É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Desenho e Implementação de um Modelo de Perfusão Pulmonar Ex Vivo de Rato

1.7K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/64740

⸱

26 de maio de 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Anesthesiology, University of Greifswald, 3Department of Physiology and Cell Biology, University of South Alabama, 4Department of Medicine, University of South Alabama, 5Center for Lung Biology, University of South Alabama, 6Anesthesiology, Tennessee Valley Healthcare System Veterans Affairs Medical Center, 7Pharmacology, Vanderbilt University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Os pulmões ex vivo são úteis para uma variedade de experimentos para coletar dados fisiológicos, excluindo as variáveis de confusão dos experimentos in vivo . As configurações comerciais geralmente são caras e limitadas nos tipos de dados que podem coletar. Descrevemos um método para construir uma configuração totalmente modular, adaptável para vários projetos de estudo.

Resumo

As preparações pulmonares ex vivo são um modelo útil que pode ser traduzido para muitos campos diferentes de pesquisa, complementando os modelos in vivo e in vitro correspondentes. Os laboratórios que desejam usar pulmões isolados precisam estar cientes das etapas importantes e dos desafios inerentes para estabelecer uma configuração acessível, confiável e que possa ser facilmente adaptada para se adequar ao tópico de interesse. Este artigo descreve um modelo DIY (faça você mesmo) para ventilação e perfusão pulmonar ex vivo de ratos para estudar os efeitos de drogas e gases no tônus vascular pulmonar, independentemente de alterações no débito cardíaco. A criação deste modelo inclui a) o projeto e a construção do aparelho e b) o procedimento de isolamento pulmonar. Esse modelo resulta em uma configuração mais econômica do que as alternativas comerciais e, no entanto, modular o suficiente para se adaptar a mudanças em questões específicas de pesquisa. Vários obstáculos tiveram que ser resolvidos para garantir um modelo consistente que seja capaz de ser usado para uma variedade de tópicos de pesquisa diferentes. Uma vez estabelecido, esse modelo provou ser altamente adaptável a diferentes questões e pode ser facilmente alterado para diferentes campos de estudo.

Introdução

As técnicas de perfusão pulmonar ex vivo (EVLP)1 tiveram um aumento no uso na última década como meio de estudar transplantes pulmonares2, isquemia/reperfusão3, metabolismo pulmonar4 e respostas imunes5. Pulmões isolados, mas intactos, ventilados e perfundidos oferecem a capacidade criticamente importante de avaliar diretamente a resposta dos pulmões, incluindo a vasculatura pulmonar, a possíveis intervenções e/ou terapêuticas sem potenciais fatores de confusão, como entrada neuronal e hormonal ou alteração hemodinâmica in vivo. Ao mesmo tempo, eles mantêm a interação fisiológica de ventilação e perfusão, em contraste com as condições in vitro. Uma proposta que analisa as respostas imunes nos pulmões5, por exemplo, precisa da mesma qualidade de dados que um estudo focado em aumentar o tamanho do pool de doadores6 para transplantes de pulmão. A EVLP pode ser usada em uma variedade de espécies, incluindo camundongos3, ratos 7,8,9,10,11,12, porcos 13 e humanos 2. Portanto, é necessário estabelecer um modelo que possa produzir dados confiáveis a partir de uma variedade de parâmetros experimentais diferentes. A relevância clínica será gerada em estudos subsequentes usando o modelo EVLP como ferramenta.

Embora as configurações comerciais estejam disponíveis para compra para a maioria das espécies, elas geralmente podem ter um custo proibitivo e confinar os pesquisadores a uma marca específica de equipamento e software proprietário. Qualquer desvio da configuração pronta para uso (por exemplo, ir de uma espécie para outra) requer previsão e trabalho em torno da configuração fornecida, o que pode ser difícil ou impossível. A seguir, uma configuração DIY (faça você mesmo) para pulmões isolados de ratos que é modular e econômica, bem como o procedimento cirúrgico para isolar os pulmões, são descritos.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

A parte in vivo dos experimentos (da anestesia geral à eutanásia) requer aprovação prévia do respectivo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC). Todos os procedimentos aqui descritos foram aprovados (número de protocolo M1700168) pela IACUC no Vanderbilt University Medical Center, Nashville, Tennessee, e foram realizados em conformidade com as diretrizes ARRIVE14. Antes da experimentação, todos os ratos foram alojados nas instalações de cuidados com animais do instituto, com acesso gratuito a água e comida. Incluindo diferentes estudos fora do alcance deste manuscrito, usamos um total de 148 ratos Sprague Dawley machos, de 7 a 10 semanas de idade, com peso entre 250 g e 400 g até o momento.

