Summary
L’électrocardiogramme (ECG) est la variable clé pour comprendre l’électrophysiologie cardiaque. L’exercice physique a des effets bénéfiques mais peut également être nocif dans le contexte des maladies cardiovasculaires. Ce manuscrit fournit une méthode d’enregistrement de l’ECG en temps réel pendant l’exercice, qui peut servir à étudier ses effets sur l’électrophysiologie cardiaque chez la souris.
Abstract
L’exercice physique régulier est un contributeur majeur à la santé cardiovasculaire, influençant divers processus métaboliques et électrophysiologiques. Cependant, dans certaines maladies cardiaques telles que les syndromes d’arythmie héréditaire, par exemple la cardiomyopathie arythmogène (MCA) ou la myocardite, l’exercice physique peut avoir des effets négatifs sur le cœur conduisant à une production de substrat proarythmogène. Actuellement, les mécanismes moléculaires sous-jacents du remodelage proarythmogène lié à l’exercice sont largement inconnus, il reste donc difficile de savoir quelle fréquence, durée et intensité de l’exercice peuvent être considérées comme sûres dans le contexte de la ou des maladies.
La méthode proposée permet d’étudier les effets proarythmiques/antiarythmiques de l’exercice physique en combinant l’entraînement sur tapis roulant avec la surveillance en temps réel de l’ECG. Les dispositifs de télémétrie implantables sont utilisés pour enregistrer en continu l’ECG de souris se déplaçant librement sur une période allant jusqu’à 3 mois, à la fois au repos et pendant l’entraînement sur tapis roulant. Le logiciel d’acquisition de données avec ses modules d’analyse est utilisé pour analyser les paramètres ECG de base tels que la fréquence cardiaque, la durée de l’onde P, l’intervalle PR, l’intervalle QRS ou la durée QT au repos, pendant et après l’entraînement. De plus, les paramètres de variabilité de la fréquence cardiaque (VRC) et l’apparition d’arythmies sont évalués. En bref, ce manuscrit décrit une approche étape par étape pour explorer expérimentalement les effets induits par l’exercice sur l’électrophysiologie cardiaque, y compris le remodelage proarythmogène potentiel dans des modèles murins.
Introduction
L’activité physique régulière est importante pour une vie saine. Certaines maladies cardiovasculaires conduisent toutefois à des situations où cet accord de bon sens est pour le moins discutable. Chez les patients atteints de myocardite, les données actuelles montrent même les effets indésirables de l’exercice et, par conséquent, il est recommandé de suspendre tout exercice pendant une certaine période chez ces patients 1,2,3. Dans d’autres maladies cardiovasculaires (MCV) telles que les syndromes d’arythmie héréditaire, il existecomparativement moins de preuves sur le niveau approprié d’exercice 4,5,6,7, ce qui rend le conseil clinique dans ces cas, principalement pour les patients jeunes et physiquement actifs, très difficile.
Un remodelage indésirable entraînant une réduction de la contractilité et de l’insuffisance cardiaque et un remodelage proarythmogène entraînant des arythmies et une mort cardiaque subite ont été suggérés comme caractéristiques des effets nocifs associés à l’exercice sur le cœur8. Un grand nombre d’études indiquent des effets bénéfiques de l’exercice modéré sur un large éventail de maladiesdifférentes 9,10. Un entraînement intensif, cependant, peut avoir des effets néfastes sur le cœur conduisant à des arythmies, en particulier chez les athlètes par ailleurs en bonne santé11. Bien que les processus de remodelage structurel conduisant à une production de substrat proarythmique vulnérable puissent sous-tendre cette situation paradoxale, comme l’ont démontré les coureurs de marathon12, les mécanismes spécifiques du remodelage indésirable lié à l’exercice chez les personnes en bonne santé et chez les patients atteints de maladies cardiovasculaires restent largement inconnus.
Chez les animaux, en particulier chez la souris, plusieurs modèles appropriés ont été développés pour imiter un large éventail de maladies cardiovasculaires13,14. En outre, divers modèles d’exercice et protocoles d’entraînement ont été établis chez les souris 15,16,17, y compris l’entraînement sur tapis roulant motorisé, la course volontaire sur roues (VWR) et la natation17,18. L’évaluation de l’électrophysiologie cardiaque par surveillance ECG dépend classiquement d’une connexion conductrice directe entre l’animal et une sorte de dispositif de détection. Ainsi, soit les animaux doivent être anesthésiés, par exemple pour obtenir des enregistrements ECG à l’aide d’électrodes tranchantes19, soit les animaux doivent être immobilisés par un dispositif de retenue 20, soit la qualité des données est réduite en raison d’artefacts de mouvement, par exemple lors de l’utilisation d’électrodes à pattes21 ou de plates-formes conductrices 22 ne permettant que des analyses de base. Ainsi, aucune des approches mentionnées ci-dessus n’est compatible avec les protocoles d’entraînement et empêche par conséquent les études sur les mécanismes liés à l’exercice conduisant à un remodelage indésirable chez la souris. Les dispositifs de télémétrie implantables peuvent surmonter ces obstacles et sont aujourd’hui l’outil le plus puissant et l’étalon-or pour évaluer l’électrophysiologie murine in vivo chez des animaux conscients et en mouvement23,24. Les solutions matérielles de télémétrie actuelles ont été développées pour surveiller les souris dans leurs cages25,26, et nécessitent généralement qu’un récepteur soit placé sous la cage pour l’acquisition de données, ce qui rend la surveillance en temps réel difficile en dehors de ces circonstances. Ici, nous fournissons une approche pour étudier les effets de l’exercice sur l’électrophysiologie cardiaque et l’arythmogenèse par enregistrement ECG en temps réel pendant l’entraînement sur tapis roulant chez la souris à l’aide de dispositifs de télémétrie implantés. Tous les paramètres obtenus ont été analysés comme décrit précédemment par Tomsits et al.23.
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Protocol
Toutes les procédures sur les animaux ont été effectuées conformément aux directives du comité de protection et d’éthique des animaux de l’Université de Munich et toutes les procédures ont été approuvées par le gouvernement de Bavière, Munich, Allemagne (ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). Quatre souris C57BL/6N mâles de type sauvage élevées en interne ont été utilisées dans cette étude.
1. Préparation et implantation chirurgicale de l’émetteur
REMARQUE : Pour un protocole détaillé de préparation et d’implantation de l’émetteur, se reporter à McCauley et coll.26.
