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Artigo de método

Um modelo murino de lesão isquêmica da retina induzida pela oclusão da artéria da carótida comum bilateral transitória

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DOI:

10.3791/61865

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12 de novembro de 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Photobiology, Keio University School of Medicine, 2Department of Ophthalmology, Keio University School of Medicine, 3Animal eye care, Tokyo Animal Eye Clinic, 4Tsubota Laboratory, Inc.

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Aqui, descrevemos um modelo de camundongo de isquemia de retina por oclusão da artéria carótida comum bilateral transitória usando suturas simples e um grampo. Este modelo pode ser útil para entender os mecanismos patológicos da isquemia da retina causada por anormalidades cardiovasculares.

Resumo

Diversas doenças vasculares, como retinopatia diabética, oclusão de veias da retina ou artérias e síndrome isquêmica ocular podem levar à isquemia da retina. Para investigar mecanismos patológicos da isquemia da retina, são necessários desenvolver modelos experimentais relevantes. Anatomicamente, um dos principais vasos de abastecimento sanguíneo da retina é a artéria oftalmômica (OpA) e a OpA é originária da artéria carótida interna da artéria carótida comum (CCA). Assim, a interrupção da CCA poderia efetivamente causar isquemia retinista. Aqui, estabelecemos um modelo de camundongo de isquemia de retina por oclusão da artéria carótida comum transitória (tBCCAO) para amarrar a CCA direita com suturas de seda 6-0 e ocluir a CCA esquerda transitoriamente por 2 segundos através de um grampo, e mostrou que o tBCCAO poderia induzir isquemia aguda de retina levando à disfunção da retina. O método atual reduz a dependência de instrumentos cirúrgicos usando apenas agulhas cirúrgicas e um grampo, encurta o tempo de oclusão para minimizar a morte inesperada de animais, o que é frequentemente visto em modelos de camundongos de oclusão da artéria cerebral média, e mantém a reprodutibilidade de achados isquêmicos comuns da retina. O modelo pode ser utilizado para investigar a fisiopatologia de retinopatias isquêmicas em camundongos e ainda pode ser usado para triagem in vivo de medicamentos.

Introdução

A retina é um tecido neurossensorial para função visual. Uma vez que uma quantidade substancial de oxigênio é necessária para a função visual, a retina é conhecida como um dos tecidos mais exigentes de oxigênio no corpo1. A retina é suscetível a doenças vasculares, pois o oxigênio é entregue através dos vasos sanguíneos. Vários tipos de doenças vasculares, como a retinopatia diabética e a oclusão dos vasos sanguíneos da retina (veias ou artérias), podem induzir isquemia da retina. Para investigar mecanismos patológicos de isquemia da retina, são considerados necessários modelos experimentais reprodutíveis e clinicamente relevantes de isquemia de retina. A oclusão da artéria cerebral média (MCAO) por inserção de um filamento intraluminal é o método mais utilizado para o desenvolvimento de modelos de roedores in vivo de isquemia cerebral experimental2,3. Devido à proximidade da artéria oftalmológica (OpA) com a MCA, os modelos de MCAO também são utilizados simultaneamente para entender a fisiopatologia da isquemia da retina4,5,6. Para induzir isquemia cerebral junto com isquemia de retina, filamentos longos são tipicamente inseridos através da incisão da artéria carótida comum (CCA) ou da artéria carótida externa (ECA). Esses métodos são difíceis de realizar, requerem muito tempo para completar a cirurgia (mais de 60 minutos para um rato), e levam a altas variabilidades nos desfechos após a cirurgia7. É importante desenvolver um modelo melhor para melhorar essas preocupações.

Neste estudo, bastamos usar a oclusão bilateral de CCA transitória curta (tBCCAO) com agulhas e um grampo para induzir isquemia de retina em camundongos e analisamos resultados típicos de lesões isquêmicas na retina. Neste vídeo, vamos dar uma demonstração do procedimento tBCCAO.

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Protocolo

Todos os métodos aqui descritos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Escola de Medicina da Universidade keio.