1. Construção de aparelhos

NOTA: Todas as peças, incluindo os respectivos fabricantes, estão listadas na Tabela de Materiais.

  1. Para manter cada equipamento no lugar, construa uma treliça personalizada para permitir fácil configuração e incorporação dos novos dispositivos (Figura 1). Prenda postes de alumínio (1 a 2 pés de comprimento, 1 cm de diâmetro, disponíveis em qualquer loja de ferragens) uns aos outros usando grampos cruzados para criar uma treliça 3D e coloque em uma bandeja de plástico (30 pol x 21 pol) para evitar derramamento de fluidos.
  2. Monte os transdutores de pressão a uma altura igual aos pulmões e conecte-os às linhas da artéria pulmonar (AP), veia pulmonar (VP) e ao tubo de ventilação.
    NOTA: Esses transdutores transmitem dados para seus respectivos bioamplificadores conectados ao sistema de aquisição de dados (DAQ) e seu software.
  3. Em vez de usar cânulas disponíveis comercialmente, crie cânulas personalizadas (Figura 2) a partir de segmentos de tubos de plástico rígido de 2 mm de largura que são alargados na extremidade, usando uma chama aberta para permitir a amarração segura das suturas. Dobre-os em forma de U para reduzir o estresse nos pulmões durante a suspensão e para caber na câmara pulmonar.
  4. Para fazer a câmara em que os pulmões devem ser ventilados e perfundidos, coloque um béquer de 1.000 mL dentro de um copo de 1.500 mL com banho-maria entre os dois e dentro do béquer de 1.000 mL, criando um banho-maria. Coloque esses béqueres em uma placa de aquecimento regulada para 48 °C, criando uma câmara para os pulmões que seja úmida e resistente às flutuações de temperatura.
  5. Manter o tampão para a experiência num balão volumétrico de 150 ml colocado numa placa de aquecimento regulada para 37 °C. Use uma barra de agitação magnética para circular o tampão dentro do copo. Ajuste o menisco do tampão a uma altura tal que fique 4 cm acima do pulmão, para criar uma pressão inata de 4 cmH2O na VP. Durante a cirurgia, certifique-se de que os pulmões do animal estejam na mesma altura do tampão para reduzir a formação de edema hidrostático.
    NOTA: O uso de um frasco minimiza a quantidade de área de superfície em contato com o ar ambiente, o que minimiza a difusão do gás.
  6. Use uma bomba de rolo para mover o buffer através de um circuito que consiste em uma serpentina de aquecimento e um coletor de ar antes de perfundir o pulmão. Reciclar o efluente do PV de volta para o balão volumétrico. Conecte a serpentina de aquecimento e o coletor de ar a um banho-maria circulante também regulado para 37 °C. Ajuste a temperatura do banho-maria de acordo com a velocidade da bomba, para que o perfusato tenha uma temperatura constante de 37 °C.

