Artigo de método

Espectroscopia de fluorescência de dupla cor para estudar interação proteína-proteína e dinâmica de proteína em células vivas

5.4K vistas

⸱

DOI:

10.3791/62954

⸱

11 de dezembro de 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Rudolf Virchow Center for Integrative and Translation Bioimaging, Julius-Maximilian University Wuerzburg, 2Max Delbrück Center for Molecular Medicine, Berlin

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Apresentamos um protocolo experimental e um fluxo de trabalho de análise de dados para realizar espectroscopia de correlação transversal de fluorescência de células vivas (FCCS) combinada com a transferência de energia de ressonância förster (FRET) para estudar a dinâmica do receptor de membrana em células vivas usando técnicas modernas de rotulagem de fluorescência.

Resumo

Apresentamos um protocolo e fluxo de trabalho para realizar espectroscopia de fluorescência de fluorescência de células vivas (FCCS) combinada com a transferência de energia de ressonância förster (FRET) para estudar a dinâmica do receptor de membrana em células vivas usando técnicas modernas de rotulagem de fluorescência. Em FCCS de dupla cor, onde as flutuações na intensidade da fluorescência representam a "impressão digital" dinâmica da respectiva biomolécula fluorescente, podemos sondar a co-difusão ou a vinculação dos receptores. O FRET, com sua alta sensibilidade às distâncias moleculares, serve como um conhecido "nanoruler" para monitorar alterações intramoleculares. Juntas, mudanças conformais e parâmetros-chave, como concentrações de receptores locais e constantes de mobilidade, tornam-se acessíveis em ambientes celulares.

As abordagens quantitativas de fluorescência são desafiadoras nas células devido aos altos níveis de ruído e à vulnerabilidade da amostra. Aqui mostramos como realizar este experimento, incluindo as etapas de calibração usando βreceptor 2-adrenérgico deduplacor (β2AR) rotulado com eGFP e SNAP-tag-TAMRA. Um procedimento de análise de dados passo a passo é fornecido usando software de código aberto e modelos fáceis de personalizar.

Nossa diretriz permite que os pesquisadores desvendem interações moleculares de biomoléculas em células vivas in situ com alta confiabilidade, apesar dos níveis limitados de sinal a ruído em experimentos de células vivas. A janela operacional do FRET e particularmente da FCCS em baixas concentrações permite a análise quantitativa em condições quase fisiológicas.

Introdução

A espectroscopia de fluorescência é um dos principais métodos para quantificar a dinâmica proteica e as interações proteína-proteína com perturbação mínima em um contexto celular. A espectroscopia de correlação de fluorescência confocal (FCS) é um dos métodos poderosos para analisar a dinâmica molecular, pois é sensível a molécula única, altamente seletiva e compatível com células vivas1. Em comparação com outras abordagens orientadas à dinâmica, a FCS tem uma faixa de tempo mensurável mais ampla que abrange de ~ ns a ~ s, o mais importante, cobrindo as escalas de tempo rápido que muitas vezes são inacessíveis por métodos baseados em imagem. Além disso, também fornece seletividade espacial para que a dinâmica molecular da membrana, citoplasmática e núcleo possa ser facilmente distinguida 2. Assim, o piscar molecular, a concentração local média e o coeficiente de difusão podem ser analisados quantitativamente com FCS. Dinâmicas intermoleculares como a vinculação tornam-se facilmente acessíveis ao sondar a co-difusão de duas espécies moleculares na análise de espectroscopia de correlação transversal de fluorescência (FCCS)3,4,5 em uma abordagem de dupla cor.

O principal princípio subjacente na espectroscopia de correlação é a análise estatística das flutuações de intensidade emitidas por biomoléculas fluorescentes rotuladas de difusão dentro e fora de um foco laser(Figura 1A). As funções de correlação automática ou cruzada resultantes podem então ser analisadas por encaixe de curva para eventualmente derivar as constantes de juros da taxa. Em outras palavras, os métodos estatísticos FCS e FCCS não fornecem traços de molécula única, como no rastreamento de partículas únicas, mas um padrão dinâmico ou "impressão digital" de um espécime sondado com alta resolução temporal. Quando combinada com a transferência de energia de ressonância Förster (FRET), a dinâmica intramolecular, como alterações conformais, pode ser monitorada ao mesmo tempo em uma configuração confocal comum5,6. O FRET sonda a distância de dois fluoroforos e é frequentemente referido como um "nanoruler" molecular. A transferência de energia ocorre somente quando as moléculas estão próximas (< 10 nm), o espectro de emissão do doador se sobrepõe significativamente ao espectro de absorção da molécula aceitadora, e a orientação do dipolo do doador e do aceitador é (suficientemente) paralela. Assim, a combinação de FRET e FCCS fornece uma técnica com resolução espátula-temporal muito alta. Quando a seletividade espacial, a sensibilidade e a compatibilidade com células vivas são necessárias, o FRET-FCCS tem uma vantagem óbvia sobre outros métodos como a Calorimetria de Titrção Isotérmica (ITC)7,a Ressonância de Plasmon superficial (SPR)8ou a Ressonância Magnética Nuclear (NMR)9,10 para medir a dinâmica e as interações proteicas.

Apesar das capacidades e promessas de espectroscopia de fluorescência de duas cores (dc-FCCS), realizar dc-FCCS em células vivas é tecnicamente desafiador devido ao sangramento espectral ou crosstalk entre os canais3,4, a diferença nos volumes confocal devido às linhas laser espectralmente distintas3,4,11,sinal de fundo e ruído ou fotoestabilidade limitada das12amostras, 13,14,15. A introdução da excitação intercalada de pulso (PIE) para a FCCS foi um ajuste importante para desacoplar temporalmente as diferentes excitações de laser para reduzir o crosstalk espectral entre os canais16. Outros métodos de correção para combater a sangria espectral17,18,19 e correções de fundo também foram bem aceitos17,18,19. Para detalhes e fundamentos em FCS, PIE ou FRET, o leitor é encaminhado para as seguintes referências2,4,6,16,20,21,22,23,24.

Aqui, todos os experimentos e análises de calibração necessárias juntamente com os resultados experimentais de um receptor prototípico de proteína G acoplado, β receptor 2-adrenérgico (β2AR), para três cenários diferentes são apresentados: (1) moléculas de rótulo único carregando um "verde" (eGFP) ou um "vermelho" (rotulagem baseada em SNAP)25 fluorophore; (2) uma construção de dupla rotulagem, que carrega uma tag SNAP n-terminal e eGFP intracelular (NT-SNAP) [neste caso, ambos os rótulos estão na mesma proteína. Assim, é esperado 100% de co-difusão]; e (3) uma amostra duplamente rotulada, onde ambos os fluoroforos estão do mesmo lado da membrana celular (CT-SNAP). Ele carrega uma tag SNAP terminal C e um eGFP intracelular. Aqui, novamente ambos os rótulos estão na mesma proteína com novamente 100% de co-difusão esperada. Como ambos os rótulos são muito próximos um do outro, no mesmo lado da membrana celular, ele mostra o potencial de observar FRET e comportamento anticorarado. Todas as construções foram transfectadas em células chinesas de ovário hamster (CHO) e posteriormente rotuladas com um substrato fluorescente vermelho que é imune à membrana impermeável para a construção NT-SNAP e permeável à membrana para a construção CT-SNAP. Finalmente, os dados simulados exemplificam a influência dos parâmetros experimentais na anticorrelação induzida pelo FRET e o efeito das interações proteína-proteína na amplitude de co-difusão.

Assim, este protocolo fornece um guia completo para a realização do FRET-FCCS combinado em células vivas para entender a dinâmica proteica e as interações proteína-proteína, ao mesmo tempo em que conscientizam artefatos técnicos/físicos, desafios e possíveis soluções.

