Summary
Dans cette étude, une série de méthodes sont présentées pour préparer des échantillons DESI-MSI provenant d’usines, et une procédure d’installation d’assemblage DESI, d’acquisition de données MSI et de traitement est décrite en détail. Ce protocole peut être appliqué dans plusieurs conditions d’acquisition d’informations de métabolome spatial chez les plantes.
Abstract
L’utilisation médicinale de la médecine traditionnelle chinoise est principalement due à ses métabolites secondaires. La visualisation de la distribution de ces métabolites est devenue un sujet crucial en science végétale. L’imagerie par spectrométrie de masse peut extraire d’énormes volumes de données et fournir des informations de distribution spatiale à leur sujet en analysant des tranches de tissu. Avec l’avantage d’un débit élevé et d’une plus grande précision, l’imagerie par spectrométrie de masse par électronébulisation par désorption (DESI-MSI) est souvent utilisée dans la recherche biologique et dans l’étude de la médecine traditionnelle chinoise. Cependant, les procédures utilisées dans cette recherche sont compliquées et inabordables. Dans cette étude, nous avons optimisé les procédures de sectionnement et d’imagerie DESI et développé une méthode plus rentable pour identifier la distribution des métabolites et catégoriser ces composés dans les tissus végétaux, en mettant l’accent sur les médecines traditionnelles chinoises. L’étude encouragera l’utilisation du DESI dans l’analyse des métabolites et la normalisation de la médecine traditionnelle chinoise et de la médecine ethnique pour les technologies liées à la recherche.
Introduction
La visualisation de la distribution des métabolites est devenue un sujet crucial dans la science des plantes, en particulier dans la médecine traditionnelle chinoise, car elle dévoile le processus de formation de métabolites spécifiques dans la plante. En ce qui concerne la médecine traditionnelle chinoise (MTC), il fournit des informations sur les composants actifs et guide l’application des parties de plantes dans les applications pharmaceutiques. Normalement, la visualisation des métabolites est réalisée par hybridation in situ, microscopie à fluorescence ou immunohistochimie, mais le nombre de composés détectés par ces expériences transmet des informations chimiques limitées. Combinée à la coloration tissulaire, l’imagerie par spectrométrie de masse (MSI) peut fournir une grande quantité de données et fournir des informations sur la distribution spatiale des composés en scannant et en analysant des coupes de tissu au niveaumicronique 1. MSI utilise des analytes pour la désorption et l’ionisation de la surface de l’échantillon, suivie d’une analyse de masse des ions en phase vapeur résultants et de l’application d’un logiciel d’imagerie pour intégrer les informations et tracer une image bidimensionnelle enregistrant une abondance d’ions spécifique. Cette technologie permet de déterminer à la fois des molécules exogènes et endogènes en détectant la distribution caractéristique des médicaments et de leurs métabolites induits dans les tissus et organes cibles 2,3,4,5.
Diverses modalités d’imagerie de la SEP ont été développées au cours des dernières décennies; les plus importants d’entre eux sont le MSI basé sur l’ionisation par électropulvérisation de désorption (DESI-MSI), la désorption/ionisation laser assistée par matrice (MALDI) et la spectrométrie de masse à ions secondaires (SIMS)6. DESI-MSI est souvent utilisé dans la recherche biologique en raison de son fonctionnement atmosphérique, de son débit élevé et de sa plus grande précision7. MALDI a été appliqué pour identifier un fragment de transthyrétine comme biomarqueur néphrotique potentiel de la gentamicine et pour analyser la distribution du métabolite neurotoxique 1-méthyl-4-phénylpyridinium après la prise en charge de la 1-méthyl-4-phényl-1,2,3,6-tétrahydropyridine dans le cerveau de souris 8,9. MALDI et DESI ont été utilisés pour déterminer la composition de structures cristallines induites par des médicaments dans le rein de lapins traités; Ces structures sont principalement composées de métabolites formés par la déméthylation et/ou l’oxydation du médicament10. De plus, le MSI a été appliqué à la localisation de la distribution métabolique de la toxicité des médicaments dans les organes cibles. Cependant, les cellules dans les tissus végétaux varient et sont différentes des animaux et nécessitent des procédures de sectionnement spéciales.
