volume do plasma como descrito anteriormente 3. Além disso, utilizar o pré-injecção e 5 min exames pós-injecção de iohexol para calcular a fracção de volume intersticial tal como descrito anteriormente 7.
  14. Obter intensidade tempo de curvas (TICs) ao importar os dados DCE-CT em software que fornece a capacidade de identificar uma região de interesse (ROI) dentro do volume do tumor. Em seguida o cálculo do realce significativo TC na ROI como uma função do tempo. Neste experimento software personalizado foi desenvolvido para identificar um ROI e calcular a TIC.
  15. Obter estimativas quantitativas de perfusão e permeabilidade vascular ajustando TICs medidos usando um modelo cinético traçador de dois compartimentos. Encaixe pode ser realizada usando software de análise de DCE-CT e utilizar as estimativas priori da fracção de volume de plasma e fracções de volume intersticial como parâmetros fixos no modelo cinético do marcador de dois compartimentos. Usar métodos reportados anteriormente para obter estimativas a priori do plasmaa e frações de volume intersticiais 14.

4. Medidas espaciais de Tumor intersticial Pressão Fluid

  1. Para medir IFP conectar a agulha espinhal 25 G para o transdutor de pressão e ao sistema de aquisição IFP através de 50 cm de tubo de polietileno PE20. Lavar todo o sistema com uma solução de sulfato de heparina / solução salina (01:10). Esterilizar a agulha com 70% isopropílico antes da utilização.
  2. Ligue o sistema de aquisição e lançar o software de aquisição de IFP e carregar os arquivos de configurações para calibrar o sistema para adquirir medições IFP em mmHg. Clique no botão AQUISIÇÃO para recolher continuamente dados IFP.
  3. Realizar medições IFP entre 48 e 72 horas após a injecção de lipossomas-CT (isto corresponde a aproximadamente o tempo de acumulação de pico de CT-lipossomas em que o tumor), utilizando os métodos descritos em 4.8. Coloque a agulha IFP para o robô CT-IFP.
  4. Executar verificações de calibração para alinhar os sistemas de coordenadas parao robô CT-IFP eo scanner CT. Adicionar o acessório marcador fiducial para o robô CT-IFP e executar um de quatro volumétrica TC com o marcador fiducial em quatro posições diferentes.
    1. O lançamento do software controlador do robô CT-IFP, inicializar o robô, e mover o robô para as três posições, inserindo os x, y, z alvejando posições e clicando no botão "ir".
    2. Tome uma tomografia computadorizada no seguinte x, y, z coordenadas: (1) 0,0,0; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; e (4) 0,0,10. Selecione um kV 90, 10 mA, 16 varredura seg usando o software CT-scanner e pressione 'Start' para iniciar a digitalização. Reconstruir a digitalização como descrito em 3.10.
  5. Inicie o software de alinhamento robô CT-IFP. Clique no botão "adicionar" carregado na região "Dados de Registo" e selecione os quatro varreduras de registro reconstruídos obtidos em 4.3, clique em 'open'.
    NOTA: A localização de pixel do marcador fiducial serão automaticamente inseridos no softwaré.
    1. Clique no botão "Calcular Transformar 'e depois clique no botão" Aplicar Transformação'. Isto gera dados de alinhamento que vai ser usado para converter o robô CT-IFP sistema de coordenadas para o aparelho de tomografia computadorizada sistema de coordenadas. Após a calibração estiver completa, coloque a plataforma de animal para o robô CT-IFP.
  6. Anestesiar cada rato utilizando 2% de isoflurano misturado com ar medicinal ou oxigénio e confirme apertando o dedo do pé e observando nenhuma reação. Imobilizar animal na plataforma do robô CT-IFP e posicione o mouse de modo que o tumor é acessível para o sistema do robô CT-IFP. Imobilizar o tumor utilizando fita adesiva de tal modo que não se move durante a inserção da agulha IFP.
  7. Efectuar uma análise micro-CT anatômica antes de inserir a agulha IFP. Reconstruir os dados CT usando as etapas descritas em 3.10.
  8. Carregar os dados de inserção CT pré-agulha para o software de alinhamento robô CT-IFP. Ajustar a janela e o nível de visualizar o tumor. Clique no the borda do tumor em qualquer imagem, em seguida, clique em um segundo local aro.
    NOTA: O software irá calcular uma série de posições ao longo de uma linha linear entre as duas posições. Note-se a x, y e z coordenadas para uma série de 5 a 8 posições uniformemente espaçadas a partir da lista.
  9. Prepara-se o sistema PI, através de lavagem da agulha com uma solução salina de heparina antes da inserção.
  10. Digite as primeiras posições da agulha pré-determinados para o x, y, z, para o software de controle do robô CT-IFP e pressione-move para o botão "ir" para mover o robô para a posição desejada. Clique no botão "Insert agulha 'para inserir a agulha no tecido.
    1. Depois de inserir a agulha garantir uma boa comunicação fluida entre a agulha IFP eo tecido apertando e soltando o tubo PE20, observando que os IFP aumentos de medição e retorna ao valor de pré-beliscar sobre o software de aquisição de IFP. Rejeitar as medições que não retornam à linha de base.
  11. adquirir umaTC anatômica com a agulha inserida, em seguida, clique no botão "Retração da agulha 'no software de controle do robô CT-IFP para retrair a agulha do tecido. Rejeitar quaisquer medições IFP onde o valor IFP não regressa ao valor de inserção pré-agulha após a retirada da agulha. Isto significa que a agulha pode ter sido obstruído durante a medição. Repita os passos 4,8-4,10 para cada posição da agulha.
  12. Determinar a posição da agulha no interior do volume do tumor por meio do cálculo das posições x, y, e z da porta da agulha em relação ao centro de massa do volume de tumor tal como identificado na pós-inserção varrimento CT volumétrica da agulha.
  13. Retornar animais para sua gaiola depois de todas as medições estão completos. Não deixar os animais sem vigilância, e cuidar para observá-los até que a consciência foi recuperado e eles são capazes de manter decúbito esternal.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