Protocolo

1. Protocolo Experimental

  1. Preparação da amostra
    NOTA: Realizar semeadura e transfecção celular em condições estéreis.
    1. Coloque uma tampa limpa por poço em uma placa de cultura de 6 poços e lave três vezes com soro fisiológico estéril tamponado (PBS).
      NOTA: O protocolo de limpeza do deslizamento de tampas está detalhado na Nota Complementar 1.
    2. A cada poço, adicione 2 mL do meio de cultura celular completa contendo fenol vermelho (suplementado com 10% de soro bovino fetal (FBS), 100 μg/mL penicilina e 100 μg/mL estreptomicina) e mantenha a placa de lado.
    3. Cultugem as células CHO no mesmo meio contendo fenol vermelho a 37 °C e 5% DE CO2. Lave as células com 5 mL de PBS para remover as células mortas.
    4. Adicione 2 mL de trippsina e incubar por 2 min em temperatura ambiente (RT).
    5. Diluir as células destacadas com 8 mL de médio contendo fenol vermelho e misturar cuidadosamente por pipetação.
    6. Conte as células em uma câmara de Neubauer e sementes a uma densidade de 1,5 x 105 células/poço na placa de cultura celular de 6 poços contendo as manchas (preparadas na etapa 1.1.1-1.1.2).
    7. Deixe as células crescerem em uma incubadora (37 °C, 5% DE CO2) por 24 h, a fim de alcançar aproximadamente 80% de confluência.
    8. Diluir 2 μg do DNA vetorial desejado (por exemplo, CT-SNAP ou NT-SNAP) e 6 μL do reagente de transfecção em dois tubos separados, cada um contendo 500 μL do meio de soro reduzido para cada poço e incubar por 5 min em RT.
    9. Misture as duas soluções para obter a mistura de transfecção e incuba-la por 20 minutos na RT.
    10. Enquanto isso, lave as células CHO semeadas uma vez com PBS estéreis.
    11. Substitua o PBS por 1 mL/poço de meio livre de fenol complementado com 10% de FBS sem antibióticos.
    12. Adicione toda a mistura de 1 mL de transfecção em cada poço e incubar as células durante a noite a 37 °C, em 5% de CO2.
    13. Para rotulagem da construção SNAP, diluir a solução de estoque de substrato SNAP apropriada em 1 mL do meio complementado com 10% de FBS para obter uma concentração final de 1 μM.
    14. Lave as células transfeminadas uma vez com PBS e adicione 1 mL por poço de solução de substrato SNAP de 1 μM. Incubar as células por 20 min a 37 °C em 5% de CO2.
    15. Lave as células três vezes com meio livre de fenol e adicione 2 mL por meio bem livre de fenol. Incubar as células por 30 min a 37 °C em 5% de CO2.
    16. Transfira as tampas de todas as amostras posteriormente para a câmara de imagem e lave com 500 μL de tampão de imagem. Adicione 500 μL de tampão de imagem antes de passar para a configuração FRET-FCS.
  2. Medições de calibração
    NOTA: A configuração FRET-FCS é equipada com um objetivo de água de microscópio confocal, duas linhas laser, um sistema de contagem de fótons único (TCSPC) correlacionados por tempo, dois tubos fotomultiplier híbridos (PMT) e dois fotodiodos de avalanche (APD) para coleta de fótons e o software de coleta de dados. É muito importante alinhar a configuração sempre antes das medições de células vivas. A descrição detalhada da configuração pode ser encontrada no Note 2 Suplementar. Tanto os lasers quanto todos os detectores (dois PMTs e dois APDs) estão sempre ligados durante as medições, pois todas as medições precisam ser conduzidas em condições idênticas. Para as medidas de calibração, use uma mancha de cobertura do mesmo lote em que as células foram semeadas, isso diminui a variação na correção do anel de colarinho.
    1. Para ajustar o foco, a posição do anel do pinhole e da coleira, coloque a solução de calibração verde de 2 nM em um deslizamento de tampa de vidro e ligue o laser de 485 nm e 560 nm. Operar laser no modo Excitação Intercalada Pulsada (PIE)16.
    2. Concentre-se na solução e ajuste a posição do anel de pinhole e do colarinho de modo que a maior taxa de contagem e o menor volume confocal sejam obtidos para obter o brilho molecular máximo.
    3. Repita este processo para os canais vermelhos com solução de calibração vermelha de 10 nM e uma mistura de ambos, a solução de calibração verde e vermelha.
    4. Coloque a solução de DNA de 10 nM em uma mancha de vidro e ajuste a posição do anel de foco, pinhole e colarinho de modo que a correlação cruzada entre os canais de detecção verde e vermelho seja maior, ou seja, mostra a maior amplitude.
      NOTA: As etapas 1.2.1 e 1.2.4 podem ter que ser repetidas para frente e para trás para encontrar o alinhamento ideal. Tome 3-5 medidas de cada solução de calibração para 30 s - 120 s após a posição do anel de foco, pinhole e colarinho ter sido alinhado idealmente para os canais de detecção verde e vermelho e o volume de sobreposição confocal.
    5. Meça uma gota de ddH2O, o meio de imagem e uma célula não transfeinada 3-5 vezes cada para 30 s - 120 s para determinar as taxas de contagem de fundo.
    6. Colete a função de resposta do instrumento com medidas de 3-5 para 30 s - 120 s. Isso é opcional, mas altamente recomendado.
  3. Medições de células vivas
    1. Encontre uma célula adequada iluminando com a lâmpada de mercúrio e observando através do ocular.
      NOTA: As células adequadas estão vivas mostrando a morfologia típica da respectiva linha celular aderente. A fluorescência da proteína de interesse, aqui um receptor de superfície, é visível por toda a superfície. Células menos brilhantes são mais adequadas do que as mais brilhantes devido ao melhor contraste na FCS quando um baixo número de moléculas estão em foco.
    2. Ligue ambos os lasers no modo PIE e foque na membrana olhando para as contagens máximas por segundo.
      NOTA: A potência do laser pode precisar ser reduzida para as amostras de células (menos de 5 μW no objetivo). Isso depende dos fluoroforos usados e da configuração.
    3. Observe as curvas de correlação automática e cruzada do eGFP ou etiquetagem SNAP anexada ao β2AR na pré-visualização on-line do software de coleta de dados e colete várias medidas curtas (~2 -10) com um tempo de aquisição entre 60 -180 s.
      NOTA: Não excite as células por muito tempo continuamente, pois os fluoroforos podem clarear. No entanto, dependerá do brilho de cada célula, quanto tempo as medidas podem ser, e quantas medidas no total podem ser realizadas.

2. Análise de dados

  1. Exportação de dados
    1. Exporte as curvas de correlação, G(tc),e taxas de contagem, CR, de todas as medidas.
    2. Tenha o cuidado de definir corretamente as janelas de tempo "prompt" e "delay" e use a opção "microtime gating" no software de correlação de dados.
      NOTA: No total, são necessárias três correlações diferentes: (1) correção automática do canal verde na janela de tempo imediata(ACFgp),(2) correção automática dos canais vermelhos na janela de tempo de atraso(ACFrd),e finalmente (3) a correlação cruzada do sinal do canal verde na janela de tempo imediata com o sinal do canal vermelho na janela de tempo de atraso(CCFPIE). A exportação de dados é mostrada passo a passo para diferentes softwares na Nota Suplementar 3.
  2. Medições de calibração
    1. Use as funções de autocorrelação das soluções fluoróforas verdes(ACFgp) e vermelhas(ACFrd)e encaixe-as em um modelo de difusão 3D com um termo de trigêmeo adicional, se necessário (eq. 1) para calibrar a forma e o tamanho do volume de detecção confocal para os dois canais de cor usados:
      figure-protocol-1 eq. 1
      Aqui, b é a linha de base da curva, N o número de moléculas em foco, tD o tempo de difusão (em ms), e s = z0/w0 o fator de forma do elemento de volume confocal. O piscar trigêmeo ou outra fotofísica é descrito por sua amplitude aR e tempo de relaxamento tR.
      NOTA: Todas as variáveis e símbolos utilizados dentro do protocolo estão listados na Tabela 1.
    2. Use os coeficientes de difusão conhecidos D para o padrão verde26 e vermelho de calibração27 e os fatores de forma obtidos sãoverdes e vermelhos para determinar as dimensões (largura w0 e altura z0) e volume Veff do elemento de volume confocal (eq. 2a-c).
      figure-protocol-2eq. 2a
      figure-protocol-3eq. 2b
      figure-protocol-4eq. 2c
      NOTA: Os modelos para cálculo do parâmetro de calibração são fornecidos como arquivos complementares (S7).
    3. Calcule o crosstalk espectral α do sinal de fluorescência verde (coletado nos canais 0 e 2) nos canais de detecção vermelho (canal número 1 e 3) como uma razão dos sinais corrigidos por fundo (BG) (eq. 3).
      figure-protocol-5
      eq. 3
    4. Determine a excitação direta do fluoroforeiro aceitador δ pelo comprimento de onda de excitação do doador pela razão da taxa de contagem corrigida em segundo plano das medidas de calibração vermelha na janela de tempo "prompt" (excitação por laser verde) para a taxa de contagem corrigida por fundo na janela de tempo "delay" (excitação por laser vermelho) (eq. 4).
      figure-protocol-6
      eq. 4
    5. Calcule o brilho molecular B dos fluoroforos verdes e vermelhos (eq. 5a-b) com base nas taxas de contagem corrigidas por fundo e no número obtido de moléculas em foco, N, do ajuste de difusão 3D (eq. 1):
      figure-protocol-7eq. 5a
      figure-protocol-8eq. 5b
    6. Coloque tanto oGP ACF quanto o ACFrd, bem como o CCFPIE do DNA de dupla rotulagem no modelo de difusão 3D (eq. 1). Mantenha os fatores de forma obtidos, s verde e vermelho,constante para ACFgp e ACFrd,respectivamente. O fator de forma para o CCFPIE, sPIE, geralmente está entre esses dois valores.
      NOTA: Em uma configuração ideal, tanto V eff,verde e Veff, vermelho teria o mesmo tamanho e se sobreporia perfeitamente.
    7. Determine a amplitude em tempo zero de correlação, G0(tc),com base nos valores encontrados do número aparente de moléculas em foco(Nverde, Nvermelho e NPIE).
    8. Calcule a razão de amplitude rGR e rRG para uma amostra com co-difusão de fluoroforos verdes e vermelhos (eq. 6). Esteja ciente de que o NPIE não reflete o número de moléculas duplamente rotuladas em foco, mas reflete apenas o 1/G0(tc).
      figure-protocol-9figure-protocol-10eq. 6
  3. Experimentos com células vivas
    1. Para construtos de rótulo único, coloque as amostras de células em um modelo apropriado. Para o receptor de membrana mostrado, a difusão ocorre de forma bimodal com um curto e longo tempo de difusão. Além disso, a fotofísica e o piscar dos fluoroforos devem ser considerados:
      figure-protocol-11 eq. 7
      Aqui, td1 e td2 são os dois tempos de difusão necessários, e um1 é a fração do primeiro tempo de difusão.
      NOTA: Em contraste com as medidas de calibração, nas quais os corantes livres e os fios de DNA se difundem livremente em todas as direções, o receptor de membrana mostra apenas difusão 2D ao longo das membranas celulares. Essa diferença entre difusão 3D e 2D é refletida pelo termo de difusão modificada (compare eq. 1), onde tD no caso 2D não depende do fator de forma do elemento volume confocal.
    2. Calcular a concentração c de proteínas rotuladas verdes ou vermelhas do respectivo N e Veff utilizando matemática básica (eq. 8):
      figure-protocol-12eq. 8
      onde NA = número de Avogadro
    3. Para o selo SNAP n-terminal e eGFP intracelular, ajuste as duas autocorrelações (ACFgp e ACFrd) da amostra de dupla rotulagem usando o mesmo modelo dos construtos de marca única para os ACFs (eq. 7) e o CCFPIE usando um modelo de difusão bimodal (eq 9):
      figure-protocol-13eq. 9
      NOTA: Para uma descrição global do sistema, todas as três curvas devem estar em forma conjunta: O termo de difusão é idêntico para todas as três curvas e a única diferença é o termo de relaxamento para o CCFPIE. Como a fotofísica de dois fluoroforos geralmente não está relacionada, nenhum termo de correlação é necessário. Esta ausência de termos de relaxamento resulta em um CCFPIE plano em curtos períodos de correlação. No entanto, o crosstalk e a excitação direta do aceitador devido ao fluoróforo doador podem apresentar amplitudes falsas positivas e devem ser cuidadosamente verificados para o uso das medidas de calibração.
    4. Calcule a concentração c de proteínas rotuladas verdes ou vermelhas do respectivo eff N e V utilizando a equação 8.
    5. Estimar a fração ou concentração, cGR ou cRG,de proteínas rotuladas verdes e vermelhas interativas das amostras de células utilizando os fatores de correção obtidos a partir das amostras de DNA, as razões de amplitude rGR e rRG da amostra celular e suas respectivas concentrações obtidas (eq. 10).
      figure-protocol-14figure-protocol-15eq. 10
    6. Para o selo SNAP terminal C e eGFP intracelular, ajuste as duas autocorrelações (ACFgp e ACFrd) da amostra FRET como as amostras de etiqueta única (equação 7) e o CCFFRET a um modelo de difusão bimodal contendo um termo anti-correlação (equação 11)
      figure-protocol-16 eq. 11
      onde af reflete a amplitude da anti-correlação total e umR e tR a respectiva amplitude e tempo de relaxamento.
      NOTA: No caso de alterações de fluorescência anti-correlacionada devido ao TRAS, pode-se exigir um ou vários termos anti-correlação (eq. 11), resultando em um "mergulho" de CCFFRET em tempos de baixa correlação coincidindo com um aumento nas duas autocorrelações(ACFgp e ACFrd). No entanto, esteja ciente de que a fotofísica, como piscar trigêmeos, pode mascarar o termo anti-correlação, amortecendo a anti-correlação induzida pelo FRET. Uma análise conjunta complementada com métodos FCS filtrados pode ajudar a desmascarar o termo anti-correlação. Além disso, artefatos técnicos decorrentes de tempos mortos na contagem eletrônica na faixa de nanossegundos devem ser excluídos16. Um procedimento passo a passo mais detalhado sobre como realizar a análise no ChiSurf28 e modelos para o cálculo do volume confocal ou brilho molecular são fornecidos no repositório do Github (https://github.com/HeinzeLab/JOVE-FCS) e como arquivos complementares(Nota Suplementar 4 e Nota Suplementar 6). Além disso, os scripts python para exportação em lote de dados adquiridos com o software Symphotime em formato .ptu podem ser encontrados lá.