1. Preparação de instrumentos cirúrgicos e animais

  1. Autoclave instrumentos cirúrgicos e mantê-los em 70% de álcool etílico. Antes de cada novo procedimento cirúrgico, limpe os instrumentos cirúrgicos cuidadosamente utilizando 70% de álcool etílico.
  2. Prepare camundongos BALB/cAJc1 machos (6 semanas de idade, 26-28 kg) em uma sala específica-livre de patógenos (SPF) para manter condições estéreis antes, durante e depois da cirurgia.

2. Oclusão da artéria carótida comum bilateral transitória (tBCCAO)

  1. Coloque um rato sob anestesia por injeção intraperitoneal com uma combinação de midazolam (40 μg/100 μL), medetomidina (7,5 μg/100 μL) e tartarato butorphanol (50 μg/100 μL), denominado "MMB", como descrito anteriormente8,9. Segure as peles traseiras do mouse para manter o rato longe de bater os olhos até que o rato esteja completamente anestesiado.
    1. Julgue a profundidade da anestesia beliscando o dedo do mouse até que ele não tenha resposta, do qual o método é comumente usado para verificar anestesia completa10.
      NOTA: Geralmente, menos de 5 min são necessários para que os ratos durmam. Receitas adequadas para anestesia geral podem ser diferentes pelas instituições.
  2. Aplique uma gota de 0,1% purificada solução de olírio de hialuronato de sódio aos olhos para evitar o ressecamento nos olhos sob anestesia.
  3. Coloque o mouse de costas e conserte as patas do mouse usando fitas adesivas.
  4. Desinfete a área do pescoço do rato usando 70% de álcool etílico antes da cirurgia.
    NOTA: O recorte adicional da pele não foi realizado, pois isso pode causar inflamação posterior da pele11,12.
  5. Realizar incisão sagital do pescoço com uma lâmina(Figura 1).
    NOTA: A incisão precisa ser feita na linha média entre o pescoço, esterno e traqueia.
  6. Separe as duas glândulas salivares cuidadosamente usando dois fórceps e mobilize-as para visualizar os CCAs subjacentes.
  7. Isole a CCA direita cuidadosamente dos respectivos nervos vagos e veias que acompanham sem prejudicar suas estruturas, e coloque duas suturas de seda 6-0 sob a CCA. Amarre os dois laços firmemente para bloquear o fluxo sanguíneo(Figura 1).
    NOTA: Durante o procedimento, pequenas veias podem ser danificadas. Se o sangramento for visto, é necessário limpar os CCAs claramente.
  8. Encontre a CCA esquerda cuidadosamente a partir dos respectivos nervos vagos e veias que acompanham sem prejudicar suas estruturas, e oclua a CCA esquerda por 2 segundos por um grampo(Figura 1).
    NOTA: É necessário colocar uma agulha de sutura de seda 6-0 sob a CCA esquerda para marcar um local para fixação.
  9. Após a reabertura da CCA esquerda, sutura feridas do pescoço por uma sutura de seda 6-0 e aplicam um pouco de antibiótico (50 μL) no pescoço para inibir infecção bacteriana.
    NOTA: Remova suavemente um grampo para evitar danificar a parede arterial ao reabrir a CCA esquerda.
  10. Injete 0,75 mg/kg de cloridrato de atipamezole intraperitoneally no camundongo para ajudar o rato a se recuperar de anestesia profunda rapidamente. Devolva o mouse para uma gaiola de rato com almofadas pré-aquecidas.
    NOTA: Não deixe o rato sair sozinho até que o rato recupere a consciência suficiente para manter a recumbência severa.
  11. Injete 0,4 mg/kg de tartarato butorphanol no mouse para o manejo da dor quando o rato acordar.
    NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui. Como primeira dica para o sucesso do tBCCAO, pode-se observar a inclinação das pálpebras do mouse(Figura 2).
  12. Para eutanásia, injete 3x de mistura de MMB nos camundongos e sacrifique-os para experimentos.

3. Observações gerais (taxas de sobrevivência e inclinação das pálpebras)

  1. Após a cirurgia, verifique as taxas de sobrevivência de todas as causas de morte no dia 0 (após a cirurgia), 1, 3 e 7.
  2. Avalie a inclinação das pálpebras por uma escala de classificação de 4 pontos: 1 = sem inclinação, 2 = inclinação leve (~50%), 3 = inclinação severa (acima de 50%) e 4 = inclinação severa com descarga ocular.

