Artigo de método

Desenvolvimento de um modelo de co-cultura celular para imitar isquemia cardíaca/reperfusão in vitro

DOI:

10.3791/62913

⸱

13 de outubro de 2021

 ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Anesthesiology, TVHS VA Medical Center, 3Department of Pharmacology, Vanderbilt University

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A distância espacial é um parâmetro fundamental na avaliação da lesão por hipóxia/reoxigenação em um modelo de cocultura de camadas separadas de células células endoteliais e cardiomiócitos, sugerindo, pela primeira vez, que a otimização do ambiente espacial de co-cultura é necessária para fornecer um modelo in vitro favorável para testar o papel das células endoteliais na proteção de cardiomiócitos.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A doença isquêmica do coração é a principal causa de morte e incapacidade em todo o mundo. A reperfusão causa lesões adicionais além da isquemia. As células endoteliais (CES) podem proteger os cardiomiócitos (CMs) da lesão de reperfusão através de interações célula-células. Co-culturas podem ajudar a investigar o papel das interações célula-células. Uma cocultura mista é a abordagem mais simples, mas é limitada, pois tratamentos isolados e análises a jusante de tipos de células únicas não são viáveis. Para investigar se as CES podem atenuar os danos celulares cm dependentes de dose e se essa proteção pode ser ainda mais otimizada variando a distância de contato entre as duas linhas celulares, usamos células endotelias da artéria coronária primária do rato e cardiomiócitos de rato adulto para testar três tipos de inserções de cultura celular que variaram em sua distância de camada intercelular a 0,5, 1.0, e 2,0 mm, respectivamente. Somente em CMs, a lesão celular avaliada pela liberação de lactato desidrogenase (LDH) aumentou significativamente durante a hipóxia e ainda mais após a reoxigenação quando a distância foi de 2,0 mm em comparação com 0,5 e 1,0 mm. Quando as CES e os CMs estavam em contato quase direto (0,5 mm), houve apenas uma atenuação leve da lesão de reoxigenação de CMs após a hipóxia. Essa atenuação aumentou significativamente quando a distância espacial foi de 1,0 mm. Com 2,0 mm de distância, eCs atenuaram lesão cm durante hipoxia e hipóxia/reoxigenação, indicando que é necessário distanciamento cultural suficiente para os CES conversam com CMs, de modo que moléculas de sinal secretado possam circular e estimular totalmente caminhos de proteção. Nossos achados sugerem, pela primeira vez, que a otimização do ambiente espacial de co-cultura EC/CM é necessária para fornecer um modelo in vitro favorável para testar o papel das CE na proteção de CM contra lesões simuladas de isquemia/reperfusão. O objetivo deste relatório é fornecer uma abordagem passo a passo para que os investigadores usem este importante modelo a seu favor.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A doença isquêmica do coração é a principal causa de morte e incapacidade em todo o mundo 1,2. No entanto, o processo de tratamento da reperfusão pode causar a morte por cardiomiócito, conhecido como isquemia miocárdica/reperfusão (IR), para o qual ainda não há remédio efetivo3. Células endoteliais (CE) têm sido sugeridas para proteger cardiomiócitos (CMs) através da secreção de sinais paracrírinos, bem como interações célula-célula4.

Modelos de cocultura celular têm sido usados extensivamente para investigar o papel das interações células autocririnas e/ou paracrinas na função celular e diferenciação. Entre os modelos de cocultura, a cocultura mista é a mais simples, onde dois tipos diferentes de células estão em contato direto dentro de um único compartimento de cultura na proporçãocelular desejada 5. No entanto, tratamentos separados entre tipos celulares e análise a jusante de um único tipo de célula não são facilmente viáveis dada a população mista.

Estudos anteriores indicaram que insultos hipóxicos e isquêmicos causam danos significativos à integridade da membrana celular, medida pela liberação de lactato desidrogenase (LDH). Esta lesão é agravada após a reoxigenação, imitando lesão de reperfusão 6,7,8. O objetivo do protocolo atual foi testar as hipóteses de que a presença de CE pode atenuar a membrana celular dependente de CMs causada por hipóxia e reoxigenação (HR) e que o efeito protetor das CEs pode ser otimizado variando a distância de contato entre as duas linhas celulares. Assim, empregamos três tipos de inserções de cultura celular e células endotelias da artéria coronária primária do rato e cardiomiócitos de camundongos adultos. As pastilhas, marcadas por Corning, Merck Millipore e Greiner Bio-One, nos permitiram criar três diferentes condições de crosstalk de cultura celular com distâncias de linha intercelular de 0,5, 1,0 e 2,0 mm, respectivamente. 100.000 CEs foram emplacados por inserção em cada caso.