Resultados

Os resultados exemplares da calibração e das medições de células vivas são discutidos abaixo. Além disso, o efeito do FRET nas curvas de correlação cruzada é demonstrado com base em dados simulados próximos ao efeito da interação proteína-proteína aumentando a amplitude DO CCFPIE.

Exportação de dados FCS baseada em PIE
Nos experimentos pie, os dados são coletados no modo tempo resolvido (TTTR)29,30. A Figura 1B mostra os histogramas de tempo de chegada do fóton de uma medição pie de um fio de DNA de dupla rotulagem na configuração descrita(Nota Suplementar 1). A configuração tem quatro canais de detecção. A emissão de fluorescência é primeiramente dividida pela polarização nas direções "S" e "P" (referindo-se ao plano perpendicular e paralelo no qual o campo elétrico de uma onda de luz está oscilando). Em segundo lugar, cada direção de polarização é então dividida em dois canais de cores (verde, vermelho) antes da detecção, resultando em quatro canais (S-green, S-red, P-green, P-red). Na janela de tempo "prompt", o fluorohore verde fica animado, e o sinal é detectado nos canais verde e vermelho devido ao FRET. Na janela de tempo de atraso, apenas o fluorohore vermelho (no canal vermelho) é visível. Com base nos canais de detecção e nas janelas de tempo "prompt" versus "atrasadas", pelo menos cinco curvas de correlação diferentes (3 curvas de autocorrelação (ACFs) e 2 curvas de correlação cruzada (CCFs)) podem ser obtidas(Figura 1C-D): (1) sinal verde na janela de tempo imediata(GP ACF),(2) sinal vermelho na janela de tempo imediata (no caso de FRET, ACFrp), e (3) sinal vermelho na janela de tempo de atraso(ACFrd). Estes ACFs relatam a mobilidade proteica, fotofísica (por exemplo, piscar trigêmeos) e outras alterações de brilho correlacionadas pelo tempo nos fluoroforos (por exemplo, devido ao TRAS). (4) O CCFPIE de correlação cruzada baseado em PIE do sinal verde na janela de tempo imediata com o sinal vermelho na janela de tempo de atraso permite determinar a fração de co-difusão do fluorophore verde e vermelho16. (5) O CCFFRET de correlação cruzada baseado em FRET do verde com o sinal vermelho na janela de tempo imediata está relacionado a alterações de brilho induzidas pelo TRAS e anticorrelated nos sinais verde e vermelho31,32,33.

figure-results-1
Figura 1: Excitação com pulso intercalada (PIE) fluorescência (cruz) espectroscopia de correlação (F(C)CS). (A) Em moléculas fluorescentes fluorescentes rotuladas fluorescentemente difusas livremente dentro e fora de um volume focal (limitado por difusão) moldado por um feixe de laser focado que induz fluorescência dentro deste volume minúsculo. As flutuações de intensidade resultantes das moléculas que entram e saem do volume estão correlacionadas e fornecem informações sobre a mobilidade das moléculas. (B) No PIE, duas linhas laser diferentes ("prompt" e "delay") são usadas para excitar a amostra rotulada com dois fluoroforos diferentes ("verde" e "vermelho"). A diferença de tempo entre ambos os pulsos de excitação é adaptada às vidas de fluorescência dos respectivos fluoroforos de modo que um tenha se deteriorado antes que o outro esteja animado. Na amostra de dupla rotulagem mostrada, ambos os fluoroforos estão suficientemente perto de serem submetidos à Transferência de Energia de Ressonância Förster (FRET) do fluoróforo de doador "verde" para o fluoróforo "vermelho". Assim, a emissão de fluorescência vermelha pode ser detectada na janela temporal "imediata" após a excitação do doador verde. Na configuração utilizada (Nota Suplementar 2),são utilizados dois detectores para cada cor, um orientado paralelo à orientação do feixe de excitação (denotado "p") e o segundo perpendicular (denotado "s"). (C) Três diferentes funções de autocorrelação podem ser determinadas em um experimento PIE: Correlação dos sinais do canal verde i na janela de tempo imediata(ACFgp),ii) sinais de canal vermelho na janela de tempo prompt(ACFrp) e iii) sinais de canal vermelho na janela de tempo de atraso(ACFrd). (D) Duas funções diferentes de correlação cruzada podem ser determinadas: iv) A "PIE" de correlação cruzada(CCFPIE)com sinais de canal verde na janela de tempo imediata correlacionada com os sinais de canal vermelho na janela de atraso, onde a amplitude desta curva está relacionada à co-difusão de fluoroforos; e v) a "TRAT" de correlação cruzada(CCFFRET)com os sinais do canal verde na janela de tempo imediata correlacionada com os sinais do canal vermelho na mesma janela de solicitação; aqui a forma desta curva às vezes mais rápida do que a difusão está relacionada com as mudanças de intensidade induzidas pelo FRET. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Calibração
Figura 2A-B mostra uma medição de calibração dos fluoroforos verdes e vermelhos, respectivamente. Com base em um ajuste com eq. 1 e o conhecido coeficiente de difusão Dverde26 e Dvermelho27 a forma(z0 e w0) e tamanho(Veff) do volume de detecção são calculados utilizando-se eq. 2a-c. Os resultados do ajuste do GP ACF do fluoróforo verde e acfrd do fluorohore vermelho são resumidos na Figura 2C. Ambos os fluoroforos apresentam uma constante de tempo de relaxamento adicional de 8,6 μs (18%) e 36 μs (15%), respectivamente. O brilho molecular (eq. 5a-b) do fluoróforo verde e vermelho equivale a 12,5 kHz por molécula e 2,7 kHz por molécula, respectivamente.

Para uma estimativa confiável do tamanho e forma do volume confocal, bem como do brilho molecular, recomenda-se realizar medições de 3 a 5 por experimentos de calibração e um ajuste conjunto (ou global) de todas as repetições.

O crosstalk α(Figura 2D, eq. 3) e a excitação direta do aceitador pelo laser verde δ(Figura 2E, eq. 4) para este par fluoróforo estão em ~15% e ~ 38%, respectivamente.

figure-results-2
Figura 2: Medidas de calibração de padrão de calibração verde e vermelho livremente difusante. (A-B) Representação 60 s medição de um verde de 2 nM(A) e uma medição padrão de calibração de 10 nM(B)instalada no modelo de difusão 3D, incluindo um tempo adicional de relaxamento(eq. 1). A tabela no painel (C) mostra os resultados do ajuste e o parâmetro derivado com base em eq. 2a-c e eq. 5a-b. *Os coeficientes de difusão foram retirados da literatura26,27. (D) Determinação do α de crosstalk do sinal verde para os canais vermelhos (eq. 3). O espectro de excitação do padrão verde é mostrado no ciano, o espectro de emissões em verde. As linhas laser de excitação a 485 nm (azul) e 561 nm (laranja) são mostradas como linhas tracejadas. As caixas verdes e magenta transparentes mostram a faixa de emissão coletada(Nota Complementar 2). (E) Determinação da excitação direta δ do fluorohore vermelho pelo laser de 485 nm (eq. 4). O código de cor é idêntico ao(D),luz e laranja escuro mostram o espectro de excitação e emissão do padrão vermelho, respectivamente. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Para determinar e calibrar a sobreposição do volume de excitação verde e vermelho, é utilizado um duplo fio de DNA(Figura 3A),conforme descrito acima. Aqui, os fluoroforos são espaçados 40 bp separados de tal forma que nenhum TRAF pode ocorrer entre os fluoroforos verdes e vermelhos ligados às extremidades dos fios duplos de DNA. A Figura 3B mostra as autocorrelações de fluoroforos em verde(ACFgp) e magenta(ACFrd) e a correlação PIE-cross, CCFPIE, em ciano. Observe que para CCFPIE, o sinal nos canais verdes na janela de tempo imediato está correlacionado com o sinal nos canais vermelhos na janela de tempo de atraso16.

Aqui, um coeficiente de difusão médio para o fio de DNA de DNA D = 77 μm²/s é obtido. Mais detalhes sobre o cálculo podem ser encontrados no protocolo passo a passo, Nota Complementar 4. Este valor é obtido inserindo o tamanho calibrado de volumes de detecção verde e vermelho(Figura 2) e os respectivos tempos de difusão do GP ACF e ACFrd da cadeia de DNA (Figura 3C) na equação 2a. Em seguida, utilizando os valores de correção obtidos rGR e rRG e utilizando eq. 6 posteriormente, a quantidade de co-difusão, ou seja, moléculas duplamente rotuladas (ou complexos proteicos em caso de co-transfecção de duas proteínas diferentes) pode ser determinada a partir das amostras de células.

figure-results-3
Figura 3: Calibração do volume de sobreposição verde-vermelho usando uma amostra de DNA. (A) O fio de DNA usado para calibração carrega um fluorohore de calibração verde e vermelho, com uma distância de 40 bp no meio. A distância interdye deve ser suficientemente grande para excluir o FRET entre os fluoroforos. (B) Representante 60 s medição de uma solução de DNA de 10 nM. Correções automáticas de fluoroforos em verde(ACFgp, padrão verde) e magenta(ACFrd, padrão vermelho) e da PIE-crosscorrelation, CCFPIE, em azul. A tabela no painel (C) mostra os resultados de ajuste com base no modelo de difusão 3D, incluindo um termo adicional de relaxamento(eq. 1) e o coeficiente de difusão do parâmetro derivado de DNA, DDNA (eq. 2a),o tamanho e a forma do volume de sobreposição(eq. 2a-c) e as razões de correção rGR e rRG (eq. 6. ). Observe que os valores para o volume de detecção verde e vermelho (rotulados com *) foram retirados do ajuste dos fluoroforos individuais mostrados na Figura 2. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Experimentos com células vivas
Na seção seguinte, é apresentada a análise de experimentos com células vivas para diferentes β2construções ar. Como β2AR é uma proteína de membrana, sua difusão é em grande parte limitada a uma difusão bidimensional(Figura 4A) ao longo da membrana celular (exceto para processos de transporte ou reciclagem para ou a partir da membrana) 2. Com a restrição à difusão 2D o fator de forma s = z0/w0 no eq. 1 torna-se obsoleto resultando em um modelo de difusão simplificada (eq. 9).