- Préparation de l’émetteur
- Utilisez directement les nouveaux émetteurs car ils sont stériles. Si les transmetteurs sont réutilisés, nettoyez l’appareil en le plaçant dans une solution saline pour éliminer les taches de sang, retirez tous les fragments de tissu adhérant à l’émetteur et aux électrodes de plomb. Après le nettoyage initial, si nécessaire, immerger le transmetteur dans une solution de nettoyage à 1 % (voir le tableau des matériaux) pendant 4 h pour nettoyer davantage le transmetteur.
- Activez l’émetteur en plaçant l’aimant fourni à proximité. Après l’activation, tester le signal de l’émetteur à l’aide d’un appareil radio à la fréquence AM de 530 Hz. Un bip net et clair indique que l’émetteur est activé, tandis qu’un émetteur inactivé ne donne aucun signal.
- Préparation chirurgicale et implantation
NOTE: Toutes les interventions chirurgicales doivent être effectuées dans des conditions propres et stériles.- Désinfectez toutes les surfaces et l’équipement réutilisable avant de les utiliser et utilisez des produits stériles jetables, p. ex. gaze, gants, etc.
- Préparez les fils de l’émetteur en raccourcissant à des longueurs optimales, le plomb négatif (blanc) à environ 3,5 cm et le plomb positif (rouge) à 2,5 cm. Retirez la gaine isolante rouge et blanche à l’extrémité des électrodes en faisant une petite coupe pour exposer 5 à 7 mm du fil conducteur.
REMARQUE: Ces longueurs sont suggérées pour les souris BALB / c ou C57BL / 6 âgées de 9 à 12 semaines, pesant ~ 25 g. Ajuster si les animaux utilisés dans l’étude sont plus gros ou plus lourds. - Notez le poids de l’émetteur et le poids corporel de la souris. Notez également le numéro de série et les valeurs d’étalonnage de l’émetteur fournis par DSI.
REMARQUE : Le poids corporel de l’animal est utilisé pour calculer les doses d’anesthésiques et d’analgésiques. Le poids corporel initial est également utilisé comme référence pour évaluer la récupération des animaux après la chirurgie. - Anesthésier la souris dans une chambre à induction connectée à un vaporisateur d’isoflurane rincé avec 2% -3% d’isoflurane (vol/vol) entraîné par 1 L/min d’oxygène à 100%. Attendez l’apparition complète de la narcose et vérifiez le réflexe de pincement des orteils et de la paupière pour vous assurer de la profondeur appropriée de la narcose avant de procéder.
- Ensuite, placez l’animal anesthésié en décubitus dorsal et utilisez une pommade (voir le tableau des matières) pour prévenir la sécheresse oculaire pendant l’intervention. Effectuer l’intervention chirurgicale dans des conditions propres sur une salle d’opération pour maintenir la température corporelle de la souris à 37 °C. Insérez une sonde rectale comme capteur de température.
- Maintenir l’anesthésie par application continue d’isoflurane (1,5%-2%). Injecter du fentanyl (0,50 μg/g) par voie intrapéritonéale pour l’analgésie. Connectez un adsorbeur à la configuration de ventilation pour éviter que l’excès de gaz ne s’échappe dans la salle d’opération (recommandé).
- Insérez des électrodes ECG à aiguille dans les deux bras et l’électrode de mise à la terre dans la jambe gauche de la souris pour obtenir une configuration ECG de dérivation I pour surveiller l’ECG pendant la chirurgie et obtenir un ECG de base.
- Raser l’abdomen et la poitrine et désinfecter la zone de chirurgie à l’aide de chlorhexidine ou d’alcool (voir le tableau des matières). Utilisez une pince à épiler pour resserrer la peau et effectuez une incision abdominale médiane ventrale de 1,5 à 2 cm à l’aide de ciseaux (laparotomie).
- Créez une poche sous-cutanée (environ 1 mm) dans le haut à droite du thorax et dans le bas du thorax gauche sous le cœur pour placer les fils d’électrode, comme illustré à la figure 1.
- Placez doucement le corps émetteur dans le péritoine au-dessus de l’intestin. Insérez une aiguille de 14 G par voie sous-cutanée à partir des deux poches dans la partie supérieure droite de la poitrine et la poche inférieure gauche de la poitrine faite plus tôt pour créer un tunnel pour le positionnement des électrodes.
- Guidez les électrodes rouges et blanches à travers l’aiguille pour les placer dans une configuration de plomb II. Positionnez et fixez les extrémités de l’électrode avec des sutures 6.0, une électrode positive (rouge) dans le bas de la poitrine gauche et l’électrode négative (blanche) dans le haut de la poitrine droite.
- Suturer toutes les incisions à l’aide de sutures 6.0 et appliquer un désinfectant (voir le tableau des matériaux) sur les plaies. Déplacez l’animal dans une cage de récupération (un seul animal ou cage) et placez-le sous une source de chaleur pour maintenir la température corporelle jusqu’à ce que la narcose soit complètement rétablie. Ce n’est qu’après un rétablissement complet et la capacité de maintenir une position couchée sternale que l’animal peut être remis en compagnie si nécessaire.
- Fournir à l’animal une dose suffisante d’analgésiques et d’antibiotiques après la chirurgie. Utilisez le carprofène (5 μg/g) comme analgésique et l’enrofloxacine (5 μg/g) comme antibiotique. Surveillez la plaie à intervalles réguliers pour vous assurer qu’il n’y a pas d’inflammation ou de déhiscence de la plaie.
- Après 7 à 10 jours de récupération postopératoire, l’animal est prêt à suivre un entraînement sur tapis roulant. Assurez-vous que les plaies sont correctement cicatrisées et que la souris est en bonne santé avant de commencer l’entraînement.
NOTE: Après la finalisation de la période expérimentale, l’utilisation d’émetteurs de télémétrie ne nécessite pas de méthode d’euthanasie spécifique. Le choix de la méthode dépend de l’analyse ultérieure et de ses exigences spécifiques en matière d’état tissulaire, ainsi que des règles et réglementations locales en matière de soins aux animaux et de l’approbation du comité d’éthique local respectif.