Além disso, para determinar se a densidade de CEs na cocultura contribui para a atenuação de lesões de RH neste modelo, estudamos a relação dose-resposta entre concentração de CE e liberação de LDH por CMs. As CE foram emplacar em 25.000, 50.000 e 100.000 por inserção, respectivamente, na inserção de 2,0 mm.

Este relatório fornece uma abordagem passo a passo para que os investigadores usem este importante modelo a seu favor.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Preparação/revestimento experimental

  1. Mantenha CMs e CEs de acordo com as instruções do fabricante.
    1. Descongele as duas linhas de celular quando chegarem dos vendedores. Placa em frascos T25 depois de ser lavada com mídia fresca. Recomenda-se a compra de cada mídia de cultura celular dos mesmos fornecedores de onde as células foram compradas. No dia seguinte, refresque as células com mídia e use quando confluente.
    2. Mantenha a incubadora de cultura celular a 37 °C com 21% O2, 5% CO2, 74% N2 e mantenha umidificada.
      NOTA: As células endotelias da artéria coronária primária do rato utilizadas neste protocolo são isoladas das artérias coronárias de camundongos C57BL/6, e os Cardiomiócitos do Rato Adulto são isolados dos corações de camundongos adultos C57BL/6J e obtidos comercialmente (ver Tabela de Materiais).
  2. CMs de placa em condições estéreis na parte inferior de placas de 24 poços (camada inferior). 24 h depois, placaS ECs na pastilha (ou porção superior) do bem co-cultura. 24 h após o revestimento ce, coloque as pastilhas EC nas bases das placas CM, iniciando o período de cocultura. Deixe as células co-cultura por pelo menos 12-24 h antes de usar. Estas etapas são descritas em detalhes abaixo.
    1. Estimar a confluência da linha celular CM sob um microscópio leve. Quando as células parecem ser 90%-100% confluentes em frascos de cultura, proceda com revestimento experimental.
    2. Remova a mídia dos frascos contendo culturas celulares confluentes e tente com 3-5 mL de ácido trippsin/ethylenodiaminetetraacético (EDTA) para frascos T25. Agitar o frasco suavemente, incubar a 37 °C por 2-5 min e, em seguida, avaliar o progresso enzimático sob um microscópio leve. Uma vez que as células comecem a arredondar, use um raspador de células para separar as células da superfície.
    3. Após o desprendimento, inative a solução de trippsina adicionando a solução trypsin/célula a um tubo de 50 mL contendo 10 mL de mídia para frascos T25. Centrifugar a suspensão celular a 120 x g por 2 min para obter uma pelota de célula macia. Remova o supernatante e resuspenda a pelota em 5 mL de mídia.
    4. Para realizar a contagem celular e confirmar a viabilidade celular, misture uma alíquota de 10 μL de células resuspended e 10 μL de corante azul trypan. Conte as células vivas usando um contador de células. Diluir as células com novas mídias regulares para alcançar as densidades de semeadura desejadas. Os volumes são calculados dependendo da densidade de sementes desejada e da concentração celular das soluções de estoque. Todo o revestimento deve ser realizado em condições estéreis.
    5. CMs de placa em densidades de semeadura de 300.000 por poço na parte inferior de uma placa de 24 poços pré-revestida com matriz extracelular. Mantenha as células a 37 °C com 21% O2 e 5% DE CO2 durante a noite.
    6. Após 24h, a placa ECs em inserções a uma densidade ideal de revestimento de 100.000 por inserção (a área de cultura é de 33,6 mm2), (Figura 1). Após 24 horas de revestimento ce, coloque as pastilhas EC dentro dos poços CM, iniciando a cocultura. Permitir que as células co-cultuam por 12-24 h antes de realizar os experimentos.
    7. Certifique-se de que, quando os experimentos forem realizados, tanto os CMs quanto os CEs atingiram 80%-90% de confluência.