Construções de rótulo único: β2AR-IL3-eGFP e NT-SNAP-β2AR
A Figura 4 mostra medições exemplares da construção de um único rótulo β2AR-IL3-eGFP(Figura 4B),onde o eGFP é inserido no loop intracelular 3, e a construção NT-SNAP-β2AR(Figura 4C),onde a tag SNAP é conjugada ao termo N de β2AR. A tag SNAP é rotulada com um substrato de superfície SNAP impermeável por membrana. As curvas representativas mostram a média de 4-6 medições repetidas com tempos de aquisição de 120 a 200 s cada. As respectivas autocorrelações ACFgp e ACFrd do eGFP e snap são instaladas em um modelo de difusão bimodal, bidimensional (eq. 9). Em termos de dinâmica rápida, o eGFP mostra apenas o trigêmeo esperado piscando em tR1 ~ 9 μs enquanto o sinal SNAP requer duas vezes de relaxamento, uma no tempo típico de piscar t R1 ~ 5 μs e uma segunda em tR2 ~ 180 μs.

O brilho molecular dos fluoroforos em células vivas é de 0,8 KHz (eGFP) e 1,7 kHz (SNAP) por molécula sob as condições de excitação dadas (eqs. 5a-b). A concentração dos construtos de AR rotulados β2incorporados na membrana celular deve estar na faixa nano-molar e pode ser determinada pelo número médio de moléculas (eq. 9, Figura 4C) e o tamanho do respectivo volume confocal para o canal verde e vermelho(Figura 2) utilizando eq. 8.

figure-results-4
Figura 4: Medição representativa de construtos de etiqueta única. (A) Neste estudo, o receptor de membrana β2AR foi utilizado como exemplo. Em contraste com os fluoroforos e o fio de DNA usado para calibração, que poderia flutuar livremente através do volume de detecção, as proteínas da membrana se difundem principalmente lateralmente ao longo da membrana, descrita como difusão bidimensional. (B, D) ACFgp e ACFrd das construções de etiqueta única β2AR-IL3-eGFP(B) e NT-SNAP-β2AR(D). Mostra-se a média de 4-6 medidas cada coletadas para 120 - 200 s. A tabela no painel (C) mostra os resultados adequados dos dados para o modelo de difusão bimodal bidimensional, incluindo termos adicionais de relaxamento(eq. 7). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Construção de dupla rotulagem: NT-SNAP-β2AR-IL3-eGFP
Na construção de dupla rotulagem NT-SNAP-β2AR-IL3-eGFP (curto NT-SNAP), o eGFP é inserido no loop intracelular 3 e, a tag SNAP conjugada ao n-terminus de β2AR(Figura 5A). Nesta configuração, o eGFP está no lado interno da membrana e o SNAP no lado externo com distâncias muito grandes para FRET. Em um caso ideal, esta construção mostraria 100% de co-difusão do fluorophore verde e vermelho, e nenhum sinal FRET. A Figura 5B-D mostra duas medidas do NT-SNAP em duas células em dois dias de medição diferentes. A montagem do GP ACF e acfrd da medida "melhor" mostrada na Figura 5B com eq. 7 e o CCFPIE com eq. 9, revela 50-60 moléculas em foco para o GP ACF e ACFrd,enquanto napp, assim 1/G0(tc) ~ 114 para o CCFPIE (Figura 5C ). A concentração de receptores rotulados está na faixa de ~100 nM como determinada com eq. 8. Para determinar a concentração média de moléculas duplamente rotuladas, primeiro, calcula-se a razão de G0(tc) (representada por 1/N(app)) do CCFPIE para ACFgp e ACFrd,respectivamente, (eq. 6). Em seguida, esses valores, rGRcell= 0,43 e rRGcell = 0,53 são comparados aos valores obtidos da medição de DNA(rGR,DNA= 0,51 e rRG,DNA = 0,79 neste dia de medição). Utilizando a regra de proporções, um r GRcell= 0,43 do GP ACF do sinal eGFP reflete a uma fração de co-difusão (rGRcell/rGR,DNA) de 0,84, onde para o outro caso de ACFrd do sinal do substrato SNAP, este valor é de 0,67. A concentração média da construção NT-SNAP de dupla rotulagem pode finalmente ser calculada com base no eq. 10. Em contraste, na medição mostrada na Figura 5D de um dia diferente, a concentração de receptores é bastante baixa e os dados muito barulhentos de modo que a faixa de ajuste é limitada até ~ 10 μs. Além disso, apenas uma baixa quantidade de co-difusão é observada (15 - 26%).

figure-results-5
Figura 5: Nt-SNAP-β2construção AR-IL3-eGFP. (A) Na construção dupla rotulada, o eGFP é inserido no loop intracelular 3 e na tag SNAP anexada ao termo N de β2AR (NT-SNAP). (B, D) ACFgp, ACFrd e CCFPIE de duas medidas da construção de dupla rotulagem. Os dados são adequados a um modelo de difusão bimodal bidimensional(eq. 9, CCFPIE) e incluindo termos adicionais de relaxamento(eq. 7, ACFgp e ACFrd). A tabela no painel (C) mostra os resultados do ajuste e a concentração de parâmetros derivados(eq. 8),a razão da amplitude de correlação em tempo de correlação zero (G0(tc)) e a fração de moléculas de co-difusão(eq. 10). Observe que as medidas foram adquiridas em dias diferentes, fator ligeiramente diferente para a correção da amplitude (B: rGR,DNA = 0,51 e rRG,DNA = 0,79; D: rGR,DNA = 0,51 e rRG, DNA = 0,56). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Construção de dupla rotulagem submetida a FRET: β2AR-IL3-eGFP-CT-SNAP
Na construção de dupla rotulagem β2AR-IL3-eGFP-CT-SNAP(Figura 6A),o eGFP é inserido no loop intracelular 3 idêntico ao NT-SNAP-β2AR-IL3-eGFP construído com a tag SNAP anexada ao termo C. Aqui, ambos os rótulos estão do mesmo lado da membrana plasmática das células, de modo que os fluoroforos estão próximos para que o FRET ocorra conforme indicado pela vida útil saciada do eGFP(Nota Suplementar 5). Considerando a flexibilidade de regiões proteicas relativamente não estruturadas como o C-terminus34 e pelo menos duas conformações proteicas diferentes de GPCRs35,"alto FRET" (HF) ou "baixo FRET" (LF), mudanças dinâmicas na eficiência do FRET devido às alterações de distância eGFP-SNAP poderiam ser observadas e identificadas por um termo de anticorrelação na CCFFRET (curva laranja na Figura 6B ). As flutuações do FRET têm se mostrado anticorrelass, pois o receptor só pode estar em um estado de cada vez, seja HF ou LF. O ajuste articular (ou global) de todas as cinco curvas de correlação(Figura 6B) revela ~70% de moléculas de difusão lenta a ~100 ms, enquanto o resto se difunde com ~ 1 ms. Todas as autocorrelações e CCFFRET mostram termos de relaxamento a 37 μs e 3 μs; essas correlações dominadas pelo sinal vermelho(ACFrp, ACFrd e CCFFRET) mostram um componente lento adicional ~ 50 ms(Figura 6C).

Alterações induzidas pelo FRET no CCF FRET em diferentes condições (Figura 6D) são demonstradas por uma série de simulações de um sistema de dois estados com um tempo de flutuação de 70 μs entre estados LF e HF. Ao mudar do LF para o estado HF, alterações no sinal anticorrelacionado são observadas na janela de tempo imediata: O sinal verde diminui e o sinal vermelho aumenta (vice-versa para a comutação HF -> LF). Se a comutação HF-LF ocorrer em escalas de tempo mais rápidas do que o tempo de difusão, ou seja, durante o tempo de residência da molécula no foco, a taxa pode ser derivada da anticorrelação no CCFFRET6,31,36. Observe que processos dinâmicos mais lentos do que o tempo de difusão não podem ser observados no FCS.

Nesta demonstração, foram assumidos dois cenários diferentes de FRET, mostrando uma mudança moderada ou máxima na eficiência do FRET entre os dois estados. As simulações foram realizadas utilizando-se o Burbulator37 e consideram ausência ou presença de tríplice piscada e aumento da quantidade de conversa cruzada de doadores nos canais vermelhos. O termo de difusão foi modelado como uma distribuição bimodal com 30% de moléculas de difusão rápida em tD1 = 1 ms e o resto das moléculas difundindo lentamente com tD2 = 100 ms. No total, 107 fótons foram simulados em um volume em forma de gaussiano 3D com w0 = 0,5 μm e z0 = 1,5 μm, um tamanho de caixa de 20, e NFCS = 0,01.

A Figura 6E-F mostra os resultados da simulação para o CCFDE correlação transversal induzido pelo FRET para contraste moderado(Figura 6E) e contraste DE FRET máximo(Figura 6F) na ausência (linhas sólidas) e presença de piscar trigêmeos (linhas tracejadas). A anti-correlação induzida pelo FRET pode ser facilmente vista na Figura 6F. O efeito "amortecedor" ao adicionar um estado trigêmeo adicional reduz a amplitude de correlação (Figura 6E-F)38,39.

figure-results-6
Figura 6: Simulação de amostra de dupla rotulagem mostrando FRET dinâmico. (A) Dupla rotulada β2AR com um eGFP inserido no loop intracelular 3 e uma tag SNAP terminal C. Ambos os fluoroforos estão perto o suficiente para se submeterem ao FRET e mostrarem mudanças na eficiência do FRET se o receptor sofrer dinâmica proteica. (B) Autocorrelação (ACFgp, ACFrp e ACFrd, ajuste com eq. 7) e curvas de correlação cruzada(CCFFRET (eq. 7) e CCFPIE (eq. 9)) de uma medição de exemplo. Tabela no painel(C) mostra os resultados de ajuste. (D-F) Para mostrar a influência do parâmetro experimental no esperado termo anticorrelação induzido pelo FRET, foram realizadas 12 simulações, nas quais foram modeladas a mudança na eficiência do FRET (pequena ou grande), diferente quantidade de crosstalk doador para os canais de aceitação (0%, 1% ou 10%) e a ausência e presença de piscar trigêmeos. A fração de equilíbrio de ambos os estados FRET foi assumida para 50:50 e suas taxas de câmbio ajustaram de tal forma que o tempo de relaxamento obtido tR = 70 μs. Mais detalhes sobre as simulações são ver no texto. (E) CCFFRET dos resultados da simulação com contraste fret moderado e na ausência de crosstalk (laranja escura), 1% crosstalk (laranja) e 10% crosstalk (laranja leve). Linhas sólidas mostram resultados na ausência de trigêmeos, linhas tracejadas na presença de trigêmeos. (F) CCFFRET dos resultados da simulação com contraste DESUcional máximo. O código de cor é idêntico ao(E). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