O protocolo acima referido deve render CT-lipossomas com uma concentração encapsulada de iohexol, diâmetro médio de lipossomas, e potencial zeta de 55 mg ml -1, 91,8 ± 0,3 nm e -45,5 ± 2,5 mV, respectivamente. Figura 1a inclui imagem representativa DCE-CT resultados, produzindo uma série temporal de dados volumétricos que mostram as mudanças temporais na acumulação intra-tumoral de iohexol. Selecção de uma ROI dentro do tumor produz um tique que pode ser quant...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Os métodos de medição com base em imagens aqui apresentadas permitir a determinação da distribuição espacial das propriedades microcirculação tumor, IFP e acumulação CT-lipossoma. As tentativas anteriores de se relacionar essas propriedades têm contado com a realização de medições em massa em vários animais portadores de tumor e, portanto, não têm a sensibilidade para elucidar os mecanismos responsáveis ​​pela heterogeneidade na acumulação intra-tumoral que tem sido comumente observada para os sistemas de distribuição d...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Javed Mahmood pela assistência na cultura de células MDA-MB-231 e na implantação dos xenoenxertos MDA-MB-231, Linyu Fan pela preparação dos lipossomas CT. Shawn Stapleton é grato pelo financiamento do Programa de Bolsas de Pós-Graduação em Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia e da Iniciativa Estratégica da Fundação Terry Fox para Excelência em Pesquisa de Radiação para o Século 21 (EIRR21) no CIHR. Este estudo foi apoiado por doações do Terry Fox New Frontiers Program (020005) e dos Institutos Canadenses de Pesquisa em Saúde (102569).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
MDA-MB-231 células tumorais de adenocarcinoma de mama metastáticoATCCHTB-26
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) Life Technologies11965-092
Soro Fetal Bovino (FBS)Sigma-AldrichF1051
HyClone Penicilina-Estreptomicina 100x SoluçãoGE Healthcare Life SciencesSV30010
Tripsina-EDTA (0,05%), fenol vermelhoThermoFisher Scientific25300-054
1,2-dipalmitoil-sn-glicero-3-fosfocolina (DPPC)Avanti Lipids Inc., EUA850355P
Colesterol (CH)Avanti Lipids Inc., EUA700000P
1,2-distearoil-sn-glicero-3-fosfoetanolamina-N-poli(etilenoglicol) 2000 (DSPE-PEG2000)Avanti Lipids Inc., EUA880128P
Omnipaque (Iohexol) 300 mg de iodo/ml GE Healthcare, CA
80 nm pore size Track-Etch polycarbonate membranesWhatman Inc., USA
200 nm pore size Track-Etch polycarbonate membranesWhatman Inc., USA
10 m Lipex Extruder Nothern Lipids Inc, CA
Bolsa de Diálise Corte de Peso Molecular (MWCO) de 8 kDaSpectrum Labs, EUA 
750.000 Coluna de fluxo tangencial de corte de peso molecular nominal (NMWC)Cartucho de ultrafiltração MidGee, GE Healthcare, CA
Bomba peristáltica Watson Marlow Inc., Espectrômetro UV Helios
γ, Spectronic Unicam,  Analisador de
90Plus Brookhaven, Holtsville, EUA
eXplore Locus Ultra micro-CT system GE Healthcare, CAManipulado usando o software CT-Console
Reconstrução baseada em GPU AxRecon  Acceleware Corp. CA
27 G Cateter SURFLO Conjunto de Infusão AladaTerumo Medical Products, EUASV*27EL
PE20 tubo de polietilenoBecton Dickinson, EUA427406
Ponta da caneta 25 G &vezes; 3.5′ ′ Agulha espinhal Whitacre Becton Dickinson, USA405140Agulha IFP
P23XL  transdutor de pressão Harvard Apparatus, CAP23XL
PowerLab 4/35, Bridge Amp, com LabChart Pro 7.0ADInstruments Pty Ltd., EUAPL3504, FE221Sistema de aquisição IFP e software de aquisição
CT-Sabre Small Animall Intervention system (CT-IFP Robot)Parallax Innovations, CAManipulado usando o software de controle do robô CT-IFP
SoftwareCT-IFP Personalizado Software Matlab
de análiseSoftware Matlab personalizado
Matlab 2013bMathworks, EUA
tamanho de partícula USA de alinhamento do robô Software DCE-CT