2. Hipoxia/reoxigenação para simular isquemia/lesão de reperfusão in vitro

NOTA: As seguintes etapas precisam ser executadas conforme descrito, não faça uma pausa no meio.

  1. Prepare a mídia hipóxica derramando ~25 mL de mídia em um tubo cônico de 50 mL. Feche a parte superior com uma membrana de silicone e use uma pipeta esterilizada para fazer um buraco. Crie outro buraco, desta vez deixando a pipeta submersa aproximadamente 2/3 na mídia.
  2. Lave a mídia com gás hipóxico (0,0125% O2, 5% CO2, 94,99% N2) por 5 min a uma vazão de 30 L/min. Isso minimiza o O2 dissolvido na mídia quando a hipóxia começa (passo 2.5).
  3. Descarte a mídia das placas de 24 poços ou inserções de cultura contendo células anexadas e lave com 100 μL/well de 10% de Salina Tamponada fosfato (PBS) muito suavemente. Posteriormente, adicione 500 μL da mídia hipoxica recém-preparada a cada poço das placas ou pastilhas.
    NOTA: A hipóxia na mídia é interrompida o mais brevemente possível durante esta etapa antes que a verdadeira hipóxia para células e mídia comece na etapa 2.5.
    1. No grupo de controle normoxic, substitua a mídia original por mídia normal fresca contendo glicose e soro.
  4. Umidifice a câmara de hipóxia colocando uma placa de Petri cheia de água estéril dentro da câmara. Em seguida, coloque as placas que compõem os grupos hipóxicos na câmara.
  5. Lave a câmara de hipóxia com gás hipóxico (0,0125% O2, 5% CO2, 94,99% N2) por 5 min a um fluxo de 30 L/min. Coloque a câmara na incubadora de 37 °C por 24 horas.
  6. Após a hipóxia, cultive CMs e CEs em condições normais. Para isso, descarte a mídia antiga das placas/pastilhas, substitua-a por mídia normal (contendo glicose e soro; 500 μL de cada poço/inserção) e armazene-a na incubadora em condições normais de cultura (21% O2, 5% CO2, 74% N2, 37 °C) por 2 h para imitar reperfusão.
  7. Para controlar quaisquer efeitos da substituição da mídia, mude a mídia das células normoxicas ao mesmo tempo em que a mídia hipóxica é alterada.
    NOTA: A Figura 2 fornece uma visão geral esquemática deste protocolo.

3. Avaliação do ponto final

  1. Transfira a mídia de cultura celular da placa de 24 poços para uma placa de 96 poços. Use 200 μL de mídia de cada poço da placa de 24 poços e distribua igualmente em quatro poços da placa de 96 poços, em conformidade. Use uma placa cada para normoxia versus hipóxia versus HR.
  2. Determine o grau de lesão celular, por exemplo, medindo a absorvência para LDH usando um kit de ensaio de citotoxicidade seguindo as instruções do fabricante. Execute o ensaio em uma placa de 96 poços como instruído no protocolo de ensaio.

4. Estatísticas

  1. Exibir os dados paramétricos como desvio médio/padrão e dados não paramétricos como gráficos de caixa com intervalo mediano/interquartil. Testes de comparações paramétricas e não paramétricas adequadas com testes pós-hoc aceitáveis para diminuir a chance de um erro tipo 1 devem ser realizados. O significado é tipicamente definido em um alfa de 0,05 (duas caudas).
  2. Para todos os experimentos realizados no presente estudo, realize pelo menos três bem-replicações dentro de um experimento. Houve três a seis repetições de cada experimento utilizado para análise estatística.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos os três tipos de pastilhas (A, B, C) utilizadas neste experimento têm o mesmo tamanho de poros de 0,4 μm. A única diferença entre eles é a altura insert-to-base, que permite que as distâncias entre as duas camadas de células co-cultivadas sejam 0,5, 1,0 e 2,0 mm, respectivamente, (Figura 3) e que são de diferentes fornecedores (para detalhes ver Tabela de Materiais).