No entanto, na simulação mais semelhante às condições experimentais (α = 10%, 15% tríplice piscando e contraste moderado de FRET, linha amarela tracejada na Figura 6E), o termo anticorrelação é quase diminuído. A Figura 7 mostra o resultado da análise desses dados simulados usando as informações codificadas nos histogramas de tempo de chegada do fóton (ou seja, a vida útil da fluorescência) por meio da Fluorescence Lifetime Correlation Spectroscopy (FLCS)17,19 ou FCS filtrada por espécies (fFCS)18. Aqui, as vidas de fluorescência das espécies conhecidas de HF e LF (Figura 7A) são usadas para gerar pesos ou "filtros"(Figura 7B) que são aplicados durante o procedimento de correlação. Nas curvas de correlação entre espécies e transcorresstos obtidas(Figura 7C-D)a anticorrelação pode ser claramente observada.

figure-results-7
Figura 7: O FCS filtrado por toda a vida pode ajudar a descobrir as flutuações baseadas na dinâmica da proteína na eficiência do FRET em amostras com alto crosstalk, piscar triplo significativo ou outras propriedades fotofísicas ou experimentais mascarando a anticorrelação induzida pelo FRET no CCFFRET. Aqui, a abordagem é mostrada exemplar para os dados mostrados na Figura 6E para a simulação contendo 10% de crosstalk e 5% de piscar trigêmeos. (A) Padrões de decadência de fluorescência normalizadas para as duas espécies FRET (verde claro e escuro para fret alto e baixo, respectivamente) e o IRF (cinza). O padrão para o canal de detecção paralela é mostrado em linhas sólidas, linhas tracejadas para o canal de detecção perpendicular. (B) A função de ponderação ou "filtro" foi gerada com base nos padrões mostrados em (A),o código de cor é idêntico ao(A). Por favor, note que apenas o sinal nos canais de detecção verde, e, portanto, a saciação de doadores induzidos pelo FRET, é considerado aqui. (C) Quatro correlações diferentes de espécies-seletivas são obtidas: autocorrelações de espécies do baixo estado FRET(sACFLF-LF, verde escuro) e o alto estado FRET(sACFHF-HF, verde claro), e as duas correções cruzadas entre o baixo FRET para o estado alto FRET(sCCFLF-HF, laranja escura) e vice-versa(sCCFHF-LF , laranja). O sCCF mostra claramente a anticorrelação na faixa de μs. Linhas pretas tracejadas mostram os ataques. sACF foram aptos com eq. 9 e sCCF com eq. 11. Tabela no painel(D)mostra os resultados de ajuste. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Amplitude CCFPIE para estudar Interação Proteína-Proteína (PPI)
Finalmente, um caso de uso comum para FCS à base de PIE em células vivas é estudar a interação entre duas proteínas diferentes. Aqui, o parâmetro de leitura é a amplitude do CCFPIE, ou mais precisamente a razão das amplitudes de autocorrelação ACFgp e ACFrd para a amplitude do CCFPIE. Para mostrar o efeito do aumento da co-difusão no CCFPIE,foram realizadas simulações baseadas nos dois construtos de rótulo único, β2AR-IL3-eGFP e NT-SNAP-β2AR(Figura 8A). A Figura 8B mostra como a amplitude do CCFPIE aumenta quando a fração de moléculas de co-difusão muda de 0% para 100%. Observe que um crosstalk de 1% de sinal verde nos canais vermelhos na janela de tempo de atraso foi adicionado com os componentes de difusão de outra forma modelados como mostrado acima.

figure-results-8
Figura 8: O CCFPIE pode ser usado para estudar a interação de duas proteínas. (A) Aqui, foi simulado um estudo de co-transfecção de β2AR-IL3-eGFP com NT-SNAP-β2AR (portando um rótulo SNAP "vermelho"). (B) Para uma quantidade crescente de moléculas de co-difusão (0% (azul escuro) -> 100% (azul claro)) a amplitude G(tc)aumenta. O termo de difusão foi novamente modelado como uma distribuição bimodal com 30% de moléculas de difusão rápida em tD1 = 1 ms e o resto das moléculas difundindo lentamente com tD2 = 100 ms. Além disso, 1% de crosstalk de sinal verde na janela de tempo de atraso vermelho foi adicionado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

SímboloSignificado (unidade comum)
αcrosstalk do fluoróforo verde após excitação verde nos canais de detecção vermelho (%)
um1 fração do primeiro componente de difusão no modelo de difusão bimodal dos receptores de membrana
af amplitude total do termo anticorrelação
umR amplitude de fotofísica /piscar trigêmeo
blinha de base / deslocamento de uma curva de correlação
Bbrilho molecular de um fluoróforo ((quilo-)contagens por molécula e segundo)
BGfundo (por exemplo, a partir de uma amostra de referência apropriada: ddH2O, buffer, célula não transinfetada etc.)
cconcentração
CRtaxa de contagem (KHz ou (quilo-) conta por segundo)
δexcitação direta do fluorohore vermelho após excitação verde (%)
Dcoeficiente de difusão (μm²/s)
G(tc)função de correlação
Nnúmero de moléculas em foco
NA Número de Avogadro (6.022 * 1023 Mol-1)
rGR, rRG proporção de amplitude da função de autocorrelação verde ou vermelha para a função de correlação cruzada baseada em PIE
sfator de forma do elemento de volume confocal
tc tempo de correlação (geralmente em milissegundos)
tD tempo de difusão (geralmente em milissegundo ou microssegundo)
tR tempo de relaxamento da fotofísica (geralmente em microssegundo)
tT tempo de relaxamento do piscar trigêmeo (geralmente em microssegundo)
w0 meia largura do elemento de volume confocal (μm)
z0 meia altura do elemento de volume confocal (μm)

Tabela 1: Lista de variáveis e abreviaturas. Para o uso de símbolos e definição em experimentos de fluorescência e FRET, recomenda-se as diretrizes da comunidade FRET40.

ARQUIVOS COMPLEMENTARES:

SuppNote1_Coverslip limpeza.docx Clique aqui para baixar este Arquivo.

SuppNote2_Confocal Configuração.docx Clique aqui para baixar este Arquivo.

SuppNote3_Data exportar.docx Clique aqui para baixar este Arquivo.

SuppNote4_FCCS análise de calibração usando ChiSurf.docx Clique aqui para baixar este Arquivo.

SuppNote5_Fluorescence histogramas vitalícios.docx Clique aqui para baixar este Arquivo.

S6_Scripts.zip Clique aqui para baixar este Arquivo.

S7_Excel_templates.zip Clique aqui para baixar este Arquivo.

Discussão

As técnicas de FCS em GPCRs permitem que a mobilidade e as interações dos receptores dentro das células vivas sejam avaliadas41. A vantagem da técnica FRET-FCS é que, juntamente com a mobilidade, a dinâmica conformacional dos GPCRs pode ser investigada. No entanto, realizar o FRET-FCS em células vivas é desafiador e requer células que mostram baixa (ou máximamente moderada) expressão da proteína fluorescente rotulada de interesse, uma configuração bem calibrada e um bom pipeline para analisar dados. Aqui, primeiro são discutidos os pontos críticos na preparação da amostra e no procedimento experimental sobre os pontos de vista biológicos, espectroscópicos e técnicos.

As etapas experimentais críticas incluem minimizar o fundo e a autofluorescência (usando tampas extensivamente limpas e mídia livre de fenol-vermelho), a otimização das condições de transfecção (por exemplo, quantidade de DNA plasmídeo e tempo após a transfecção) para alcançar níveis de baixa expressão e rotulagem eficiente. É claro que também é vital garantir que a função da proteína rotulada não seja prejudicada. Assim, em experimentos com células vivas, a decisão pela estratégia de rotulagem e posição do rótulo é frequentemente tomada em favor de proteínas fluorescentes ou tag SNAP/CLIP anexada ao flexível N- ou C-terminus42,43. Estratégias alternativas de rotulagem, como a inserção de um aminoácido não natural com uma cadeia lateral reativa para rotulagem com um fluoróforo orgânico, vêm surgindo nos últimos anos44.

Para pie-FCS de cor dupla, onde apenas a interação de duas moléculas de interesse deve ser investigada, os fluoroforos podem ser selecionados a partir de uma grande variedade de proteínas fluorescentes estabelecidas ou substratos SNAP/CLIP. Aqui, o objetivo deve ser selecionar um par de tal forma que ocorram pequenas conversas cruzadas ou excitação direta do aceitador. Além disso, os fluoroforos selecionados devem ser fotostíveis e mostrar pouco ou nenhum branqueamento nas condições experimentais escolhidas. Recomenda-se selecionar fluoroforos na faixa espectral vermelha como (1) o fundo de autofluorescência da célula é reduzido e (2) a luz de excitação é de comprimento de onda mais longo, portanto menos fototóxica14. O fotobleaching pode ser minimizado conduzindo uma chamada "série de potência" primeiro, na qual o poder laser é aumentado em sentido passo a passo, e o brilho molecular é observado. A faixa de intensidade de excitação ideal está na faixa linear dos resultados45.

Se os dois rótulos devem informar também sobre a dinâmica conformacional da proteína através do FRET, então a escolha dos fluoroforos disponíveis é mais restrita. Aqui, a possível distância mínima/máxima entre os dois fluoroforos deve ser estimada antecipadamente, por exemplo, com base em estruturas disponíveis ou tamanho molecular, e um par fluorforeiro selecionado com um raio Förster razoável R0, de modo que o FRET possa realmente ocorrer20.

Aqui, eGFP e uma tag SNAP foram escolhidos para rotulagem, e a tag SNAP foi rotulada com um substrato de superfície intracelular ou uma superfície impermeável por membrana. Os espectros são semelhantes aos mostrados na Figura 2C-D. Esta combinação de fluoroforos mostra alto crosstalk do eGFP nos canais de detecção vermelho e excitação aceitadora direta do substrato SNAP pela excitação verde na janela de tempo imediata e resulta em um sinal "falso" significativo nos canais vermelhos na janela de tempo imediata. O ideal é que ambos os valores, cross talk e excitação direta, não ultrapassem 5%5,6,38. No entanto, com um raio Förster de 57 Å, é ideal para sondar a distância entre as etiquetas no β2construção AR-IL3-eGFP-CT-SNAP, como pode ser avaliado a partir da vida útil sfp (Nota Suplementar 5).

Tecnicamente, como em qualquer experimento de espectroscopia de fluorescência, o dispositivo deve estar bem alinhado e deve possuir fontes de excitação adequadas, filtro de emissão e detectores sensíveis. Para evitar artefatos do detector após pulsar na escala de tempo μs, pelo menos dois detectores de cada cor devem estar presentes, que podem ser correlacionados cruzadamente. Na eletrônica de contagem de fótons únicos correlacionada pelo tempo moderno, o tempo morto da placa de detecção na faixa de tempo ns dificilmente desempenha um papel devido aos canais de roteamento independentes, no entanto, pode ser verificado conforme proposto por Müller et al 16, desde que a faixa de tempo de interesse esteja na faixa de tempo sub-μs/ns. Além disso, para resoluções de tempo ainda mais altas na faixa ps, cada canal de detecção deve ser duplicado, ou seja, quatro detectores por cor devem ser usados, para também contornar detector de tempo morto2,15,29,46. Embora a vida média de fluorescência possa ser estimada usando a detecção de fluorescência não polarizada, para análise da distância (~distribuição) entre os fluoroforos a emissão deve ser coletada dependente da polarização. Isso se deve ao fato de que a eficiência da transferência de energia na FRET depende da orientação dos dois fluoroforos. Informações mais detalhadas podem ser encontradas aqui20,28,47. Finalmente, nos experimentos pie, a distância entre o pulso de prompt e atraso é crítica e deve ser escolhida de tal forma que a intensidade de fluorescência dos fluoroforos tenha sido em grande parte deteriorada(Figura 1B). Uma regra comum é colocar os dois pulsos 5x a fluorescência de vida separada, ou seja, para eGFP com uma vida de fluorescência de 2,5 ns a distância deve ser de 12,5 ns no mínimo22.