2. Acquisition de données
- Préarrangements
- Pour commencer l’acquisition de données, placez la cage de l’animal sur le récepteur de signaux. Connectez le récepteur de signal au système d’acquisition de données composé d’une matrice d’échange de données et d’une interface de signal. Connectez le système d’acquisition de données à un ordinateur à l’aide du logiciel d’acquisition pour la visualisation des données (voir les détails de configuration à la figure 2A).
- Démarrez le logiciel et confirmez le nom d’utilisateur et la licence sur l’écran suivant, puis cliquez sur Continuer. Cliquez sur Matériel pour configurer l’émetteur et le récepteur de signaux. Sélectionnez Modifier la configuration Physio Tel/HD (MX2) pour ouvrir une fenêtre de configuration.
- Sélectionnez Configuration MX2 dans la liste de l’onglet Configuration pour afficher tous les émetteurs disponibles et leurs numéros de série dans la colonne disponible. Cliquez et faites glisser l’émetteur implanté de la colonne disponible vers la colonne sélectionnée.
REMARQUE: Si un émetteur est répertorié dans la colonne sélectionnée, il est également ajouté à la configuration MX2 dans l’onglet de configuration à l’extrême gauche. - Des icônes colorées à côté du numéro de série de l’émetteur indiquent l’état. Vérifiez l’état de tous les émetteurs: vert avec coche = l’émetteur est synchronisé et prêt; rouge avec point d’exclamation = émetteur actuellement non disponible, p. ex., est actuellement configuré dans une expérience sur un autre système; jaune = L’émetteur est en cours de synchronisation ou n’a pas de récepteurs connectés. Assurez-vous qu’il y a un voyant vert indiquant le transfert nominal de données.
- Pour configurer l’émetteur, sélectionnez le numéro de série de l’émetteur ajouté et cliquez sur Créer un nouvel implant. Sélectionnez ETA-F10 dans le menu déroulant du modèle d’implant pour voir les détails de l’implant.
- Sélectionnez le modèle et le numéro de série du récepteur dans un menu à l’extrême gauche du ou des récepteurs associés à l’implant. Une liste des récepteurs branchés et connectés apparaît sous ce menu avec une case à cocher.
- Cliquez sur Rechercher un implant ETA pour attribuer un récepteur de signal à l’émetteur implanté. Ouvrez le menu Type de signal et sélectionnez ECG avec une fréquence d’échantillonnage de 1 000 Hz. Entrez les valeurs d’étalonnage au dos de l’emballage de l’implant. Sélectionnez Enregistrer et quitter.
- Cliquez sur Configuration dans la barre de menus et sélectionnez Configuration du sujet. Une boîte de dialogue avec les détails du sujet s’affiche. Entrez le nom de fichier souhaité, qui sera enregistré dans la configuration du sujet.
- Sélectionnez le sexe de l’animal et sélectionnez Souris dans le menu déroulant des espèces. Ouvrez le menu déroulant analyse et sélectionnez ECG (module). Changez l’étiquetage par défaut en ECG et les unités en mV si vous le souhaitez. Sélectionnez le déclencheur à côté de l’ECG.
- Cliquez sur ECG sous le nom du sujet dans le menu à l’extrême droite pour ouvrir le menu des détails de la chaîne. Sélectionnez les paramètres ECG souhaités tels que Num (numéro de cycle), HR (fréquence cardiaque) ou des intervalles tels que PR-I, QT-I, RR-I, QRS, etc. dans la liste des paramètres.
- Pour configurer l’affichage, cliquez sur Configuration dans la barre de menus et sélectionnez Configuration de l’expérience. Une boîte de dialogue de configuration s’affiche. Sélectionnez la configuration graphique dans le menu de droite pour définir jusqu’à 16 fenêtres graphiques fournissant à la fois des données brutes, par exemple, des signaux ECG et des paramètres dérivés, par exemple, boucle XY, tendance HR. Pour afficher l’ECG, cochez la case Activer la page pour la page 1.
- Entraînement sur tapis roulant avec enregistrement simultané de l’ECG en temps réel
- Préparez une configuration expérimentale comme illustré à la figure 2B pour un tapis roulant à 2 voies avec surveillance ECG en temps réel pendant l’entraînement.
REMARQUE: Un tapis roulant de rongeurs à 5 voies (voir le tableau des matériaux) pour l’entraînement est recommandé. L’installation se compose d’une bande transporteuse divisée en cinq compartiments de roulement et d’une unité de commande avec écran tactile. Chaque compartiment de roulement est formé d’une boîte en plexiglas transparent avec un couvercle, montée sur la bande transporteuse. Chaque compartiment a une grille de décharge électrique où de courtes impulsions électriques agissent comme un stimulus pour maintenir l’animal en marche. Chaque compartiment est connecté individuellement à l’unité de commande pour permettre un réglage spécifique de l’intensité des chocs. L’unité de commande peut afficher la distance parcourue, le nombre de chocs et la durée totale des chocs. Étant donné que tous les compartiments partagent la même bande transporteuse, la vitesse et l’inclinaison ne peuvent être réglées que pour tous les compartiments en même temps. - Pour permettre une bonne transduction du signal pendant l’entraînement, placez le récepteur de signal sur le dessus de la boîte établissant la voie de course avec l’animal, comme illustré à la figure 2B. La position exacte du récepteur de signal sur la voie de circulation diffère d’un animal à l’autre en raison de différents rapports signal/bruit.
- Déplacez le récepteur de signal jusqu’à ce que la position optimale sur la voie de course soit trouvée. Faites-le en effectuant une expérience d’essai avec un animal en cours d’entraînement et notez la position avec le meilleur rapport signal/bruit. Utilisez cette position optimale pour l’expérience réelle.
REMARQUE : En raison de la taille du récepteur de signal et de son emplacement perpendiculaire à l’axe des voies de circulation (comme illustré à la figure 2B), seuls deux animaux peuvent s’entraîner en même temps avec la surveillance ECG dans cette configuration.
- Déplacez le récepteur de signal jusqu’à ce que la position optimale sur la voie de course soit trouvée. Faites-le en effectuant une expérience d’essai avec un animal en cours d’entraînement et notez la position avec le meilleur rapport signal/bruit. Utilisez cette position optimale pour l’expérience réelle.
- Divisez l’entraînement sur tapis roulant en deux phases.
- Phase d’acclimatation : temps pendant lequel l’animal est adapté aux conditions de dressage. Effectuez un protocole d’acclimatation de 1 semaine comme indiqué dans le tableau 1 avec la vitesse de course et le temps d’entraînement pour chaque jour comme décrit.