4. Perfusão sanguínea retinana

  1. Injete 200 μL de FITC-dextran (25 mg/mL) no ventrículo esquerdo do camundongo, que é comumente usado para a observação da perfusão sanguínea nos vasos de retina do rato13,14.
  2. 2 minutos após a circulação, enuclear os olhos e fixar em 4% paraformaldeído por 1 hora. As retinas foram cuidadosamente obtidas e montadas planas, como descrito anteriormente15, e examinadas através de um microscópio de fluorescência.
  3. Tire fotos das montagens inteiras da retina em 4x de ampliação e mescle em um único usando um analisador de mesclagem, descrito anteriormente16.
  4. Meça as áreas perfundidas através de uma ferramenta de análise de embarcações no software NIH Fiji/ImageJ.

5. Mancha ocidental

  1. 3 e 6 horas após tBCCAO, obtenha os olhos dos ratos e transfira imediatamente para uma placa de Petri contendo PBS frio para isolar as retinas.
  2. Após o isolamento das retinas, realize manchas ocidentais, como descrito anteriormente9.
  3. Incubar com anticorpos para fator indutível de hipóxia-1α (HIF-1α; um marcador geral de hipóxia) e para β-Actin (um controle de carregamento interno) durante a noite seguido da incubação de anticorpos secundários conjugados pelo HRP. Visualize os sinais via chemiluminescência.

6. PCR quantitativo (qPCR)

  1. 6, 12 e 24 horas após tBCCAO, processe as retinas obtidas para qPCR, como descrito anteriormente17.
  2. Execute qPCR via sistema PCR em tempo real. Os primers utilizados estão listados na Tabela 1. Calcule as alterações de dobra entre os níveis de diferentes transcrições pelo método ΔΔCT.

7. Imunohistoquímica (IHC)

  1. 3 dias após tBCCAO, obtenha os olhos de ratos e incorpore em parafina.
  2. Corte os olhos embutidos na parafina por um microtome para obter as seções oculares.
  3. Desparafinar e manchar as seções oculares de 5 μm de espessura como descrito anteriormente13.
  4. Incubar com um anticorpo para proteína ácida fibrilar gliana (GFAP; um marcador confiável para astrócitos e células Müller na retina) durante a noite seguido pela incubação do anticorpo secundário Alexa Fluor 555-conjugado.
  5. Use DAPI (4′,6-diamidino-2-fenildole) para coloração do núcleo na retina. Visualize sinais através de um microscópio de fluorescência.
  6. Avalie a pontuação da morfologia por uma escala de classificação de 4 pontos, como descrito anteriormente13,18: 0 = sem sinal, 1 = poucos pés finais gliais positivos na camada de célula de gânglio (GCL), 2 = poucos processos rotulados que atingem de GCL à camada nuclear externa (ONL) e 3 = a maioria dos processos rotulados que atingem de GCL para ONL.

8. Eletroretinografia (ERG)

  1. 3 e 7 dias após a tBCCAO, realize o ERG utilizando uma cúpula ganzfeld, sistema de aquisição e estimuladores led, como descrito anteriormente9.
  2. Após adaptação escura da noite para o dia, anestesia os ratos com uma combinação de MMB sob luz vermelha fraca.
  3. Use uma solução mista de 0,5% de trópico e 0,5% de fenilefrina para dilatar as pupilas.
  4. Coloque os eletrodos ativos na lente de contato e coloque o eletrodo de referência na boca.
  5. Obtenha respostas de ERG de ambos os olhos de cada animal.
  6. Registos scotopic registro sob adaptação escura com vários estímulos.
  7. Meça as amplitudes de uma onda da linha de base até o ponto mais baixo de uma onda.
  8. Meça as amplitudes da onda B do ponto mais baixo de uma onda até o pico da onda B.
  9. Mantenha todos os ratos aquecidos durante o procedimento usando almofadas de calor.