Chez les plantes, en utilisant l’imagerie MALDI, jusqu’à présent, la distribution de différents composés dans la tige de blé (Triticum aestivum), le soja (Glycine max), les graines de riz (Oryza sativa), les fleurs et racines d’Arabidopsis thaliana et les graines d’orge (Hordeum vulgare) a été analysée 11,12,13,14,15,16,17,18 . Des études récentes ont rapporté que DESI-MSI émerge dans l’analyse des métabolites des médicaments et produits naturels, en particulier dans les MTC telles que Ginkgo biloba, Fuzi et Artemisia annua L 19,20,21. Dans ces études, les protocoles de préparation des échantillons de matériel végétal diffèrent, et certains nécessitent un équipement plus complexe, comme un microtome de congélation. DESI-MSI a des exigences strictes pour la planéité de surface de l’échantillon détecté. Lors de l’analyse de l’organe ou du tissu d’un animal, l’échantillon est généralement fabriqué par cryo-sectionnement22. Cependant, la procédure de cryosection est compliquée et plus coûteuse, et la méthode de température de coupe optimale (OCT) adhésive couramment utilisée a un signal fort lors de l’imagerie. En outre, les tissus médicinaux de la MTC varient; par exemple, la racine de Salvia miltiorrhiza, connue sous le nom de Danshen en chinois, est utilisée en médecine, tandis que dans Zisu (Perilla frutescens), la feuille est utilisée23,24. Par conséquent, il est nécessaire d’améliorer les procédures de préparation des échantillons afin de promouvoir l’utilisation du DESI dans l’analyse des métabolites pour la MTC.
En tant qu’herbe vivace et MTC couramment utilisée, S. miltiorrhiza a été initialement enregistrée dans la plus ancienne monographie de médecine, Shennong’s Classic of Materia Medica (connu sous le nom de Shennong Bencao Jing en chinois). Dans cette étude, nous avons optimisé les procédures de sectionnement et d’imagerie DESI et développé une méthode plus rentable pour identifier la distribution et catégoriser les composés dans les tissus de S. miltiorrhiza. Cette méthode peut également pallier les inconvénients liés aux tissus secs - qu’ils se fracturent généralement facilement sous le souffle d’azote - et favoriser le développement de la MTC. L’étude favorisera la normalisation de la MTC/médecine ethnique pour les technologies liées à la recherche.
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Protocol
1. Préparation de l’échantillon
- Ramassez les racines et les feuilles nettoyées d’une plante de Salvia miltiorrhiza âgée de 2 ans (figure 1A) et tranchez directement à la main une épaisseur transversale d’environ 3 à 5 mm. Ensuite, collez l’échantillon sur une lame de verre de microscope à adhérence à l’aide d’un ruban adhésif double face (Figure 1B).
REMARQUE : Assurez-vous que la taille de la bande recto-verso est supérieure à celle de l’échantillon. Si les tissus sont séchés, faites-les tremper dans de l’eau ou 4% de paraformaldéhyde pendant la nuit avant de les trancher. - Placez une autre lame de verre de microscope au-dessus de l’échantillon et enveloppez les deux lames de verre avec un film d’étanchéité comme un sandwich (Figure 1C). Congeler l’échantillon sandwich à -80 °C pendant au moins 4 h, puis le soumettre à un vide à air pendant 2 h (figure 1D) avec les paramètres de réglage suivants : température du piège à -75-82 °C et jauge à vide à 2,5 à 3,7 Pa.
REMARQUE: Assurez-vous que les deux lames de verre sont parallèles lors de l’emballage du film d’étanchéité pour garder la surface de l’échantillon intacte. Si les tissus végétaux ont une teneur élevée en humidité, prolongez le temps de vide à 3 h. Ne pas dépasser 5 h, sinon les tissus se fractureront facilement. - Conserver les échantillons sandwich à -80 °C jusqu’à l’analyse. Amener les échantillons à température ambiante dans un dessiccateur pour éviter la condensation sur la surface de l’échantillon. Ensuite, soumettez l’exemple à une application matricielle.