- Phase d’entraînement : Après l’acclimatation, entraînez l’animal à une vitesse fixe pendant une heure fixe par jour pendant un total de X jours. Pour ce protocole, effectuez un programme d’entraînement de 5 jours sur 3 semaines avec une vitesse constante de 25 cm/s et une durée de 60 min/jour (tableau 2). Après 5 jours de formation, prévoyez une pause de 2 jours avant la semaine d’entraînement suivante.
REMARQUE : X définit le nombre total de jours de formation et est défini en fonction de l’objectif expérimental.
- Allumez le tapis roulant. Réglez la pente, la vitesse et l’intensité du choc sur tapis roulant selon le protocole d’entraînement. Utilisez une pente ascendante de 5°, ce qui conduit à un niveau de stress modéré (recommandé). Utilisez la même inclinaison pour la phase d’acclimatation et la phase d’entraînement.
NOTE: L’inclinaison du tapis roulant définit l’intensité de l’entraînement; Choisissez l’inclinaison souhaitée. Le protocole d’entraînement peut varier en fonction de l’objectif expérimental. - Appuyez sur Paramètres dans l’unité de commande et sélectionnez Test de grille. Un écran de sélection de la taille de la grille s’ouvre. Sélectionnez Souris. Un écran de test de grille apparaîtra avec deux sous-tests: test de choc et test de nettoyage. Appuyez sur Démarrer pour commencer le test de choc. Un message avertissant l’utilisateur des chocs de test apparaîtra. Pour commencer le test, confirmez l’avertissement en touchant l’écran.
- Placez la partie conductrice de l’accessoire en éponge fourni avec le tapis roulant sur la grille du tapis roulant. Placez-le jusqu’à ce que le mot Pass apparaisse à l’écran. Testez toutes les grilles comme celle-ci. Le test se terminera automatiquement après que toutes les voies l’auront passé avec succès, mais peut être arrêté à tout moment par l’utilisateur en appuyant sur le bouton Arrêter .
- Pour poursuivre le test de nettoyage, appuyez sur le bouton >> et sur Démarrer et attendez que le test s’exécute. Ce test s’arrêtera également automatiquement dès que toutes les voies l’auront passé. Si le test échoue, un message d’avertissement apparaîtra à l’écran. Appuyez sur le message pour voir le résultat.
REMARQUE: Ces tests sont effectués pour vérifier la propreté et le fonctionnement de la grille. Les grilles doivent être propres pour assurer une bonne détection des animaux et ensuite une livraison correcte du stimulus électrique si nécessaire. Si le test échoue, nettoyez les grilles, vérifiez si tous les câbles sont correctement connectés et répétez le test. - Transférer l’animal dans le compartiment de course. Placez le récepteur de signal sur le boîtier transparent et connectez le récepteur de signal via le câble de connexion au système d’acquisition de données, qui se compose d’une matrice d’échange de données et d’une interface de signal, qui à son tour se connecte à un ordinateur avec le logiciel d’acquisition en cours d’exécution pour visualiser le signal ECG pendant l’expérience.
- Appuyez sur Démarrer pour passer en mode de fonctionnement. Les animaux recevront une courte impulsion électrique lorsqu’ils seront en contact avec le réseau électrique, ce qui les dirigera vers la voie de course. Utilisez une intensité de choc minimale de 0,1 mA. Ceci est suffisant pour motiver les animaux mais n’est pas visible dans l’enregistrement ECG. Essayez de placer les granulés de nourriture à l’extérieur des lignes de course à la vue de l’animal pour le garder motivé.
REMARQUE: La plage donnée par le fabricant pour les chocs électriques est de 0,1 mA-2 mA. L’augmentation de l’intensité du choc peut être nécessaire dans différentes souches de souris ou dans différentes conditions expérimentales, néanmoins, nous recommandons d’utiliser l’intensité de choc la plus faible possible. Alternativement, pour réduire les chocs électriques globaux, essayez de garder l’animal sur la voie de course en le poussant doucement, par exemple avec des écouteurs en coton ou en le stimulant avec une légère bouffée d’air comprimé. Si les animaux sont bien entraînés, le réseau électrique et la voie de course peuvent être séparés par un morceau de polystyrène expansé pour éviter les chocs indésirables. - Si un animal ne s’entraîne pas et ne peut pas être motivé même avec un choc électrique, retirez-le du protocole d’entraînement pour ce jour-là s’il n’y a pas d’amélioration dans les 15 premières minutes de l’expérience.
- Une fois terminé, laissez l’animal se reposer pendant 5 minutes après l’entraînement avant de le transférer dans la cage. Retirez le récepteur de signal du boîtier transparent et replacez-le sous la cage, comme illustré à la Figure 2A. Éteignez le tapis roulant pour éviter tout choc indésirable.
- Nettoyez la ceinture du tapis roulant, les compartiments de course et le réseau électrique avec un agent de nettoyage non alcoolisé. Des voies propres permettent d’obtenir de meilleurs résultats en matière d’entraînement.
REMARQUE: Pendant l’entraînement, il est important de nettoyer constamment les voies, car les animaux cessent de courir sur les pistes sales. Nous utilisons des écouteurs en coton pour nous débarrasser des excréments d’animaux pendant l’entraînement.
- Préparez une configuration expérimentale comme illustré à la figure 2B pour un tapis roulant à 2 voies avec surveillance ECG en temps réel pendant l’entraînement.
3. Analyse des données
NOTE: Selon les objectifs de recherche individuels, divers paramètres peuvent être obtenus et analysés. Ce protocole se concentre sur deux aspects : l’analyse des traits ECG quantitatifs et l’apparition d’arythmies avant, pendant et après l’entraînement en utilisant une approche précédemment décrite par Tomsits etal.23 ; et l’analyse de la variabilité de la fréquence cardiaque (VRC)27.
- Analyse ECG
- Pour une description détaillée, voir Tomsits et coll.23. En bref, démarrez le logiciel, confirmez le nom d’utilisateur et le numéro de série de la licence du logiciel, puis cliquez sur Continuer.
- Pour ouvrir un fichier avec l’extension. PnmExp, cliquez sur Load Experiment. La boîte de dialogue Rechercher un dossier s’ouvre, sélectionnez le fichier et cliquez sur Ouvrir.