Após ter detalhado todas as considerações para o procedimento experimental, os dados e sua análise são discutidos com mais detalhes. Conforme mencionado na seção de protocolo, o alinhamento da configuração deve ser verificado diariamente, incluindo a análise das medições de calibração. Os dados mostrados na Figura 2A-C, por exemplo, mostram um componente de relaxamento adicional na faixa de 8-40 μs. O típico piscar de trigêmeos do fluoróforo de calibração verde é conhecido por ocorrer na faixa de 2-10 μs13,15,48. O componente de relaxamento lento necessário em todas as curvas da amostra de DNA(Figura 3C),muito lento para piscar trigêmeo real, pode decorrer de interações do DNA com os fluoroforos39. No entanto, este componente não seria esperado no CCFPIE, e provavelmente provém de crosstalk residual. Assim, é altamente aconselhável realizar a análise das amostras de calibração diretamente antes de prosseguir com os experimentos celulares para julgar a qualidade do alinhamento do dia.

A calibração adequada do volume de sobreposição confocal requer uma amostra com 100% de co-difusão do rótulo verde e vermelho. Aqui, é usado DNA duplamente encalhado fluorescente. Ambos os fios de DNA podem ser adaptados para ter os fluoroforos desejados a distância necessária um do outro. Os fios projetados podem ser enlatados com alto rendimento. No entanto, a Good Laboratory Practice aconselha verificar o grau de integridade e rotulagem dos fios de DNA por eletroforese de gel agarose e medir o espectro de absorção. Além disso, o rendimento do conjunto de duplas vertentes deve ser verificado, pois esta medição de calibração baseia-se criticamente na suposição de que há uma co-difusão 100% do verde com o rótulo vermelho. Caso a suposição não seja válida, os fatores de correção podem ter que ser aplicados16,22. Nas medições de calibração apresentadas nas Figuras 2 e Figura 3,foram obtidos volumes de detecção de 1,4 fL e 1,9 fL no canal verde e vermelho, respectivamente. Essa diferença de tamanho é esperada para uma configuração com volumes de excitação quase limitados à difração(Nota Suplementar 2). Nesta condição, o tamanho do volume de excitação escala com o comprimento de onda de excitação. Isso, por sua vez, explica as diferentes amplitudes de correlação observadas na Figura 3B. Os fatores de correção derivados rGR = 0,56 e rRG = 0,72 correto para esta discrepância de tamanho e potencial sobreposição não perfeita dos dois volumes de excitação3,4.

Figura 4, Figura 5, Figura 6e Figura 7 mostram o fluxo de trabalho de um estudo baseado em PIE-F(C)CS destinado à compreensão da dinâmica da proteína conformacional. Primeiro, as duas construções de marca única β2AR-IL3-eGFP e NT-SNAP-β2AR servem como controles para caracterizar as propriedades fluoróforas em células na ausência do respectivo outro fluoróforo(Figura 4). Em seguida, a construção de dupla rotulagem NT-SNAP-β2AR-IL3-eGFP carregando uma tag SNAP voltada para o exterior da célula e um eGFP no lado citoplasmado serve como um controle de "co-difusão 100% "(Figura 5). A última construção, β2AR-IL3-eGFP-CT-SNAP, carrega fluoroforos no lado citoplasmado e perto o suficiente para se submeterem ao TRAS. Aqui, novamente seria esperada uma co-difusão 100% em conjunto com flutuações de intensidade anti-correlacionadas nos canais verde e vermelho no sinal de tempo imediato, ou seja, após a excitação do doador, devido à dinâmica proteica influenciando a eficiência do FRET31,32,33. Essa dinâmica pode aparecer como anti-correlação no CCFFRET (Figura 6-7).

Todas as construções GPCR β2AR mostram difusão bimodal na membrana celular(Figura 4A). Considerando que o β 2 AR-IL3-eGFP mostraapenaso piscar de trigêmeos esperado(Figura 5B)13,15, NT-SNAP-β2AR mostra um tempo de relaxamento lento adicional(Figura 5C-D). É provável que o TR2 possa ser derivado do substrato SNAP desvinculado. Isso poderia ser elucidado por outros experimentos, por exemplo, medindo também a difusão e propriedades fotofísicas do substrato SNAP usado em uma solução aquosa. Note-se que um experimento simples para diferenciar entre os tempos de difusão e relaxamento é alterar o orifício da configuração confocal, ou seja, aumentar o volume efetivo: Enquanto os tempos de difusão aumentam com volumes efetivos crescentes, os termos de relaxamento são indeterminados13. Ao determinar a concentração de proteína fluorescente (FP) com base nos resultados do ajuste, esteja ciente de que as FPs em geral passam por um processo de maturação, no qual finalmente o cromoforo é formado12. Esse tempo de maturação pode diferir de FP para FP, além da fotofísica que depende do ambiente químico local13,15. Assim, a concentração proteica real presente na amostra relatada pela FCS é geralmente subestimada, o que pode ser corrigido se a fração de FPs não fluorescentes pode ser determinada no experimento. Por fim, é aconselhável verificar o espectro fluoróforo em células vivas para corrigir os valores de α e δ, se necessário, pois a maioria dos fluoroforos reage sensível ao seu ambiente13,15,48. O fundo para subtrair é determinado pelo sinal coletado em células não transfeminadas. Além disso, a correção automática do respectivo outro canal de cores e do CCFPIE deve ser verificada para poder identificar sinais falsos (Nota Suplementar 4 - Figura 30).

As duas medidas do NT-SNAP-β2AR-IL3-eGFP (Figura 5D),onde os fluoroforos estão localizados em diferentes lados da membrana, foram adquiridas em dias diferentes e mostram a importância das estatísticas na fluorescência de molécula única resolvida no tempo. Aqui, os diferentes resultados podem ser devido ao diferente grau de rotulagem: Em uma célula o maior grau de rotulagem e média das medidas resultou em ruído relativamente baixo(Figura 5B),enquanto da outra célula, apenas duas medidas poderiam ser coletadas(Figura 5A). Além de coletar uma quantidade suficiente de dados, é fundamental avaliar os resultados oportunamente e talvez otimizar a estratégia de rotulagem. Ao projetar os experimentos, é importante lembrar que o FRET é sensível, mas limitado a distâncias de até 10 nm e "cego" de outra forma. No nosso caso, essa "cegueira" é indicada pela vida de fluorescência eGFP não marcada (Nota Suplementar 5). No β2construção AR-IL3-eGFP-CT-SNAP(Figura 6A),o FRET pode ser identificado a partir da vida útil saciada do eGFP (Nota Suplementar 5). No entanto, não é observado nenhum termo de anticorrelação(Figura 6B), o que significa que o FRET não está flutuando ou em uma escala de tempo mais lenta do que o tempo de difusão. Até três termos adicionais de relaxamento são exigidos em ACFgp, ACFrp, ACFrd e CCFFRET (Figura 6C). O componente lento em ACFrp, ACFrd e CCFFRET pode ser devido ao branqueamento aceitador e, claro, influencia o valor obtido da difusão lenta encontrada nessas curvas (~350 ms em comparação com 117 ms no GPACF). t D no canal vermelho é suposto ser ligeiramente maior do que no canal verde devido aos volumes confocal de tamanho diferente(Figura 2) - mas apenas por um fator comparável à diferença de tamanho. O tempo de relaxamento muito rápido de 3 μs reflete o piscar trigêmeo dos fluoroforos13,15,48, enquanto o tempo de relaxamento mais lento de 37 μs pode ser devido ao TRAS: Da mesma forma, como o FRET induz uma anticorrelação no CCFFRET,são esperadas correlações positivas nas autolacorreções31,32,33. A presença deste termo como "positiva" no CCFFRET e sua presença na RD ACF podem ser explicadas com o crosstalk alto e devem ser ainda mais elucidadas. Observe que o CCFPIE é plano em curtos tempos de correlação como esperado.

Por outro lado, deve-se notar que a ocorrência de FRET em um sistema de interesse leva a efeitos não lineares nas curvas de correlação6. O brilho molecular, por exemplo, de uma molécula escama na amplitude de correlação ao quadrado e cada estado DE TRAS (e as moléculas sempre presentes sem um receptor ativo) mostra brilho molecular diferente. De fato, o FRET diminui a concentração aparente de moléculas verdes detectadas (ou seja, aumenta a amplitude gp do ACF) e o número de moléculas vermelhas (determinadas a partir de vermelho-prompt) é superestimado5. Ambos os efeitos influenciam a quantidade de interação derivada tanto do CCFFRET quanto do CCFPIE. No entanto, a análise global, como mostrado, por exemplo, para a dinâmica intramolecular de Calmodulin 31,32 ou Sintaxin33 pode revelar a dinâmica da proteína. Quando cuidadosamente calibrada, a eficiência média do FRET pode ser extraída das amplitudes relativas DO CCFPIE e ACF22, enquanto os estados limitantes podem ser determinados a partir da análise da distribuição vitalícia da fluorescência do doador33.

Considerando o fato de que em experimentos de células vivas com grandes fluoroforos como eGFP o contraste FRET provavelmente será ainda menor do que o assumido para as simulações mostradas na Figura 6 e que a excitação direta do aceitador não foi adicionada na simulação, pode explicar por que a identificação da anticorrelação em experimentos de células vivas é muito desafiadora. Uma alternativa de análise promissora baseia-se na coleta de informações codificadas nos histogramas de tempo de chegada do fóton(Figura 1B)acessíveis devido à coleta de dados de contagem de fótons29,30. Se a vida fluorescência (~padrões) das duas (ou mais) (FRET) dentro da amostra forem conhecidas(Figura 7A),"filtro" ou pesos podem ser aplicados durante o processo de correlação(Figura 7B)17,18,19. As curvas de correlação obtidas, portanto, não representam mais a correlação dos canais de detecção, mas sim as correlações automáticas ou cruzadas entre duas espécies diferentes (FRET), renomeadas para espécies-ACF (sACF) ou espécie-CCF (sCCF). A aplicação dessa abordagem aos dados simulados com contraste FRET moderado, alto crosstalk e piscar trigêmeos recupera o termo anticorrelação(Figura 7C-D). No entanto, deve-se notar que os tempos de relaxamento podem ser obtidos, mas a relação com a amplitude é perdida18. Essa abordagem tem sido aplicada anteriormente em experimentos de células vivas, por exemplo, para estudar a interação do EGFR com seu antagonista49 ou separar a fluorescência de proteínas ligadas a variantes eGFP com vida excepcionalmente curta e longa de fluorescência50.