Referências

  1. Seo, J. W., Zhang, H., Kukis, D. L., Meares, C. F., Ferrara, K. W. A novel method to label preformed liposomes with 64Cu for positron emission tomography (PET) imaging. Bioconjugate chemistry. 19 (12), 2577-2584 (2008).
  2. Huang, H., Dunne, M., Lo, J., Jaffray, D., Allen, C. Comparison of Computed Tomography- and Optical Image-Based Assessment of Liposome Distribution. Molecular Imaging. 12 (3), 148-160 (2013).
  3. Stapleton, S., et al. A mathematical model of the enhanced permeability and retention effect for liposome transport in solid tumors. PloS one. 8 (12), e81157(2013).
  4. Zheng, J., et al. A multimodal nano agent for image-guided cancer surgery. Biomaterials. 67, 160-168 (2015).
  5. Zheng, J., Liu, J., Dunne, M., Jaffray, D. A., Allen, C. In vivo performance of a liposomal vascular contrast agent for CT and MR-based image guidance applications. Pharmaceutical research. 24 (6), 1193-1201 (2007).
  6. Harrington, K. J., et al. Effective targeting of solid tumors in patients with locally advanced cancers by radiolabeled pegylated liposomes. Clinical Cancer Research. 7 (2), 243-254 (2001).
  7. Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes. J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).
  8. Lammers, T., Kiessling, F., Hennink, W. E., Storm, G. Nanotheranostics and image-guided drug delivery: current concepts and future directions. Mol. Pharm. 7, 1899-1912 (2010).
  9. Stapleton, S., Milosevic, M. F. Cancer Targeted Drug Delivery. , Springer. 241-272 (2013).
  10. Blanco, E., Shen, H., Ferrari, M. Principles of nanoparticle design for overcoming biological barriers to drug delivery. Nature biotechnology. 33 (9), 941-951 (2015).
  11. Heldin, C. H., Rubin, K., Pietras, K., Ostman, A. High interstitial fluid pressure - an obstacle in cancer therapy. Nat Rev Cancer. 4 (10), 806-813 (2004).
  12. Chauhan, V. P., Stylianopoulos, T., Boucher, Y., Jain, R. K. Delivery of molecular and nanoscale medicine to tumors: transport barriers and strategies. Annual review of chemical and biomolecular engineering. 2, 281-298 (2011).
  13. Bax, J. S., et al. 3D image-guided robotic needle positioning system for small animal interventions. Medical physics. 40 (1), 011909(2013).
  14. Stapleton, S., Milosevic, M., Tannock, I. F., Allen, C., Jaffray, D. A. The intra-tumoral relationship between microcirculation, interstitial fluid pressure and liposome accumulation. Journal of Controlled Release. 211, 163-170 (2015).
  15. Stapleton, S., Allen, C., Pintilie, M., Jaffray, D. A. Tumor perfusion imaging predicts the intra-tumoral accumulation of liposomes. J Control Release. 172 (1), 351-357 (2013).
  16. Brix, G., Zwick, S., Kiessling, F., Griebel, J. Pharmacokinetic analysis of tissue microcirculation using nested models: multimodel inference and parameter identifiability. Medical physics. 36 (7), 2923-2933 (2009).
  17. Brix, G., Griebel, J., Kiessling, F., Wenz, F. Tracer kinetic modelling of tumour angiogenesis based on dynamic contrast-enhanced CT and MRI measurements. European journal of nuclear medicine and molecular imaging. 37 (1), 30-51 (2010).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Microcirculação TumoralAcúmulo de LipossomasImagem por DCE-CTLipossomas de CTMedição de IFPDistribuição de NanopartículasHemodinâmica TumoralFração do Volume PlasmáticoMapeamento Espacial
Medidas espaciais de Perfusão, intersticial pressão do produto e lipossomas Acumulação em tumores sólidos
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.