- Accédez à Actions/ Démarrer la révision dans la barre d’outils et sélectionnez la boîte de dialogue Charger les données de révision , qui fournit une vue d’ensemble de tous les sujets et de leurs signaux enregistrés dans l’expérience précédemment sélectionnée.
- Sélectionnez le fichier à analyser en cochant la case à côté de son nom dans le panneau Sujets sur le côté gauche de l’écran. Pour analyser l’ECG, cochez la case en regard de ECG dans le panneau Types de signaux.
- Sélectionnez l’enregistrement entier ou définissez une plage ou une durée à l’aide de l’option plage de temps. Cliquez sur OK pour charger l’ensemble de données sélectionné dans la revue et les fenêtres pour les événements et les paramètres s’ouvrent automatiquement.
- Pour afficher l’ECG, cliquez sur Configuration du graphique dans la barre d’outils du menu pour ouvrir une nouvelle fenêtre. Sélectionnez Primaire dans le type de signal, entrez Heure 0:00: 00:01, puis sélectionnez l’étiquetage, l’unité d’affichage et les limites des axes Bas et Haut souhaités en entrant les zones de texte respectives. Confirmez en cliquant sur la case à cocher Activer la page et la fenêtre de traçage ECG définie apparaît.
- Ajustez les dimensions des axes X et Y de l’ECG en double-cliquant. Faites un clic gauche dans la trace pour afficher l’annotation d’onde et reconnaître et annoter correctement chaque segment de la trace, onde P, Q, R, T.
REMARQUE: Si les annotations ne sont pas correctes, plusieurs options, QRS, PT, Avancé, Bruit, Repères, Notes, Précision, peuvent être utilisées pour optimiser, par exemple, l’option Analyser / Attributs en utilisant le clic droit. Pour une description détaillée, voir Tomsits et coll.23. - Sélectionnez les paramètres ECG requis dans la fenêtre des paramètres et copiez-les dans une feuille de calcul ou un logiciel de statistiques pour une analyse plus approfondie.
- Détection de l’arythmie
- Pour la détection de l’arythmie, cliquez sur Experiment/Data Insights pour ouvrir une nouvelle fenêtre d’informations sur les données.
- Définissez des règles de recherche personnalisées pour filtrer l’enregistrement dans le panneau de recherche. Créez une nouvelle recherche en sélectionnant Créer une nouvelle recherche après un clic droit dans la liste de recherche.
- Dans le menu déroulant de la boîte de dialogue de saisie, définissez la règle de recherche respective et cliquez sur OK pour ajouter cette règle de recherche à la liste. Pour appliquer des règles de recherche, cliquez dessus et faites-les glisser vers le canal d’intérêt sur la gauche.
- Dans le panneau des résultats, chaque section de l’enregistrement ECG à laquelle la règle s’applique est affichée. Pour un aperçu détaillé des différentes règles de recherche, reportez-vous à Tomsits et al.23. Pour deux exemples de règles, la bradycardie et la tachycardie, voir la définition et la description ci-dessous.
REMARQUE: Pour ces règles de recherche, la fréquence cardiaque physiologique murine est définie selon Kaese et al.28 comme 500-724 battements / min, correspondant à une durée de cycle de 82-110 ms.- Bradycardie: Dans une approche en deux étapes, identifier chaque intervalle RR individuel plus long que 120 ms. Étant donné que la bradycardie nécessite plus d’un seul intervalle RR allongé, définissez une règle de recherche supplémentaire pour n’identifier que 20 intervalles RR consécutifs de plus de 120 ms comme bradycardie comme suit: Bradycardie-simple comme valeur (HRcyc0) <500, et bradycardie comme série (Bradycardie-simple, 1) >=20. Cliquez sur OK pour ajouter cette règle de recherche à la liste.
- En suivant la même approche pour la tachycardie, définissez Tachycardia-single comme valeur (HRcyc0) >724, en identifiant chaque intervalle RR individuel inférieur à 82 ms, puis ajoutez la règle de recherche supplémentaire Tachycardia comme série (tachycardie-simple, 1) >=20. Cliquez sur OK pour ajouter cette règle de recherche à la liste.
- Analyse de la variabilité de la fréquence cardiaque
REMARQUE : L’analyse de la variabilité de la fréquence cardiaque (VRC) n’est pas effectuée dans le logiciel d’acquisition et nécessite l’exportation des données du logiciel d’acquisition dans un format lisible. Ici, nous fournissons un petit guide étape par étape pour l’exportation de données dans le format de données européen (EDF) largement utilisé.- Démarrez le logiciel, confirmez le nom d’utilisateur et le numéro de série, puis cliquez sur Continuer.
- Pour exporter la trace ECG pour, par exemple, l’analyse HRV, cliquez sur Expérimenter et sélectionnez Exporter vers EDF. Dans la fenêtre Export to EDF, sélectionnez le numéro de l’animal, cochez ECG, sélectionnez une plage de temps pour laquelle les données seront exportées et cliquez sur Exporter.
REMARQUE: Il n’y a pas de limite à la plage de temps exportée définie par le logiciel, plus de données prendront juste plus de temps à traiter. Il est également possible de diviser les exportations en sections, par exemple 24 heures sur 24, et de les réintégrer ultérieurement si nécessaire. - Démarrez le logiciel d’analyse utilisé pour l’analyse HRV (voir Table des matières), cliquez sur Fichier et sélectionnez Ouvrir pour charger le fichier EDF souhaité.
- Cliquez sur VRC et sélectionnez Paramètres. Cela ouvrira une fenêtre pour définir divers paramètres. Sous détection des battements, sélectionnez les espèces pour lesquelles l’analyse de la VRC est effectuée. La sélection des espèces établira les valeurs de la largeur du bac de l’histogramme, du seuil pRR et de la valeur moyenne SDARR dans le panneau Analyse à une norme prédéfinie.
- Sélectionnez VRC et choisissez Vue du rapport. Copiez les résultats dans un logiciel de statistiques pour une analyse statistique plus approfondie.
- La qualité du signal peut être considérablement inférieure pendant les phases d’entraînement. Si c’est le cas, sélectionnez manuellement les cycles avec P et QRS visibles pour une analyse ultérieure. Excluez de l’analyse les marques de données incorrectes et les marques de données sans ondes P claires. Faites-le sous l’examen attentif d’un analyste ECG expérimenté pour éviter d’éliminer les bons points de données.