9. Tomografia de coerência óptica (OCT)

  1. 2 semanas após tBCCAO, realize o OCT usando o sistema SD-OCT, como relatado anteriormente8,9.
  2. Para a medição, sujeitos camundongos à micrária por uma solução mista de 0,5% de tropamida e 0,5% fenilefrina, e à anestesia geral por uma mistura de MMB.
  3. Obtenha imagens de varredura B de fatias equatoriais de varreduras en-face.
  4. Examine as retinas a 0,2, 0,4 e 0,6 mm da cabeça do nervo óptico.
  5. Meça a espessura da retina da camada de fibra nervosa da retina (NFL) até a membrana limitante externa (ELM), e considere a média dos valores medidos como espessura da retina de um camundongo individual.
  6. Plote os resultados como diagramas de aranha.

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Resultados

Após a circulação sistêmica do FITC-dextran por 2 minutos, foram examinadas vasculaturas de retina das retinas esquerda e direita nos camundongos operados por sham e camundongos operados por tBCCAO(Figura Suplementar 1). FITC-dextran era totalmente visível nas duas retinas nos camundongos operados por farsa e na retina esquerda nos camundongos operados por tBCCAO, enquanto era parcialmente detectável na retina direita nos camundongos operados por tBCCAO.

Após tBCCAO, foi exami...

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Discussão

No estudo, mostramos que o tBCCAO, utilizando suturas simples e um grampo, poderia induzir isquemia de retina e disfunção retinista. Além disso, demonstramos que nosso protocolo atual para o desenvolvimento de um modelo de camundongo de isquemia de retina é mais fácil e rápido em comparação com outros protocolos anteriores para o desenvolvimento de modelos de lesão isquêmica de retina2,3,7.

Anatomicam...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado por Grants-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) (18K09424 para Toshihide Kurihara e 20K18393 para Yukihiro Miwa) do Ministério da Educação, Cultura, Esportes, Ciência e Tecnologia (MEXT).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cloridrato de atipamezolZenoaqAntisedanPara anti-anestesia
Applied Biosystems 7500 FastApplied Biosystems-ParaqPCR
Tartarato de butorfanolMeiji Seika PharmaVetorphalePara anestesia
BZ-II AnalyzerKEYENCE-Parauma fusão de imagens
BALB/cAJc1CLEA-Mouse Cepa
β-Actina (8H10D10) Mouse mAbCST3700Para Western blot
Braçadeira FórcepsWorld Precision InstrumentsWPI 500451Para cirurgia
Pinça Dumont #Fine Science Tools11251-10Para
cirurgia Solução DAPIDojindo340-07971Para
IHC Envisu SD-OCT sistemaLeicaR4310Para os PTU
FITC-dextranMerkFD2000Spara perfusão sanguínea retiniana
microscópio de fluorescênciaKEYENCEBZ-9000Para detecção de fluorescência
Hidrato de gatifloxacinaSenju PharmaceuticalGachifuroPara infecção antibacteriana
GFAP Anticorpo monoclonal (2.2B10)Thermo13-0300Para
IHC Almofada de aquecimentoMarukanRH-200Para cirurgia
HIF-1α (D1S7W) XP Rabbit mAbCST36169Para western blot
ImageQuant LAS 4000 miniGEHealthcare-Paraquimioluminescência
MidazolamSandoz K.KSANDOZPara anestesia
Micrótomo Tissue-Tek TEC 6Sakura-Paraseccionamento
MedetomidinaOrion CorporationDomitorPara anestesia
Agulha suporteHandayaHS-2307Para cirurgia
PuRECMAYOCorporation-ParaERG
ScissorFine Science Tools91460-11Para cirurgia
Hialuronato de sódioSanten PharmaceuticalHyaleinPara lubrificação ocular
Cloridrato de tropicamida / penilefrinaSanten PharmaceuticalMydrin-PPara midríase
6-0 sutura de sedaNatsumeE12-60N2Para cirurgia
5