Para estabelecer um modelo de co-cultura in vitro com camadas sepa...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Passos críticos no protocolo
Modelos de cocultura celular têm sido usados para estudar mecanismos celulares de cardioproteção. Como criar duas camadas separadas com uma distância significativa entre elas é, portanto, crucial para o desenvolvimento de um modelo de cocultura adequado. Um desafio no estudo de IR simulado, ou seja, RH, lesão é que não só a isquemia (hipoxia) em si, mas também a reperfusão (reoxigenação) agrava a disfunção celular. Portanto, um modelo realista precisa refletir essas caract...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não declaram conflitos de interesse.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabalho foi apoiado, em parte, pelo Departamento de Assuntos de Veteranos dos EUA Serviço biomédico de P&D (I01 BX003482) e por fundos institucionais para m.L.R.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cardiomiócitos de camundongos adultos (CMs)Celprogen Inc11041-14Isolado de tecido cardíaco de camundongo adulto C57BL/6J
Contador de células automatizado Countess IIInvitrogenA27977Contagem de células para calcular o número
de células Gabinete de Biossegurança NuaireNU425400Capuz estéril de cultura de células
Meio de congelamentoCell Biologics Inc6916Usado para congelamento de células para armazenamento de linha celular de longo prazo
Incubadora de Cultura de CélulasNuaireNu-5500Para fornecer condição de vida celular normal (21%O2, 5%CO2, 74%N2, 37° C, umidificado)
Tanque de Gás da Incubadora de Cultura de CélulasA-L Gases ComprimidosUN1013Gás necessário para incubadora de cultura de células 
Inserções de cultura de células A (0,5 mm)Corning Inc353095Usado para co-cultura EC-CM
Inserções de cultura de células B (1,0 mm)Millicell MilliporePIHP01250Usado para co-cultura EC-CM
Inserções de cultura de células C (2,0 mm)Greiner Bio-One662640de co-cultura EC-CM
Anstel Enterprises Inc4235Para chapeamento e passagem de cultura de células
Frascos de Cultura de Células CMs T25Celprogen IncE11041-14Usado para cultura regular de CMs, revestido pelo fabricante
CMs Meio de Cultura de Células CompletoCelprogen IncM11041-14SCMs meio de cultura completo
CMs Meio de Cultura de Células Completo sem fenolCelprogen IncM11041-14PNMeio de cultura de CMs sem vermelho de fenol usado durante a medição de
LDH Placas de Cultura de Células CMs 96 poçoCelprogen IncE11041-14-96wellUsado para experimentos de medição de LDH, revestido pelo fabricante
CMs Meio de cultura de células de hipóxiaCelprogen IncM11041-14GFPNCMs cultura de células sob condição hipóxica (livre de glicose e soro)
Lâminas de câmara de contagem de células CountessInvitrogenC10283Lâminas de contagem usadas para contador de células
Kit de citotoxicidadeCyquant LDHThermo Scientific C20301Kit de medição LDH
ECs Frascos de Cultura de Células T25Fisher Scientific FB012935Usado para ECs cultura regular
ECs Meio de cultura celular CompleteCell Biologics IncM1168ECs meio completo de cultura
ECs Meio de cultura celular completo Livre de fenolCell Biologics IncM1168PFECs meio de cultura sem vermelho de fenol usado durante a medição de LDH
ECs Placas de cultura celular 96 poçosFisher Scientific (Costar)3370Usado para experimentos de LDH Cell
BiologicsInc 6950Usado para revestir frascos e placas para ECs
Hypoxia Cell Culture Medium CellBiologics IncGPF1168ECs cultura de células sob condição hipóxica (sem glicose e soro)
Soro Fetal Bovino (FBS)Fisher ScientificMT35011CVFBS-HI aprovado pelo USDA para cultura e manutenção de células
Câmara de hipóxiaStemCell Technologies27310Para criar uma condição hipóxica com ambiente de 0,01% O2< / sub>
Medidor de vazão de câmara de hipóxiaStemCell Technologies27311Para conectar com o tanque de gás hipóxico para uma velocidade de fluxo de gás consistente
Tanque de gás hipóxico (0,01% O2< / sub> cilindro)Gases comprimidos AL, UN1956Usado para lavar meios e câmaras hipóxicas (0,01%O2/5%CO2/94,99N2)
Microscópio NikonTMSPara observar a condição celular
Células endoteliais primárias da artéria coronária de camundongo (ECs)Cell Biologics IncC57-6093Isolado da artéria coronária de camundongos C57BL/6
NUNC 15ML CONICL TubesFisher Scientific12565269Para processo de cultura de células, experimentos, preparação de soluções, etc.
NUNC 50ML CONICL TubesFisher Scientific12565271Para processo de cultura celular, experimentos, preparação de solução etc.
Solução salina tamponada com fosfato (PBS)Sigma-AldrichD8662Usado para lavagem de células durante cultura ou experimentos Leitor de
placasBioTek Instrumento11120533Leitura de placas colorimétricas ou fluorométricas
Reação 96 Well Palte (transparente sem tampa)Fisher Scientific12565226Usado para leitura de placas de medição LDH
Tripsina / EDTA para CMsCelprogen IncT1509-0141 x filtrado estéril e testado para cultura de tecidos
Tripsina / EDTA para ECsCell Biologics Inc6914/06190,25%, teste de cultura celular
de cultura de células Usado para centrífuga