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Representative Results
Selon les objectifs de recherche individuels, l’analyse ultérieure des données de télémétrie obtenues variera considérablement. Ici, nous démontrons la faisabilité de la méthode en obtenant des données de bonne qualité enregistrées pendant les périodes d’entraînement et fournissons des résultats exemplaires des ECG et des analyses de variabilité de la fréquence cardiaque avant, pendant et après l’entraînement. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’erreur type de moyenne (MEB), toutes les analyses statistiques ont été effectuées à l’aide d’un logiciel statistique approprié (voir le tableau des matériaux). La signification statistique a été évaluée par le test t de l’étudiant. L’intervalle QT est corrigé comme discuté précédemment par Roussel et al. en utilisant la formule QTc = QT / (√(RR / 100))29.
Enregistrement ECG télémétrique réussi pendant l’entraînement
Avec ce protocole, il est possible d’obtenir des données ECG avec des ondes P, Q, R, S et T claires chez les animaux pendant l’entraînement, comme le montre la figure 3.
Toutes les mesures d’un animal ont été prises le même jour. Les mesures de base ont été prises à 10 h ± 10 minutes avant l’entraînement, alors que les animaux étaient encore dans leur logement permanent. Les mesures pendant l’entraînement ont été prises à partir du milieu de la séance d’entraînement de 60 minutes ± 10 minutes le jour 3 de la troisième semaine de formation, les mesures post-entraînement ont été prises à partir de la période de repos de 5 minutes après l’entraînement et avant le transfert vers le logement permanent et les mesures récupérées ont été prises 1 h après l’entraînement ± 10 min. Les sections appropriées du tracé ECG pour l’analyse ont été choisies manuellement parmi ces sections définies en ce qui concerne la lecture, par exemple, 40 cycles consécutifs pour les données présentées à la figure 4.
Évaluation des paramètres dérivés de l’ECG
Les données sont utilisées pour analyser les changements physiologiques avant, pendant et après l’exercice, comme le montre un exemple d’animal à la figure 4. La fréquence cardiaque (Figure 4A), l’intervalle PR (Figure 4B), la durée QRS (Figure 4C) et l’intervalle QTc (Figure 4D) sont évalués en moyenne 40 cycles ECG consécutifs. La fréquence cardiaque augmente à environ 800 bpm lorsque l’animal fait de l’exercice et récupère progressivement vers la ligne de base après l’entraînement. L’intervalle PR, la durée QRS et les intervalles QTc raccourcissent sous l’effet du stress et, une fois le stress terminé, reviennent à la ligne de base. Des données exemplaires d’un animal sont présentées.
Détection de la tachycardie
Les définitions de recherche ont été utilisées comme décrit à l’étape 3.2.4 pour la détection des épisodes de tachycardie et de bradycardie. La figure 5A montre le rythme sinusal au départ. Une trace représentative de tachycardie sinusale pendant l’entraînement est montrée à la figure 5B. Des données exemplaires d’un animal sont présentées ici.
Évaluation de la qualité des données par l’évaluation des paramètres de variabilité de la fréquence cardiaque
L’analyse de la VRC est effectuée comme décrit à l’étape 3.3. Des sections de 5 minutes pour l’analyse de la VRC sont présentées à la figure 6. La figure 6A montre la fréquence cardiaque d’un seul animal au cours d’une expérience. La fréquence cardiaque augmente pendant l’entraînement et revient progressivement à la ligne de base après l’entraînement, cette tendance peut également être visualisée par l’intervalle RR médian, comme le montre la figure 6B. La figure 6C montre l’écart-type comparable des intervalles RR (SDRR) obtenus au départ et pendant l’entraînement par annotation RR automatisée, démontrant la qualité des données. Les données obtenues proviennent de trois souris. Le SDRR est l’écart-type de tous les intervalles interbattables (IBI) et est calculé automatiquement par le logiciel comme racine carrée positive de la variance IBI autour de l’IBI moyen en utilisant la formule:
σx = 
Figure 1 : Illustration schématique du transmetteur de télémétrie et du positionnement du câble. La souris est en décubitus dorsal; l’émetteur est placé par voie intrapéritonéale et les fils sont fixés par voie sous-cutanée dans une configuration de dérivation II. Créé avec Biorender. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Installation expérimentale. (A) Configuration pour l’enregistrement ECG à l’aide de la télémétrie implantable avant et après l’entraînement, le récepteur de signal étant maintenu sous la cage de l’animal. (B) Configuration pour la surveillance ECG en temps réel pendant l’entraînement sur tapis roulant. Pour une qualité de signal optimale, le récepteur de signal est placé sur le boîtier transparent. Créé avec Biorender. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : ECG représentatif pendant la formation. Le rythme sinusal normal, l’onde P, QRS et l’onde T sont indiqués en lettres majuscules, l’intervalle RR est marqué d’une barre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Télémétrie au fil du temps. Les graphiques de tendance montrent des résultats représentatifs pour (A) la fréquence cardiaque (BPM). (B) Intervalle de RP (ms). (C) Durée QRS (ms). (D) Intervalle QTc (ms) avant (ligne de base), pendant (entraînement), immédiatement après l’entraînement (après l’entraînement) et après la récupération complète (récupération). Les données sont obtenues à partir d’un animal en moyenne 40 cycles ECG consécutifs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : ECG représentatifs avant et pendant l’entraînement. (A) Rythme sinusal avant l’entraînement. (B) Tachycardie sinusale pendant l’entraînement. Les données proviennent d’un seul animal. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Évaluation de la qualité des données par analyse de la VRC. (A) Tendance représentative de la fréquence cardiaque d’un seul animal avant (ligne de base), pendant (entraînement) et après (après l’entraînement) exercice. (B) Intervalle RR médian avant (ligne de base) et pendant l’entraînement (entraînement) et après le rétablissement complet (récupéré), représenté par la moyenne ± SEM, test t de l’étudiant non apparié, ***p < 0,001. (C) SDRR avant (ligne de base) et pendant l’entraînement (formation) et après récupération complète (récupération), n = 3, représenté par la moyenne ± SEM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Phase d’acclimatation de 5 jours | ||
| Jour | Vitesse (cm/sec) | Temps(min) |
| 1 | 16.7 | 10 |
| 2 | 18.3 | 20 |
| 3 | 20 | 30 |
| 4 | 21.7 | 40 |
| 5 | 23.3 | 50 |
| Remarque : 2 min d’intervalles de repos toutes les 15 min | ||
Tableau 1 : Régime d’entraînement pendant la phase d’acclimatation.
| Phase de formation de 5 jours | ||
| Jour | Vitesse (cm/sec) | Temps(min) |
| 1 | 25.0 | 60 |
| 2 | 25.0 | 60 |
| 3 | 25.0 | 60 |
| 4 | 25.0 | 60 |
| 5 | 25.0 | 60 |
| Remarque : 2 min d’intervalles de repos toutes les 15 min | ||
Tableau 2 : Régime de formation pendant la phase de formation.