Enquanto as medidas de FRET baseadas em PIE em proteínas purificadas são amplamente usadas para estudar a dinâmica proteica3622, em células vivas ela se concentra na compreensão das interações proteína-proteína. Esta abordagem tem sido aplicada para estudar a regulação da atividade de quinase MAP na levedura51 ou para resolver a interação das proteínas de membrana com seu parceiro de ligação citosolítica, conforme resumido neste recente artigo52. Aqui, complicações podem surgir quando um cruzamento significativo de fluoroforos verdes ainda está presente na janela de tempo de atraso dos canais vermelhos ou sinal vermelho nos canais verdes na janela de tempo imediata. O primeiro pode ser causado por um atraso insuficiente do pulso vermelho em relação ao pulso verde, enquanto ambos os efeitos decorrem de uma excitação muito fortemente sobreposta e espectros de emissão dos fluoroforos escolhidos. Recomenda-se verificar as respectivas construções rotuladas únicas cuidadosamente e corretas para amplitudes CCFPIE falsamente positivas, especialmente em células onde a autofluorescência com fluorescência muito curta pode ser outro fator complicador22.

Para concluir, a abordagem FRET-FCS descrita aqui tem grande potencial para entender as interações proteína-proteína e a dinâmica proteica em células vivas em concentrações quase fisiológicas. Neste protocolo, foi colocado o foco nas medidas de calibração necessárias e nas análises quantitativas necessárias a serem realizadas durante as medições de células vivas. Para isso, diferentes medições de células vivas foram mostradas complementadas com simulações. As simulações fornecem o entendimento geral aqui como parâmetro poderia ser variado sistematicamente com modelos de ajuste personalizados que descrevem a mobilidade específica e propriedades fotofísicas dos respectivos dados. A análise foi realizada com ferramentas de software de código aberto com um protocolo passo a passo extenso e modelos fáceis de adaptar. Finalmente, os avanços técnicos e, portanto, a disponibilidade de sistemas PIE-FCS estáveis prontos para comprar, juntamente com a disseminação de software de código aberto para análise de dados, tornarão essa técnica cada vez mais acessível para uma comunidade de pesquisa maior para eventualmente desvendar a interação e dinâmica proteica em células vivas com maior sensibilidade.

Divulgações

Os autores não têm conflitos para declarar.

Agradecimentos

Este projeto foi apoiado pela Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB/TR 240, número do projeto 374031971, Project INF) para J.B. e K.G.H.

Agradecemos ao Centro Rudolf Virchow pelo apoio financeiro e à Unidade Central de Fluorescência de Imagem pelo suporte técnico. Além disso, agradecemos a Ashwin Balakrishnan pela leitura completa da prova.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
1x Telescópio em configuração 4f com cinco lentesQioptiq, Rhyl, UKG063126000Optics
2x Filtros de passagem de banda BrightlineAHF, Tü bingen, AlemanhaFiltro HC 525/50 e HC 600/52
2x Divisor de feixe dicróicoAHF, Tü bingen, AlemanhaHC BS F38-573Placa
de cultura de 6 poços NuncThermo Scientific (Waltham, EUA)140675Reagente
Alexa Fluor 488 NHS Ester (padrão de calibração verde)Invitrogen, Life Technologies (Carlsbad, EUA)Reagente A20000
Alexa Fluor 568 NHS Eater (padrão de calibração vermelho)Invitrogen, Life Technologies (Carlsbad, EUA)Reagente A20003
ASI stage PZ-2000 XYZVisitron Systems GmbH, Puchheim, AlemanhaPeças de Microscópio WK-XYB-PZ-IX71
de Células Attofluor, diâmetro de 35 mm para lamínulas redondas de 25 mmInvitrogen, Life Technologies (Carlsbad, EUA)A7816Suporte de lamínula de vidro
Fotodiodo de avalanche Perkin Elmer (SPCM-AQR-14)Laser Components GmbH, Olching, AlemanhaSPCM-AQR-14Detector de contagem de fótons únicos
BeamsplitterNewport, Darmstadt, Alemanha10FC16PB.3Filter
Biorender (Software)Science Suite Inc - o/a BioRender (Toronto, Canadá)---Software usado para criar esboço GPCR,
https://app.biorender.com/ Linha celular de ovário de hamster chinês (CHO) Linhas celularesATCCCCL-61
ChiSurf (Software de análise de dados)Thomas-Otavio Peulen, Departamento de Bioengenharia e Ciências Terapêuticas, Universidade da Califórnia, San Francisco, EUAsoftware baseado em tttrlib para analisar dados de correlação de fluorescência e histogramas de decaimento de fluorescência, https://github.com/Fluorescence-Tools/chisurf
Tutorial: https://www.youtube.com/watch?v=k9NgYbyLyXk&t=2s
Ref: Peulen et al. J Phys Chem B. 121 (35), 8211-8241, (2017)
ClorofórmioSigma-Aldrich (St. Louis, EUA)472476-2.5LReagente
DMSOAppliChem GmbH (Darmstadt, Alemanha)A3672,0250Fita de DNA reagente
(distância de fluoróforo de 40 pb)IBA Lifesciences GmbH (Gö ttingen, Alemanha)---Reagente, 5' CGC ACT GAA CAG CAT ATG ACA CGC GAT AGG CTA TCC TGC AGT ACG CT(Alexa568)C AGG 3', 3' GCG TGA CT(Alexa488)T GTC GTA TAC TGT GCG CTA TCC GAT AGG ACG TCA TGC GAG TCC 5'
Dulbecco' s Modified Eagle Medium: Mistura de nutrientes F12 (com e sem vermelho de fenol)GIBCO, Life Technologies (Carlsbad, EUA)P04-41250, P04-41650Reagente
Etanol (absoluto)Sigma-Aldrich (St. Louis, EUA)34852-1L-MReagente
Eritrosina B, Teor de corante > = 95Sigma-Aldrich (St. Louis, EUA)200964-5GReagente, função de resposta do instrumento, resolver em EtOH a 10 mg / mL
Soro Fetal Bovino (FBS)Biochrom  (Berlim, Alemanha)S 0615
Fonte de Luz de Fluorescência Reagente X-Cite 120 QExcelitas Technologies, Ontário, CanadáXI120-Q-5060Peças de Microscópio
Célula fluorescente SNAP-substrato : Célula SNAP TMR- STARNew England BioLabs (Frankfurt am Main, Alemanha)S9105SReagente
Fluorescente SNAP-substrato superfície : DY-549New England BioLabs (Frankfurt am Main, Alemanha)S9112S
Lamínulas de vidro reagente (Dimensões: diâmetro 24 mm, espessura 0,13 - 0,16 mm)Marienfeld-Superior (Lauda-Kö nigshofen, Alemanha)111640
Controlador de LaserPicoquant, Berlim, Alemanha910020 (PDL 828-S "SÉPIA II") Linhasde laser óptico
(480 nm e 560 nm)Picoquant, Berlim, Alemanha912485 (LDH-D-C-485), 912561 (LDH-D-TA-560)
Lipofectamina óptica 2000Invitrogen, Life Technologies (Carlsbad, EUA)11668-019Reagente
MFD suite (Software)AG Seidel, Heinrich-Heine-University Duesseldorf, Alemanha---Pacote de software para análise de experimentos de fluorescência de molécula única, incluindo, por exemplo, Kristine (correlação de dados tttr), Burbulator (simulação de experimento de molécula única), https://www.mpc.hhu.de/software/3-software-package-for-mfd-fcs-and-mfis
Doubleto acromático montado, ARC: 400-700 nm, f=150 mm, D=25,4 mmThorlabs, Bergkirchen, AlemanhaAC254-150-A-MLSegunda parte do expansor de feixe
Câmara Neubauer (profundidade 0,1 mm)Marienfeld-Superior (Lauda-Kö nigshofen, Alemanha)640110Reagente
Olympus IX 71 standOlympus, Hamburgo, AlemanhaIX2-ILL100Peças
de Microscópio Opti-MEM (Meio de Soro Reduzido)GIBCO, Life Technologies (Carlsbad, EUA)31985-047Reagente
Penicilina/EstreptomicinaSigma-Aldrich (St. Louis, EUA)049M4857VReagente
Fosfato Bloqueado Salino (PBS)GIBCO, Life Technologies (Carlsbad, EUA)14190144Reagente
Pinhole (50 µ M)Newport, Darmstadt, AlemanhaPNH-50Pinhole
PMT Hybrid-40Picoquant, Berlim, Alemanha932200 (PMA Hybrid 40)Detector de contagem de fótons únicos
Scripts Python (Software)Katherina Hemmen, Centro Rudolf-Virchow de Imagens Integrativas e Translacionais, Universidade de Wuerzburg, Alemanha---Coleção de scripts Python auto-escritos baseados em tttrlib (https://github.com/Fluorescence-Tools/tttrlib) usados para (1) determinar as taxas médias de contagem, (2) correlacionar os dados e (3) construir histogramas de decaimento de fluorescência, https://github.com/HeinzeLab/JOVE-FCS
Divisor de feixe de banda quádrupla (zt405/473-488/561/640 rpc fase r uf1)AHF, Tü bingen, AlemanhaF73-421PHFiltro
Manutenção da polarização de fibra monomodo, NA = 0,08 com colimadorPicoquant, Berlim, Alemanha02126
Hidróxido de sódio óptico (NaOH)Carl Roth (Karlsruhe, Alemanha)6771.1Reagente
SymPhotime x64 Software (software de coleta e exportação de dados)Picoquant, Berlim, Alemanha931073 (SPT64-1+2 usuário único)Coleta de dados resolvida no tempo (tttr) na configuração FCCS autoconstruída, exportação de dados
Sistema de contagem de fótons únicos correlacionados com o tempo (TCSPC) Hydraharp 400Picoquant, Berlim, Alemanha930010 (Hydraharp 400)Óptica
Tripsina-EDTASigma-Aldrich (St. Louis, EUA)T4299-100mlReagente
Dublês acromáticos não montados, ARC: 400 - 700 nm, D=12,7 mm, F=-20 mmThorlabs, Bergkirchen, AlemanhaACN127-020-APrimeira parte do expansor de feixe
Objetiva de imersão em água (UPlanSApo 60x/1,20 W)Olympus, Hamburgo, AlemanhaUPLSAPO60XWObjetiva
Câmara --- % de Reagente