Referências

  1. Anderson, B. Ocular effects of changes in oxygen and carbon dioxide tension. Transactions of the American Ophthalmological Society. 66, 423-474 (1968).
  2. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: a meta-analysis. Scientific Reports. 6 (1), 21086(2016).
  3. Atochin, D. N., Clark, J., Demchenko, I. T., Moskowitz, M. A., Huang, P. L. Rapid Cerebral Ischemic Preconditioning in Mice Deficient in Endothelial and Neuronal Nitric Oxide Synthases. Stroke. 34 (5), 1299-1303 (2003).
  4. Allen, R. S., et al. Severity of middle cerebral artery occlusion determines retinal deficits in rats. Experimental Neurology. 254, 206-215 (2014).
  5. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous Middle Cerebral Artery Occlusion Causes Ischemic Damage to the Retina in Mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  6. Minhas, G., Morishita, R., Anand, A. Preclinical models to investigate retinal ischemia: advances and drawbacks. Frontiers in Neurology. 3, 75(2012).
  7. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  8. Jiang, A. X., et al. Inducement and Evaluation of a Murine Model of Experimental Myopia. Journal of Visualized Experiments. (143), e58822(2019).
  9. Miwa, Y., et al. Pharmacological HIF inhibition prevents retinal neovascularization with improved visual function in a murine oxygen-induced retinopathy model. Neurochemistry International. 128, 21-31 (2019).
  10. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse Anesthesia and Analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  11. Speetzen, L. J., Endres, M., Kunz, A. Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (75), e4387(2013).
  12. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments. (47), e2423(2011).
  13. Lee, D., Kang, H., Yoon, K. Y., Chang, Y. Y., Song, H. B. A mouse model of retinal hypoperfusion injury induced by unilateral common carotid artery occlusion. Experimental Eye Research. 201, 108275(2020).
  14. Li, S., et al. Retro-orbital injection of FITC-dextran is an effective and economical method for observing mouse retinal vessels. Molecular Vision. 17, 3566-3573 (2011).
  15. Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546(2013).
  16. Lee, D., et al. A Fairy Chemical Suppresses Retinal Angiogenesis as a HIF Inhibitor. Biomolecules. 10 (10), (2020).
  17. Tomita, Y., et al. Pemafibrate Prevents Retinal Pathological Neovascularization by Increasing FGF21 Level in a Murine Oxygen-Induced Retinopathy Model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (23), 5878(2019).
  18. Yamamoto, H., Schmidt-Kastner, R., Hamasaki, D. I., Yamamoto, H., Parel, J. M. Complex neurodegeneration in retina following moderate ischemia induced by bilateral common carotid artery occlusion in Wistar rats. Experimental Eye Research. 82 (5), 767-779 (2006).
  19. Cheng, L., Yu, H., Yan, N., Lai, K., Xiang, M. Hypoxia-Inducible Factor-1α Target Genes Contribute to Retinal Neuroprotection. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 20(2017).
  20. Mole, D. R., et al. Genome-wide association of hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha and HIF-2alpha DNA binding with expression profiling of hypoxia-inducible transcripts. The Journal of Biological Chemistry. 284 (25), 16767-16775 (2009).
  21. Majmundar, A. J., Wong, W. J., Simon, M. C. Hypoxia-Inducible Factors and the Response to Hypoxic Stress. Molecular Cell. 40 (2), 294-309 (2010).
  22. Newman, E. A. Glial cell regulation of neuronal activity and blood flow in the retina by release of gliotransmitters. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 370 (1672), (2015).
  23. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Progress in Retinal and Eye Research. 51, 1-40 (2016).
  24. Symonds, C. The Circle of Willis. British Medical Journal. 1 (4906), 119(1955).
  25. Lo, W. B., Ellis, H. The circle before willis: a historical account of the intracranial anastomosis. Neurosurgery. 66 (1), 7-18 (2010).
  26. Yang, G., et al. C57BL/6 strain is most susceptible to cerebral ischemia following bilateral common carotid occlusion among seven mouse strains: selective neuronal death in the murine transient forebrain ischemia. Brain Research. 752 (1), 209-218 (1997).
  27. Farkas, E., Luiten, P. G. M., Bari, F. Permanent, bilateral common carotid artery occlusion in the rat: A model for chronic cerebral hypoperfusion-related neurodegenerative diseases. Brain Research Reviews. 54 (1), 162-180 (2007).
  28. Morris, G. P., et al. A Comparative Study of Variables Influencing Ischemic Injury in the Longa and Koizumi Methods of Intraluminal Filament Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice. PLOS ONE. 11 (2), 0148503(2016).