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Discussion
Les lignes directrices actuelles recommandent une activité physique régulière, car il a été démontré qu’elle est un modificateur important des facteurs de risque cardiovasculaires30. Il existe également de plus en plus de preuves que l’activité physique modérée peut protéger contre la fibrillation auriculaire (FA) à la fois en prévention primaire et secondaire31,32,33. Au contraire, les athlètes d’endurance tels que les coureurs de marathon ont un risque plus élevé de développer une FA, ce qui indique que l’entraînement d’endurance peut également avoir des effets négatifs34,35. Une telle relation en forme de U entre le risque d’arythmie et l’intensité de l’entraînement a été clairement démontrée pour la FA chez les athlètespar ailleurs en bonne santé 9,36,37,38 et chez les patients atteints d’une maladie cardiaque sous-jacente, cependant, on ne sait que peu de choses concernant l’intensité de l’entraînement et l’arythmogenèse 4,5,6,7.
Pour surmonter cette limitation et améliorer les soins aux patients, d’autres recherches sur les effets liés à l’exercice sur l’électrophysiologie cardiaque sont nécessaires. Pour étudier les mécanismes fondamentaux et les adaptations moléculaires / cellulaires en réponse à la formation, différents modèles chez un certain nombre d’espèces animales ont été développés15. Compte tenu des avantages immanents mais aussi des limites de chaque modèle / espèce, les chercheurs doivent choisir celui qui convient le mieux à chaque question de recherche individuelle; En ce qui concerne l’électrophysiologie et l’arythmie, les modèles de souris 13,14,39,40 et de porc sont largement utilisés 13,14,41,42,43. Bien que des protocoles d’entraînement utilisant un tapis roulant motorisé aient été développés chez les porcs, il existe un certain nombre de défis importants, notamment (i) le comportement sédentaire des porcs, qui nécessite un conditionnement intensif en temps et en travail avant l’expérience, ainsi que des stimuli pour garder les porcs conformes pendant l’expérience et (ii) la taille et le poids corporels, ce qui peut empêcher l’entraînement chez les porcs plus âgés ou l’entraînement sur de longues périodes15, 44. Chez la souris, plusieurs protocoles d’exercice ont été développés, y compris l’entraînement sur tapis roulant motorisé, VWR, ou la natation17,18. Bien que le VWR imite le modèle de course naturel chez les rongeurs et soit moins stressant que les méthodes d’exercice forcé telles que la natation et l’entraînement sur tapis roulant, il présente également certains inconvénients45. La nature spontanée de la REV ne permet pas de contrôler l’intensité, la durée ou la fréquence de l’exercice, empêchant ainsi des expériences bien contrôlées. Dans les modèles de natation, la durée et l’intensité de l’entraînement peuvent être facilement réglementées, l’équipement nécessaire est simple et disponible à faible coût, et la méthode peut être établie dans la plupart des laboratoires de recherche46. Malgré ces avantages, l’étude de l’électrophysiologie dans un modèle de natation est difficile car il n’existe actuellement aucune option pour surveiller l’ECG pendant la natation. L’approche décrite dans ce protocole combine un système de télémétrie implantable avec un modèle d’exercice sur tapis roulant et surmonte ainsi les limites des autres modèles d’entraînement dans le contexte de la recherche en électrophysiologie47,48. L’utilisation d’un tapis roulant permet de contrôler diverses conditions d’exercice telles que l’intensité (inclinaison de la pente et vitesse de course) ou la durée. En outre, différents protocoles d’entraînement peuvent être étudiés, y compris l’entraînement d’endurance, l’entraînement par intervalles et les exercices aigus. En suivant ce protocole, il est désormais également possible d’enregistrer et de surveiller l’ECG à l’aide d’émetteurs de télémétrie implantables pendant que la souris fonctionne sur le tapis roulant.
Étant donné que les souris ne courent généralement volontairement que quelques minutes, des stimuli tels que tapoter leur dos avec de petits bâtons, souffler des bouffées d’air comprimé ou des stimuli électriques sont nécessaires. Ces stimuli, cependant, peuvent induire un stress psychologique, ce qui peut affecter considérablement la qualité des données expérimentales. Par conséquent, nous avons essayé de minimiser ces facteurs de stress en laissant la souris s’adapter au tapis roulant pendant une phase d’acclimatation, avec un incrément constant de vitesse et en utilisant une intensité de choc minimale à nulle comme décrit précédemment15,17,45.
En général, lors de l’enregistrement d’ECG, les artefacts de mouvement sont un problème majeur, en particulier pendant l’activité physique. En suivant le protocole proposé, les chercheurs seront en mesure d’acquérir des signaux ECG de bonne qualité permettant de distinguer et d’annoter clairement P, Q, R, S, T (Figure 3). Ainsi, divers paramètres ECG tels que la fréquence cardiaque, la variabilité de la fréquence cardiaque, l’intervalle PR, la durée QRS ou la durée QT peuvent être évalués de manière fiable avant, pendant et après l’entraînement à l’aide d’algorithmes logiciels automatisés. En outre, des arythmies telles que la tachyarythmie, la bradyarythmie ou les pauses peuvent être détectées. Comme les analyses de variabilité de la fréquence cardiaque - généralement effectuées pour étudier les effets du système nerveux autonome sur le cœur27,28 - dépendent d’une annotation suffisante des ondes R, la qualité des données peut être vérifiée par des valeurs SDRR similaires obtenues au repos et pendant l’entraînement par annotation automatisée, comme le montre la figure 6.