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hausenloy, D. J., et al. Ischaemic conditioning and targeting reperfusion injury: a 30 year voyage of discovery. Basic Research in Cardiology. 111 (6), 70(2016).
  2. Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. The Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 92-100 (2013).
  3. Gottlieb, R. A. Cell death pathways in acute ischemia/reperfusion injury. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 16 (3-4), 233-238 (2011).
  4. Colliva, A., Braga, L., Giacca, M., Zacchigna, S. Endothelial cell-cardiomyocyte crosstalk in heart development and disease. The Journal of Physiology. 598 (14), 2923-2939 (2020).
  5. Bogdanowicz, D. R., Lu, H. H. Studying cell-cell communication in co-culture. Biotechnology Journal. 8 (4), 395-396 (2013).
  6. Salzman, M. M., Bartos, J. A., Yannopoulos, D., Riess, M. L. Poloxamer 188 protects isolated adult mouse cardiomyocytes from reoxygenation injury. Pharmacology Research & Perspectives. 8 (6), 00639(2020).
  7. Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M., Korthuis, R. J. Cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. 298, 229-317 (2012).
  8. Martindale, J. J., Metzger, J. M. Uncoupling of increased cellular oxidative stress and myocardial ischemia reperfusion injury by directed sarcolemma stabilization. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 67, 26-37 (2014).
  9. vander Meer, A. D., Orlova, V. V., ten Dijke, P., vanden Berg, A., Mummery, C. L. Three-dimensional co-cultures of human endothelial cells and embryonic stem cell-derived pericytes inside a microfluidic device. Lab on a Chip. 13, 3562-3568 (2013).
  10. Bidarra, S. J., et al. Phenotypic and proliferative modulation of human mesenchymal stem cells via crosstalk with endothelial cells. Stem Cell Research. 7, 186-197 (2011).
  11. Campbell, J. J., Davidenko, N., Caffarel, M. M., Cameron, R. E., Watson, C. J. A multifunctional 3D co-culture system for studies of mammary tissue morphogenesis and stem cell biology. PloS One. 6, 25661(2011).
  12. Mehes, E., Mones, E., Nemeth, V., Vicsek, T. Collective motion of cells mediates segregation and pattern formation in co-cultures. PloS One. 7, 31711(2012).
  13. Miki, Y., et al. The advantages of co-culture over mono cell culture in simulating in vivo environment. The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 131 (3-5), 68-75 (2012).
  14. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-chip: a focus on compartmentalized microdevices. Annals of Biomedical Engineering. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  15. Campbell, J., Davidenko, N., Caffarel, M., Cameron, R., Watson, C. A multifunctional 3D co-culture system for studies of mammary tissue morphogenesis and stem cell biology. PLoS One. 6, 25661(2011).
  16. Wu, M. H., Huang, S. B., Lee, G. B. Microfluidic cell culture systems for drug research. Lab on a Chip. 10, 939-956 (2010).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Les o de Reperfus oC lulas EndoteliaisCardiomi citosHip xia Reoxigena oLibera o de LDHIntera es C lula C lulaModelo In VitroInsertos de Cultura

Artigos relacionados