2. Installation de l’unité d’ionisation par électropulvérisation de désorption (DESI)
- Mettre en œuvre la configuration du détecteur et l’étalonnage de masse de l’instrument en mode ESI; effectuer la configuration du détecteur à l’aide de leucine enképhaline (LE) dans une solution eau-acétonitrile (1:1 v/v) et effectuer l’étalonnage de masse avec le formate de sodium (NaFA) dans une solution eau-isopropanol (1:1 v/v).
- Retirez la source ESI et montez l’unité DESI sur le spectromètre de masse. Connectez l’alimentation en gaz N2 à l’unité DESI et réglez la pression du gaz à environ 0,5 MPa (Figure 2A). Il n’est pas nécessaire de ventiler l’instrument lors de l’échange de sources.
- Remplir la seringue de 5 mL avec du LE et de l’acide formique dans une solution eau-méthanol (1:9 v/v) et fixer la seringue à la pompe à seringue haute performance pour fournir un solvant pour l’ionisation des produits chimiques dans l’échantillon (Figure 2B).
- Fixez un solvant capillaire à la seringue et au pulvérisateur DESI (figure 2C). Le solvant fournissant le capillaire est un capillaire standard de 75 μm de diamètre intérieur et de 375 μm de diamètre extérieur; il est plutôt étroit et se bloque facilement par les impuretés, donc les solvants utilisés dans les processus de numérisation doivent être de qualité MS et filtrés avant utilisation pour réduire le risque de blocage.
- Démarrez la pompe à seringue et réglez la vitesse de perfusion à 2 μL/min pour obtenir un débit et une pulvérisation constants du solvant (Figure 2B). Éteignez la vanne de gaz N2 , puis après environ 15 s allumez-la; Une petite goutte de solvant sera soufflée sur la scène et la pulvérisation peut être vue si le flux de solvant est dans un état constant.
- Ajustez la position du pulvérisateur en fonction de l’angle de pulvérisation, de l’axe XYZ, de la saillie et de la hauteur (Figure 2D). Utilisez des marqueurs rouges et noirs comme références pour optimiser le signal de spectrométrie de masse, afin d’obtenir une intensité de signal supérieure à 1 x 105 en mode sensibilité (Figure 2E).
- La saillie du pulvérisateur est le facteur le plus important qui affecte l’intensité du signal; régler la saillie en changeant le protecteur de gaz N2 avec une clé de 5 mm. La direction de pulvérisation influence la qualité de l’image de masse; Faites pivoter le pulvérisateur jusqu’à ce que le jet soit droit. Une fois que la saillie est ajustée à la meilleure position d’intensité du signal, essayez de ne pas la modifier lors de l’échange de sources.
- Après toutes les étapes ci-dessus, la configuration est prête pour les expériences, et la configuration est normalement stable pendant >3 semaines d’utilisabilité, observée après la configuration initiale.
3. Acquisition d’images DESI-MS
- Pour DESI-MSI, n’effectuer aucun prétraitement de l’échantillon. Pour les échantillons qui ont déjà un prétraitement, minimisez les étapes de prétraitement autant que possible. Par exemple, certains échantillons ne peuvent être réalisés qu’avec un support de montage, alors retirez l’excès de média sur les lames si possible.
- Prenez une image de l’échantillon sur la diapositive (Figure 3A). Ne touchez pas la surface de l’échantillon pour éviter toute prise d’impureté.
- Placez la glissière sur la position de la plaque sur la scène DESI. La scène a deux positions de plaque, A et B; Il est important de se rappeler la bonne position. Utilisez des glissières standard (75 mm x 25 mm) ou une glissière complète, sinon la glissière ne rentrera pas dans la position et ne pourra pas être maintenue de manière stable. Une diapositive complète (120 mm x 80 mm) peut accueillir jusqu’à quatre diapositives et dispose donc d’une zone beaucoup plus grande pour les expériences.
- Ouvrez le logiciel de traitement d’image de masse haute définition, définissez une nouvelle plaque dans l’onglet Acquérir et sélectionnez la bonne position de plaque (A ou B) et le type de plaque. Sur la page de sélection d’image, sélectionnez les quatre coins de la diapositive, puis l’image est ajustée automatiquement à l’orientation correcte (Figure 3A).