2. Procedimento

  1. Antes do início do experimento, prepare a configuração.
    1. Certifique-se de que o software esteja em execução (veja abaixo) e coletando dados corretamente.
    2. Calibre todos os transdutores de pressão diariamente para garantir que não estejam à deriva.
    3. Prepare o tampão (consulte a Tabela 1 para ingredientes para uma solução salina fisiológica com albumina de soro bovino a 4% [BSA]) e certifique-se de que o pH esteja em 7,4, usando HCl para ajustar de acordo. Configure o sistema de perfusão com tampão aquecido (Tabela 1) circulando por toda parte, garantindo que não haja bolhas de ar. Adicione BSA pelo menos 30 minutos antes do início do experimento para dar tempo suficiente para se dissolver. Na ausência de um oxigenador, borbulhe gás no tampão de perfusão antes da adição de BSA com uma composição gasosa de 65% de N2, 30% de O2 e 5% de CO2 para imitar os níveis de CO2 dos pulmões in vivo . Isso evita que a solução espume depois que o BSA é adicionado.
    4. Prepare a área de operação com todas as ferramentas cirúrgicas, suturas e fitas adesivas necessárias. Incline a prancha cirúrgica em um ângulo de 15°, de modo que o rato anestesiado possa ser posicionado com a cabeça elevada acima do resto do corpo, e o bloqueio traqueia e coração-pulmão possam ser manipulados facilmente.
    5. Usando equipamento de proteção individual adequado, pesar o rato e administrar uma injeção intraperitoneal de pentobarbital (65 mg / kg-1). Após 10 min, use uma pinça no dedo do pé para garantir que o plano cirúrgico da anestesia geral tenha sido alcançado. Administre mais anestésico, se necessário.
  2. Transfira o rato para a área de operação e fixe-o na placa cirúrgica prendendo as patas dianteiras separadamente, seguidas pelas patas traseiras juntas, certificando-se de que as patas dianteiras estejam soltas o suficiente para permitir que um reflexo de dor seja visualizado caso a anestesia não seja profunda o suficiente (Figura 3A).
  3. Prenda a cabeça do rato prendendo a boca com uma tira longa e fina atrás dos dentes da frente, sem restringir a língua ou o fluxo de ar para o rato que ainda respira espontaneamente (Figura 3B).
  4. Realize uma traqueostomia beliscando a pele acima da traqueia usando uma pinça e cortando com uma tesoura cirúrgica. Usando uma pinça curva, disseque sem rodeios o músculo e o tecido para alcançar a traqueia. Certifique-se de que não haja sangramento durante esta etapa.
    1. Passe uma pinça curva por baixo da traqueia e abra-a para permitir que haja espaço para passar suturas 3-0 por baixo, que podem ser pré-amarradas em um nó de caixa (Figura 3B). Faça uma pequena incisão entre os anéis de cartilagem da traqueia e insira a cânula traqueal (agulha 18 G modificada com tubo de 1 mm de diâmetro colado ao redor da ponta para criar um entalhe). Amarre a sutura, garantindo que nenhum ar possa escapar da incisão traqueal e que a cânula não esteja sobrecarregando a traqueia.
  5. Defina o ventilador para funcionar com uma mistura de gases de 30% O2, 5% CO2 e 65% N2, com um volume corrente (VT) de 10 mL / kg, uma pressão expiratória final positiva (PEEP) de 0 cmH2O e uma frequência de 60 respirações / min.
  6. Uma vez que a cânula traqueal esteja presa com a sutura, comece a ventilar o rato com as configurações acima.
    NOTA: O método cirúrgico utilizado foi adaptado de Nelson et al.9 e é descrito passo a passo.
  7. Remova o pelo do abdômen do rato usando uma grande tesoura cirúrgica e uma pinça.
    NOTA: Pomadas de depilação também podem ser usadas antes do início do experimento.
  8. Enquanto segura o processo xifóide com uma pinça, faça uma pequena incisão horizontal abaixo das costelas, garantindo que o diafragma permaneça intacto. Uma vez que os órgãos internos possam ser visualizados com segurança, amplie o corte horizontal para expor todo o diafragma.
  9. Tomando extremo cuidado para evitar perfurar os pulmões, injete heparina (3.000 U/kg-1) na veia cava inferior (VCI) com uma seringa de 22 G.
  10. Novamente, segure o processo xifóide com uma pinça e corte cranialmente ao longo do esterno enquanto visualiza constantemente os pulmões para evitar cortá-los.
  11. Para ver corretamente o bloqueio coração-pulmão, afaste a caixa torácica usando duas pinças grandes e certifique-se de evitar quebrar as costelas, o que pode resultar em um fragmento ósseo pontiagudo perfurando o pulmão (Figura 3C).
    NOTA: Uma vez aberta a caixa torácica, use uma PEEP de 2-3 cmH2O, definida por uma trava de água presa ao ramo expiratório do ventilador, para evitar atelectasia.
  12. Neste momento, corte o IVC para sacrificar o rato por exsanguinação. Certifique-se cuidadosamente de que pelo menos 1 minuto se passou desde a injeção de heparina (consulte a etapa 2.9) para dar tempo suficiente para circular e evitar microcoágulos nos pulmões.
  13. Ao colocar as cânulas de perfusão, verifique constantemente as pressões para garantir que não ocorram mudanças bruscas.
    NOTA: Um pico repentino de pressão enquanto a bomba está funcionando a uma velocidade constante indica formação de bloqueio, enquanto uma diminuição repentina pode indicar um vazamento.
  14. Apare qualquer excesso de timo para permitir uma visualização mais fácil da vasculatura pulmonar. Localize o PA, passe uma pinça pequena e curva por baixo e passe novamente uma sutura 3-0 por baixo e pré-amarre em um nó de caixa.
  15. Faça uma pequena incisão no ventrículo direito do coração e insira a cânula PA (feita de tubo de plástico de 2 mm de diâmetro alargado na extremidade usando uma chama aberta para permitir que as suturas sejam amarradas), sendo suave para evitar a ruptura da artéria adjacente. Fixe a cânula com sutura e perfusão, a partir de 1,5 mL/min-1 (Figura 3D).
  16. Extirpar imediatamente o ápice do coração para evitar um acúmulo de pressão nos pulmões. Usando uma pinça pequena e curva, rompa a válvula mitral e certifique-se visualmente de que a pinça possa entrar no átrio esquerdo sem restrições.
  17. Coloque uma sutura 3-0 pré-amarrada ao redor do coração abaixo do átrio (Figura 3E).
  18. Insira a cânula PV (construção semelhante à cânula PA) no átrio esquerdo e certifique-se de que o tampão possa fluir para fora dela antes de amarrar a sutura.
    NOTA: É fundamental que a cânula fotovoltaica seja colocada além da válvula mitral para garantir que possa ser amarrada adequadamente, sem ser colocada muito fundo a ponto de ferir a VP ou sobrecarregar o fluxo (Figura 3E). Tome cuidado extra ao amarrar a sutura, pois amarrá-la muito solta resulta em perda de fluxo, enquanto amarrá-la muito apertada pode danificar o coração, enfraquecendo a colocação da cânula e potencialmente causando vazamentos.
  19. Apare o excesso de tecido entre a cavidade torácica e a incisão da traqueostomia usando uma tesoura de ponta romba para evitar danificar a traqueia. Certifique-se de que toda a traqueia abaixo da cânula traqueal e todo o bloqueio coração-pulmão estejam visíveis.
  20. Remova o bloqueio coração-pulmão e a traqueia segurando a cânula traqueal e excisando o tecido conjuntivo atrás da traqueia com uma tesoura curva de ponta romba, deixando o esôfago preso para suporte estrutural extra (Figura 3F).
  21. Aumente gradualmente a vazão até um fluxo máximo de 40 mL/kg-1/min-1. Deixe os primeiros 50 mL de tampão fluírem para fora do sistema para remover quaisquer citocinas inflamatórias que possam ser liberadas ( Figura 3G ).
  22. Mova suavemente os pulmões isolados para a câmara de banho-maria criada com os dois béqueres. Certifique-se de que o PA, PV ou cânula traqueal não fique torcido em nenhum ponto ao mover os pulmões ou pendurá-los.
    NOTA: A prevenção da atelectasia durante a recuperação pulmonar e a conexão com a configuração é importante, especialmente quando a PPEV é usada para pulmões já danificados ou quando intervenções antes da PPEV são planejadas. Isso pode ser conseguido, por exemplo, por um pequeno clipe na traqueia após a inspiração antes da transferência para o ventilador15.