Comme toute technique expérimentale, cette méthode n’est pas sans embûches et comporte plusieurs étapes critiques. Des conditions stériles et un temps d’opération court sont des exigences pour une implantation réussie de l’émetteur, une cicatrisation adéquate des plaies et une récupération rapide des animaux après la chirurgie. Les sutures ne doivent pas être trop serrées, sinon elles provoqueront une nécrose cutanée. En général, l’intervention chirurgicale nécessite une expérience pratique et les résultats s’amélioreront avec le temps. Le positionnement de la dérivation influence le vecteur principal enregistré, les meilleurs résultats sont obtenus avec une position de dérivation raide à deux positions, car il en résulte des amplitudes d’ondes P et R plus élevées, qui à leur tour sont des exigences critiques pour une analyse ECG ultérieure. L’entraînement des souris peut être difficile car tous les animaux ne s’entraînent pas volontairement. Un protocole d’acclimatation bien conçu, y compris l’introduction à l’environnement du tapis roulant, des augmentations lentes de la vitesse de la bande transporteuse et une amélioration positive du bon comportement d’entraînement, par exemple avec des granulés alimentaires, peuvent aider à conditionner les animaux à mieux s’entraîner et à réduire le besoin de stimuli potentiellement interférents pendant les expériences. Il est important de réduire tous les stimuli au strict minimum, car ils peuvent affecter la qualité des données. Cependant, l’étape la plus critique est le positionnement optimal du récepteur de télémétrie pendant l’entraînement sur tapis roulant car il détermine directement la qualité des données obtenues. La position du récepteur doit être déterminée pour chaque paire d’animaux qui s’entraînent en même temps, car elle varie en fonction de la position exacte du dispositif de télémétrie et des sondes ainsi que du modèle de course de chaque animal. La position est trouvée par essais et erreurs, jugeant visuellement la qualité du signal en temps réel. Tous les traits ECG à analyser doivent être clairement visibles avant que les expériences puissent commencer. Compte tenu de la fréquence cardiaque murine élevée, de nombreux points de données s’accumulent même avec de courtes périodes d’enregistrement. Ceci et la faible amplitude globale du signal, conduisant naturellement à un rapport signal sur bruit plus faible chez les rongeurs que chez les humains ou les grands animaux, rendent l’analyse des données extrêmement difficile, comme nous l’avons déjà vu23. Une limitation majeure de ce protocole, outre l’équipement coûteux nécessaire pour effectuer la télémétrie et la formation sur tapis roulant, est la forte exigence technique sur l’intervention chirurgicale et sur l’analyse des données, limitant l’accessibilité aux débutants dans le domaine.
En somme, l’ECG est un outil brillant pour étudier l’électrophysiologie cardiaque et l’arythmogenèse. Chez l’homme, des tests d’effort pour enregistrer les ECG pendant l’exercice sont systématiquement effectués et permettent d’évaluer les effets associés à l’entraînement sur l’électrophysiologie cardiaque. Les souris sont les espèces les plus couramment utilisées dans la recherche, plusieurs protocoles d’exercice ont été développés, mais la surveillance de l’ECG en temps réel pendant l’entraînement n’était pas possible jusqu’à présent. Le protocole que nous proposons permet d’obtenir pour la première fois des enregistrements ECG pendant les périodes d’exercice chez la souris. Cela permettra aux chercheurs d’étudier à la fois les mécanismes liés à l’exercice conduisant à des adaptations cardiaques bénéfiques et à un remodelage proarythmique inadapté et aboutira ainsi éventuellement à une amélioration des soins aux patients à l’avenir.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation allemande pour la recherche (DFG; Clinician Scientist Program in Vascular Medicine (PRIME), MA 2186/14-1 à P. Tomsits), le Centre allemand de recherche cardiovasculaire (DZHK; 81X2600255 à S. Clauss), la Fondation Corona (S199/10079/2019 à S. Clauss), et l’ERA-NET sur les maladies cardiovasculaires (ERA-CVD; 01KL1910 à S. Clauss). Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la préparation des manuscrits.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 14-gauge needle | Sterican | 584125 | |
| Any mouse | e.g. Jackson Laboratories | ||
| Bepanthen | Bayer | 1578675 | |
| Carprofen 0.005 mg/µL | Zoetis | 53716-49-7 | |
| Data Exchange Matrix 2.0 (MX2) | Data Science International | Manages communication between PhysioTel and PhysioTel HD telemetry implants and the acquisition computer. | |
| Enrofloxacin 25 mg/ml | Baytril | 400614.00.00 | |
| Fentanyl 0.5 mg/10 mL | Braun Melsungen | ||
| Fine forceps | Fine Science Tools | 11295-51 | |
| Five Lane Treadmill for Mouse | Panlab - Harvard Apparatus | 76-0896 | Includes treadmill unit, touchscreen control unit, a sponge , and cables |
| Iris scissors | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Isoflurane 1 mL/mL | Cp-Pharma | 31303 | |
| Isoflurane vaporizer system | Hugo Sachs Elektronik | 34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910 | Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters |
| LabChart Pro 8.1.16 | ADInstruments | ||
| Magnet | Data Science International | ||
| Modified Bain circuit | Hugo Sachs Elektronik | 73-4860 | Includes an anesthesia mask for mice |
| Modular connectors | Data Science International | Connecting cables between Reciever, Signal Interface and Matrix 2.0 (MX2) | |
| Novafil s 5-0 | Medtrocin/Covidien | 88864555-23 | |
| Octal BioAmp | ADInstruments | FE238-0239 | Amplifier for recording Surface ECG |
| Octenisept | Schülke | 121418 | |
| Oxygen 5 L | Linde | 2020175 | Includes a pressure regulator |
| PhysioTel ETA-F10 transmitter | Data Science International | ||
| PhysioTel receiver RPC-1 | Data Science International | Signal reciever | |
| Ponemah 6.42 | Data Science International | ECG Analysis Software | |
| Powerlab | ADInstruments | 3516-1277 | Suface ECG Acquisition hardware device. Includes ECG electrode leads |
| Prism 8.0.1 | Graph Pad | ||
| Radio Device (Sony AF/AM) | Sony | ||
| Signal Interface | Data Science International | Acquires and synchronizes digital signals with telemetry data in Ponemah v6.x. | |
| Spring scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Surgical platform | Kent Scientific | SURGI-M | |
| Tergazyme 1% | Alconox | 13051.0 | Commercial cleaning solution |
| Tweezers | Kent Scientific | INS600098-2 |
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