- Définir les paramètres MS; le type d’expérience couramment utilisé est le mode DESI-MS, dans lequel seul l’ion parent sera détecté. L’instrument ne peut utiliser qu’une seule polarité dans une expérience; Par conséquent, sélectionnez la polarité comme positive ou négative. Pour obtenir plus d’informations sur les produits chimiques en petites quantités, appliquez le mode sensibilité (Figure 3B).
- Dessinez un rectangle pour définir la zone de numérisation dans l’onglet Modèle et définissez la taille en pixels. En règle générale, pour le mode DESI-MS, gardez les tailles X et Y du pixel égales. Définissez la fréquence de numérisation sur 5 fois la taille en pixels (Figure 3C).
- Enregistrez le projet et exportez une feuille de calcul pour le logiciel d’acquisition de spectrométrie de masse.
- Ouvrez le logiciel d’acquisition de spectrométrie de masse, importez la feuille de calcul et enregistrez-la en tant que nouvelle liste d’échantillons. Appuyez sur Démarrer l’exécution pour lancer l’analyse MSI. Plusieurs images peuvent être ajoutées à la file d’attente des expériences en important davantage de feuilles de calcul.
4. Traitement des données DESI-MSI et visualisation
- Chargez le fichier de données de l’échantillon dans le logiciel de traitement d’image de masse et définissez les paramètres pour le traitement d’image DESI (Figure 3D). Comme la leucine enképhaline a été utilisée pour la masse de verrouillage interne, et que la masse de verrouillage est le seul point pour identifier la polarité de l’expérience, il est d’une grande importance de définir la masse de verrouillage correcte. Définissez les valeurs suivantes : pour le mode positif : 556.2772 ; Pour le mode négatif : 554.2620.
- Il est possible de construire une liste de produits chimiques cibles, auquel cas le résultat du traitement se concentrera sur les produits chimiques de la liste cible. Chargez le fichier de données traitées pour visualiser l’image DESI de l’échantillon. Cliquez sur le bouton « Normalisation » pour normaliser les données par chromatographie ionique totale (TIC) afin d’obtenir l’intensité relative d’un produit chimique spécifique à la référence, puis différents échantillons peuvent être comparés les uns aux autres (Figure 3E).
- Dessiner une région d’intérêt (ROI) et copier plusieurs copies sur l’exemple d’image; Les retours sur investissement peuvent être réalisés sur différentes images. Sélectionnez tous les ROI et exportez l’analyse multivariée (MVA) pour extraire les informations MS de tous les ROI pour MVA (Figure 3F).
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Representative Results
Ce protocole peut conduire à l’identification et à la distribution de composés dans des échantillons de plantes. Dans l’image MS d’un m / z spécifique, la couleur de chaque pixel représente l’intensité relative du m / z, peut donc être associée à la distribution naturelle et à l’abondance de l’ion métabolite dans l’échantillon. Plus l’abondance du produit chimique à la position de collecte est élevée, plus la couleur est brillante. La barre de l’image (Figure 4A-D) montre le dégradé des couleurs. Ici, nous avons sélectionné deux composés précieux dans l’utilisation médicinale de S. miltiorrhiza. Comme le montre la figure 4A-D, la distribution des composés cibles, Tanshinone IIA (m/z : 333.0893, M+H) et l’acide rosmarinique (m/z : 705.1848, 2M+H-O), est visible dans différentes zones de la racine. Pendant ce temps, le composé Danshenol A (m/z : 297.1127, M+H ; m/z : 335.0686, M+K) a été détecté dans la feuille, comme le montre la figure 4E-H. La distribution des composés peut être utilisée pour guider l’utilisation de la partie de la plante dans des applications médicales; en outre, les données MVA exportées peuvent être appliquées pour effectuer une analyse métabolomique plus poussée.