Referências

  1. Hess, S. T., Huang, S. H., Heikal, A. A., Webb, W. W. Biological and chemical applications of fluorescence correlation spectroscopy: A review. Biochemistry. 41 (3), 697-705 (2002).
  2. Haustein, E., Schwille, P. Ultrasensitive investigations of biological systems by fluorescence correlation spectroscopy. Methods. 29 (2), 153-166 (2003).
  3. Bacia, K., Kim, S. A., Schwille, P. Fluorescence cross-correlation spectroscopy in living cells. Nature Methods. 3 (2), 83-89 (2006).
  4. Bacia, K., Schwille, P. Practical guidelines for dual-color fluorescence cross-correlation spectroscopy. Nature Protocols. 2 (11), 2842-2856 (2007).
  5. Kohl, T., Heinze, K. G., Kuhlemann, R., Koltermann, A., Schwille, P. A protease assay for two-photon crosscorrelation and FRET analysis based solely on fluorescent proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences. 99 (19), 12161-12166 (2002).
  6. Sahoo, H., Schwille, P. FRET and FCS--friends or foes. Chemphyschem. 12 (3), 532-541 (2011).
  7. Wang, Y., Wang, G., Moitessier, N., Mittermaier, A. K. Enzyme Kinetics by Isothermal Titration Calorimetry: Allostery, Inhibition, and Dynamics. Frontiers in Molecular Bioscience. 7, 583826(2020).
  8. Yanase, Y., et al. Surface plasmon resonance for cell-based clinical diagnosis. Sensors (Basel). 14 (3), 4948-4959 (2014).
  9. Freedberg, D. I., Selenko, P. Live cell NMR. Annual Review of Biophysics. 43, 171-192 (2014).
  10. Nishida, N., Ito, Y., Shimada, I. In situ structural biology using in-cell NMR. Biochimica et Biophysica Acta General Subjects. 1864 (2), 129364(2020).
  11. Schwille, P., Meyer-Almes, F. J., Rigler, R. Dual-color fluorescence cross-correlation spectroscopy for multicomponent diffusional analysis in solution. Biophysical Journal. 72 (4), 1878-1886 (1997).
  12. Balleza, E., Kim, J. M., Cluzel, P. Systematic characterization of maturation time of fluorescent proteins in living cells. Nature Methods. 15 (1), 47-51 (2018).
  13. Haupts, U., Maiti, S., Schwille, P., Webb, W. W. Dynamics of fluorescence fluctuations in green fluorescent protein observed by fluorescence correlation spectroscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 95 (23), 13573-13578 (1998).
  14. Icha, J., Weber, M., Waters, J. C., Norden, C. Phototoxicity in live fluorescence microscopy, and how to avoid it. BioEssays. 39 (8), 1700003(2017).
  15. Widengren, J., Mets, U., Rigler, R. Photodynamic properties of green fluorescent proteins investigated by fluorescence correlation spectroscopy. Chemical Physics. 250 (2), 171-186 (1999).
  16. Müller, B. K., Zaychikov, E., Bräuchle, C., Lamb, D. C. Pulsed interleaved excitation. Biophysical Journal. 89 (5), 3508-3522 (2005).
  17. Böhmer, M., Wahl, M., Rahn, H. -J., Erdmann, R., Enderlein, J. Time-resolved fluorescence correlation spectroscopy. Chemical Physics Letters. 353 (5), 439-445 (2002).
  18. Felekyan, S., Kalinin, S., Sanabria, H., Valeri, A., Seidel, C. A. M. Filtered FCS: Species Auto- and Cross-Correlation Functions Highlight Binding and Dynamics in Biomolecules. Chemphyschem. 13 (4), 1036-1053 (2012).
  19. Kapusta, P., Wahl, M., Benda, A., Hof, M., Enderlein, J. Fluorescence lifetime correlation spectroscopy. Journal of Fluorescence. 17 (1), 43-48 (2007).
  20. Algar, W. R., Hildebrandt, N., Vogel, S. S., Medintz, I. L. FRET as a biomolecular research tool-understanding its potential while avoiding pitfalls. Nature Methods. 16 (9), 815-829 (2019).
  21. Elson, E. L., Magde, D. Fluorescence Correlation Spectroscopy .1. Conceptual Basis and Theory. Biopolymers. 13 (1), 1-27 (1974).
  22. Hendrix, J., Lamb, D. C. Pulsed interleaved excitation: principles and applications. Methods Enzymol. 518, 205-243 (2013).
  23. Magde, D., Elson, E. L., Webb, W. W. Fluorescence correlation spectroscopy. II. An experimental realization. Biopolymers. 13 (1), 29-61 (1974).
  24. Thompson, N. L. Topics in Fluorescence Spectroscopy. Lakowicz, J. R. , Plenum Press. 337-378 (1991).
  25. Cole, N. B. Site-specific protein labeling with SNAP-tags. Current protocols in protein science. 73, 1-16 (2013).
  26. Petrásek, Z., Schwille, P. Precise measurement of diffusion coefficients using scanning fluorescence correlation spectroscopy. Biophysical Journal. 94 (4), 1437-1448 (2008).
  27. Siegel, A. P., Baird, M. A., Davidson, M. W., Day, R. N. Strengths and Weaknesses of Recently Engineered Red Fluorescent Proteins Evaluated in Live Cells Using Fluorescence Correlation Spectroscopy. International Journal of Molecular Sciences. 14 (10), 20340-20358 (2013).
  28. Peulen, T. O., Opanasyuk, O., Seidel, C. A. M. Combining Graphical and Analytical Methods with Molecular Simulations To Analyze Time-Resolved FRET Measurements of Labeled Macromolecules Accurately. The Journal of Physical Chemistry B. 121 (35), 8211-8241 (2017).
  29. Wahl, M., Rahn, H. J., Gregor, I., Erdmann, R., Enderlein, J. Dead-time optimized time-correlated photon counting instrument with synchronized, independent timing channels. Review of Scientific Instruments. 78 (3), 033106(2007).
  30. Wahl, M., et al. Scalable time-correlated photon counting system with multiple independent input channels. Review of Scientific Instruments. 79 (12), 123113(2008).
  31. Price, E. S., Aleksiejew, M., Johnson, C. K. FRET-FCS Detection of Intralobe Dynamics in Calmodulin. The Journal of Physical Chemistry B. 115 (29), 9320-9326 (2011).
  32. Price, E. S., DeVore, M. S., Johnson, C. K. Detecting intramolecular dynamics and multiple Forster resonance energy transfer states by fluorescence correlation spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry B. 114 (17), 5895-5902 (2010).
  33. Margittai, M., et al. Single-molecule fluorescence resonance energy transfer reveals a dynamic equilibrium between closed and open conformations of syntaxin 1. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (26), 15516-15521 (2003).
  34. Cherezov, V., et al. High-resolution crystal structure of an engineered human beta2-adrenergic G protein-coupled receptor. Science. 318 (5854), 1258-1265 (2007).
  35. Manglik, A., et al. Structural Insights into the Dynamic Process of beta2-Adrenergic Receptor Signaling. Cell. 161 (5), 1101-1111 (2015).
  36. Olofsson, L., et al. Fine tuning of sub-millisecond conformational dynamics controls metabotropic glutamate receptors agonist efficacy. Nature Communications. 5 (1), 5206(2014).
  37. Kalinin, S., Valeri, A., Antonik, M., Felekyan, S., Seidel, C. A. Detection of structural dynamics by FRET: a photon distribution and fluorescence lifetime analysis of systems with multiple states. The Journal of Physical Chemistry B. 114 (23), 7983-7995 (2010).
  38. Hom, E. F. Y., Verkman, A. S. Analysis of coupled bimolecular reaction kinetics and diffusion by two-color fluorescence correlation spectroscopy: Enhanced resolution of kinetics by resonance energy transfer. Biophysical Journal. 83 (1), 533-546 (2002).
  39. Widengren, J., Schweinberger, E., Berger, S., Seidel, C. A. M. Two new concepts to measure fluorescence resonance energy transfer via fluorescence correlation spectroscopy: Theory and experimental realizations. Journal of Physical Chemistry A. 105 (28), 6851-6866 (2001).
  40. Hellenkamp, B., et al. Precision and accuracy of single-molecule FRET measurements-a multi-laboratory benchmark study. Nature Methods. 15 (9), 669-676 (2018).
  41. Briddon, S. J., Kilpatrick, L. E., Hill, S. J. Studying GPCR Pharmacology in Membrane Microdomains: Fluorescence Correlation Spectroscopy Comes of Age. Trends in Pharmacological Sciences. 39 (2), 158-174 (2018).
  42. Barak, L. S., et al. Internal trafficking and surface mobility of a functionally intact beta2-adrenergic receptor-green fluorescent protein conjugate. Molecular Pharmacology. 51 (2), 177-184 (1997).
  43. Calebiro, D., et al. Single-molecule analysis of fluorescently labeled G-protein-coupled receptors reveals complexes with distinct dynamics and organization. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (2), 743(2013).
  44. Nikić, I., Kang, J. H., Girona, G. E., Aramburu, I. V., Lemke, E. A. Labeling proteins on live mammalian cells using click chemistry. Nature Protocols. 10 (5), 780-791 (2015).
  45. Robert, T. Y., Haibing, T. Measuring protein dynamics in live cells: protocols and practical considerations for fluorescence fluctuation microscopy. Journal of Biomedical Optics. 19 (9), 1-24 (2014).
  46. Felekyan, S., et al. Full correlation from picoseconds to seconds by time-resolved and time-correlated single photon detection. Review of Scientific Instruments. 76 (8), 083104(2005).
  47. Forster, T. Zwischenmolekulare Energiewanderung Und Fluoreszenz. Annalen Der Physik. 2 (1-2), 55-75 (1948).
  48. Widengren, J., Mets, U., Rigler, R. Fluorescence Correlation Spectroscopy of Triplet-States in Solution - a Theoretical and Experimental-Study. Journal of Physical Chemistry. 99 (36), 13368-13379 (1995).
  49. Chen, J., Irudayaraj, J. Fluorescence lifetime cross correlation spectroscopy resolves EGFR and antagonist interaction in live cells. Analytical Chemistry. 82 (15), 6415-6421 (2010).
  50. Stefl, M., Herbst, K., Rubsam, M., Benda, A., Knop, M. Single-Color Fluorescence Lifetime Cross-Correlation Spectroscopy In Vivo. Biophysical Journal. 119 (7), 1359-1370 (2020).
  51. Maeder, C. I., et al. Spatial regulation of Fus3 MAP kinase activity through a reaction-diffusion mechanism in yeast pheromone signalling. Nature Cell Biololy. 9 (11), 1319-1326 (2007).
  52. Christie, S., Shi, X., Smith, A. W. Resolving Membrane Protein-Protein Interactions in Live Cells with Pulsed Interleaved Excitation Fluorescence Cross-Correlation Spectroscopy. Accounts of Chemical Research. 53 (4), 792-799 (2020).

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Imageamento de C lulas VivasFCCS de Duas CoresAn lise de FRETDin mica de Receptores de MembranaMicroscopia ConfocalReceptor Beta 2 Adren rgicoDifus o de Prote nasMarca o com SNAP Tag

Artigos relacionados