  29. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  30. Kaelin, W. G., Ratcliffe, P. J. Oxygen Sensing by Metazoans: The Central Role of the HIF Hydroxylase Pathway. Molecular Cell. 30 (4), 393-402 (2008).
  31. Pauly, M., Sruthi, R. Ptosis: evaluation and management. Kerala Journal of Ophthalmolgy. 31 (1), 11-16 (2019).
  32. Averbuch-Heller, L., Leigh, R. J., Mermelstein, V., Zagalsky, L., Streifler, J. Y. Ptosis in patients with hemispheric strokes. Neurology. 58 (4), 620(2002).
  33. Dutton, J. Atlas of clinical and surgical orbital anatomy, second edition. 113, 1364(2011).
  34. Ritzel, R. M., et al. Early retinal inflammatory biomarkers in the middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke. Molecular Vision. 22, 575-588 (2016).
  35. Crespo-Garcia, S., et al. Individual and temporal variability of the retina after chronic bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO). PLOS ONE. 13 (3), 0193961(2018).
  36. Qin, Y., et al. Functional and morphologic study of retinal hypoperfusion injury induced by bilateral common carotid artery occlusion in rats. Scientific Reports. 9 (1), 80(2019).
  37. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  38. Allen, R. S., et al. Progesterone Treatment in Two Rat Models of Ocular Ischemia. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2880-2891 (2015).
  39. Miller, R. F., Dowling, J. E. Intracellular responses of the Müller (glial) cells of mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram. Journal of Neurophysiology. 33 (3), 323-341 (1970).
  40. Block, F., Grommes, C., Kosinski, C., Schmidt, W., Schwarz, M. Retinal ischemia induced by the intraluminal suture method in rats. Neuroscience Letters. 232 (1), 45-48 (1997).
  41. Lee, J. H., Shin, J. M., Shin, Y. J., Chun, M. H., Oh, S. J. Immunochemical changes of calbindin, calretinin and SMI32 in ischemic retinas induced by increase of intraocular pressure and by middle cerebral artery occlusion. Anatomy & Cell Biology. 44 (1), 25-34 (2011).
  42. Li, S. Y., et al. Lycium barbarum polysaccharides reduce neuronal damage, blood-retinal barrier disruption and oxidative stress in retinal ischemia/reperfusion injury. PLOS ONE. 6 (1), 16380(2011).
  43. Furashova, O., Matthé, E. Retinal Changes in Different Grades of Retinal Artery Occlusion: An Optical Coherence Tomography Study. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (12), 5209-5216 (2017).
  44. Zadeh, J. K., et al. Short-Time Ocular Ischemia Induces Vascular Endothelial Dysfunction and Ganglion Cell Loss in the Pig Retina. International Journal of Molecular Sciences. 20 (19), (2019).
  45. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials (1st edition). Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 2-27 (2009).
  46. Tang, Y., et al. Hypothermia-induced ischemic tolerance is associated with Drp1 inhibition in cerebral ischemia-reperfusion injury of mice. Brain Research. 1646, 73-83 (2016).
  47. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13 (4), 683-692 (1993).
  48. Pula, J. H., Yuen, C. A. Eyes and stroke: the visual aspects of cerebrovascular disease. Stroke and Vascular Neurology. 2 (4), 210(2017).
  49. Steele, E. C., Guo, Q., Namura, S. Filamentous middle cerebral artery occlusion causes ischemic damage to the retina in mice. Stroke. 39 (7), 2099-2104 (2008).
  50. Sim, D. A., et al. The Effects of Macular Ischemia on Visual Acuity in Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (3), 2353-2360 (2013).
  51. Wu, K. K., Huan, Y. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 5, Unit 5.47 (2008).
  52. Mubarak, A., Hodgson, J. M., Considine, M. J., Croft, K. D., Matthews, V. B. Supplementation of a high-fat diet with chlorogenic acid is associated with insulin resistance and hepatic lipid accumulation in mice. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (18), 4371-4378 (2013).
  53. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. Journal of Visualized Experiments. (51), e2879(2011).
  54. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. Journal of Vascular and Interventional Neurology. 8 (3), 74-82 (2015).

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Modelo de Isquemia RetinianaOclus o Bilateral da ACCOclus o Transit ria da ACCIsquemia Retiniana em CamundongosEstabiliza o do HIF 1 AlfaGliose Reativa RetinianaAn lise de EletrorretinografiaTomografia de Coer ncia ptica
Um modelo murino de lesão isquêmica da retina induzida pela oclusão da artéria da carótida comum bilateral transitória
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