3. Aquisição de dados

  1. Para coleta de dados, use qualquer conversor analógico-digital e sistema DAQ disponível comercialmente.
  2. Preste atenção para que a frequência de amostragem seja suficiente para a finalidade dada (200 Hz aqui) e que todos os parâmetros dependentes relevantes de bioamplificadores e outros dispositivos de entrada sejam coletados simultaneamente (pressão das vias aéreas, PA e pressão PV escolhida para este protocolo)16.
  3. Registre parâmetros independentes (por exemplo, velocidade de perfusão, taxa de ventilação, composição do gás ventilado, composição do eletrólito tampão e peso pulmonar).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Após 10 min de estabilização e leituras basais, randomizamos um primeiro conjunto de 10 ratos Sprague Dawley machos em cinco pequenos grupos: isquemia global sem fluxo por 5, 7,5, 8, 9 ou 10 min (n = 2 por grupo) seguida de reperfusão; Esses experimentos preliminares limitados de determinação de dose foram conduzidos para identificar o maior tempo de isquemia possível para ainda permitir ventilação e reperfusão suficientes antes do eventual desenvolvimento de um aumento precipitado e irreversível na pressão das vias aére...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Mais de 100 experimentos foram realizados com sucesso em nosso laboratório usando essa configuração. O design modular desta configuração personalizada deu grande flexibilidade a possíveis mudanças nos requisitos experimentais. Enquanto outras configurações utilizam um desoxigenador18 para imitar o consumo constante de oxigênio e a produção de CO2 pelos órgãos-alvo, esse modelo simplificado não empregou esse recurso, devido ao foco no estudo dos efeitos de diferentes composições de gases...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse, financeiros ou outros.

Agradecimentos

O apoio foi fornecido, em parte, por um Prêmio de Revisão de Mérito (101 BX003482) do Serviço de P&D do Laboratório Biomédico do Departamento de Assuntos de Veteranos dos EUA, uma doação do NIH (5R01 HL123227), um Prêmio de Projeto Transformativo (962204) da American Heart Association e por fundos institucionais concedidos ao Dr. Riess. O Dr. Balzer recebeu financiamento não relacionado da Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fundação Alemã de Pesquisa), projeto número BA 6287/1-1. Os autores gostariam de agradecer a Matthew D. Olsen, Chun Zhou, Zhu Li e Rebecca C. Riess por suas valiosas contribuições para o estudo.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Copo de vidro de 1.000 mLPyrex, Chicago, IL
Copo de vidro de 1.500 mLPyrex, Chicago, IL
Câmara de conformidade do coletor de arRadnoti130149
BioamplificadoresCWE IncBPM-832
ClampsFisher ScientificS02626
DAQ (Aquisição de Dados)Nacional Instrumentos, Austin, TXNI USB-6343
Misturador de GásCWE Inc, Ardmore, PABobina de Aquecimento GSM-4
Radnoti, Covina, CA158822
Placa de AquecimentoThermo Fisher Scientific, Waltham, MA11-100-49SH
HeparinaPfizerW63422
LabVIEW Sistema de Desenvolvimento Completo 2014National Instruments
PentobarbitalDiamondback DrugsG2270-0235-50
Sonda pH700OAKTON, Vernon Hills, IL EW-35419-10
Banho-maria PolystatCole-ParmerEW-12121-02
Ventilador para roedoresAparelho Harvard, Holliston, MAModelo 683
Bomba de RoloCole-Parmer, Wertheim, Alemanha Ismatec REGLO Digital MS 2/8
Sprague Dawley RatCharles River, Wilmington, MACódigo da cepa 001
VetScan i-STATAbraxis, Chicago, ILi-STAT 1

Referências

  1. Uhlig, S., Taylor, A. E. Methods in Pulmonary Research. , Birkhäuser. (1998).
  2. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).
  3. Stone, M. L., et al. Ex vivo perfusion with adenosine A2A receptor agonist enhances rehabilitation of murine donor lungs after circulatory death. Transplantation. 99 (12), 2494-2503 (2015).
  4. Valenza, F., et al. The consumption of glucose during ex vivo lung perfusion correlates with lung edema. Transplantation Proceedings. 43 (4), 993-996 (2011).
  5. Sayner, S. L., et al. Paradoxical cAMP-induced lung endothelial hyperpermeability revealed by Pseudomonas aeruginosa ExoY. Circulation Research. 95 (2), 196-203 (2004).
  6. McAuley, D. F., et al. Clinical grade allogeneic human mesenchymal stem cells restore alveolar fluid clearance in human lungs rejected for transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 306 (9), L809-L815 (2014).
  7. Pego-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: first Brazilian experience using the IL-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplantation Proceedings. 42 (2), 444-447 (2010).
  8. Noda, K., et al. Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (3), e54-e60 (2014).
  9. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. Journal of Visualized Experiments. (96), e52309(2015).
  10. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  11. Watson, K. E., Segal, G. S., Conhaim, R. L. Negative pressure ventilation enhances acinar perfusion in isolated rat lungs. Pulmonary Circulation. 8 (1), 2045893217753596(2018).
  12. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (1), L61-L70 (2020).
  13. Hozain, A. E., et al. Multiday maintenance of extracorporeal lungs using cross-circulation with conscious swine. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (4), 1640-1653 (2020).
  14. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), e1000412(2010).
  15. van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. A. M., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  16. Cleveland, W. J., et al. Implementation of LabVIEW as a virtual instrument in a cost-effective isolated lung setup. The FASEB Journal. 33 (1), 846(2019).
  17. Jamieson, S. W., Stinson, E. B., Oyer, P. E., Baldwin, J. C., Shumway, N. E. Operative technique for heart-lung transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 87 (6), 930-935 (1984).
  18. Liu, M., et al. Alterations of nitric oxide synthase expression and activity during rat lung transplantation. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 278 (5), L1071-L1081 (2000).
  19. Riess, M. L., et al. Glucose measurements in blood-free balanced salt solutions with three devices (i-STAT®, glucose test strips and ACCU-CHEK® Aviva). Anesthesia and Analgesia. 128 (5), 924(2019).
  20. Menezes, A. Q., et al. Comparison of Celsior and Perfadex lung preservation solutions in rat lungs subjected to 6 and 12 hours of ischemia using an ex-vivo lung perfusion system. Clinics. 67 (11), 1309-1314 (2012).
  21. Riess, M. L., et al. Electrolyte measurements in blood-free balanced salt solutions - comparison of i-STAT® with ABL80. Anesthesia and Analgesia. 130 (5), 984(2020).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Modelo de Pulmão de RatoIsolamento PulmonarCanulação TraquealVasculatura PulmonarBloco Coração-PulmãoIsquemia ReperfusãoCânula da Artéria PulmonarPeso Úmido e Seco
Desenho e Implementação de um Modelo de Perfusão Pulmonar Ex Vivo de Rato
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.