Figure 1 : Méthode de préparation des échantillons. (A) La plante (Salvia miltiorrhiza) utilisée dans cette recherche. La flèche rouge indique le tissu prélevé sous forme d’échantillon. (B,C) Schéma montrant comment faire un échantillon sandwich. D) Vide d’air des échantillons. La température réglée est de -83,1 ± 3 °C et la plage de vide est de 3 à 5 Pa. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Équipement et appareil de l’unité DESI-MSI. (A) Vue de face de l’ensemble DESI. (B) Pompe à seringue. (C) Capillaire pulvérisateur. (D) Vue de dessus de l’assemblage DESI. E) Optimisation du signal. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Acquisition, analyse des données et visualisation par DESI-MSI. (A) Chargez l’image dans le logiciel de traitement d’image de masse et sélectionnez les coins de la diapositive pour ajuster l’image à la bonne orientation. (B) Définissez les paramètres MS, définissez la plage de balayage m / z et sélectionnez le mode positif ou négatif. (C) Définissez la zone de numérisation, la résolution de l’image et la vitesse de numérisation. (D) Définir les paramètres de traitement : nombre de masses cibles, masse de verrouillage, fréquence et durée de l’échantillon. (E) Charger le résultat et normaliser les données. Sélectionnez le m/z attendu dans la liste de masse pour afficher l’image MS du m/z. (F) Dessinez les régions d’intérêt (ROI) sur l’image MS et exportez MVA pour l’analyse métabolomique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Imagerie par spectrométrie de masse des sections de racines et de feuilles entières. (A-D) Images montrant la distribution spatiale de deux composés sélectionnés dans la racine. (E-H) Images montrant la distribution spatiale de deux composés sélectionnés dans la feuille. La couleur de chaque pixel représente l’intensité relative du m / z et peut donc être associée à la distribution naturelle et à l’abondance de l’ion métabolite dans tout l’échantillon. Plus l’abondance du produit chimique à la position de collecte est élevée, plus la couleur est brillante. La barre dans les images montre le dégradé des couleurs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
L’émergence de la technologie MS a ouvert une nouvelle perspective dans la recherche sur les produits naturels au niveau moléculaire au cours des dernières années24. L’instrument MS, avec sa sensibilité élevée et son débit élevé, permet une analyse ciblée et non ciblée des métabolites dans les produits naturels, même avec une concentration à l’état de traces25. Par conséquent, la SEP est actuellement largement utilisée dans le domaine de la chimie de la médecine traditionnelle chinoise (MTC). La recherche qualitative et quantitative sur la composition chimique de la MTC peut fournir des informations sur les ingrédients du médicament et de son composé associé, ce qui non seulement fournit une référence appropriée pour la recherche pharmacologique, mais fournit également la base pour la construction d’un système de normes de qualité pour la MTC26. En outre, dans les produits naturels, les signatures métaboliques sont généralement liées aux caractéristiques morphologiques et histologiques27; Par conséquent, il est très utile de mener une analyse in situ pour identifier le mécanisme et la réponse des plantes à diverses conditions de stress biotiques et abiotiques28. Toutefois, étant donné que les échantillons destinés à l’analyse traditionnelle de la SEP sont des solutions d’extraits d’un certain produit naturel ou de ses parties spécifiques, la SM n’obtient pas d’informations sur la distribution spatiale ou temporelle des métabolites dans les échantillons. La technique MSI, une technologie relativement nouvelle développée il y a seulement deux décennies, obtient des métabolites à partir des échantillons de produits naturels, analyse l’information moléculaire à la fois qualitativement et quantitativement, et enregistre les informations spatio-temporelles. Par la suite, à l’aide d’outils de cartographie, les coordonnées 2D ou 3D de molécules spécifiques peuvent être simulées29.
La technique DESI-MSI utilisée dans cette étude est une nouvelle technique MSI développée en 2004 par le groupe de Cooks à l’Université Purdue (États-Unis)30. Comparé à d’autres techniques MSI utilisées tôt, y compris la spectrométrie de masse ionique secondaire (SIMS)31, l’ionisation par désorption laser assistée par matrice (MALDI)32 et l’ionisation par électropulvérisation par ablation laser (LAESI)33, DESI présente plusieurs avantages. SIMS et MALDI ont tous deux besoin d’un environnement à vide poussé pour ioniser les échantillons, et pour MALDI, les échantillons doivent être montés sur une surface conductrice7. En outre, la préparation des échantillons pour ces trois techniques implique plusieurs étapes compliquées. DESI, en tant que nouvelle technique ESI, est basée sur un principe d’ionisation douce similaire à l’ionisation par électronébulisation (ESI) en spectrométrie de masse par chromatographie liquide (LC-MS)30. Par conséquent, les ions détectés sont pour la plupart des ions quasi-moléculaires, et une fragmentation peut également être effectuée si nécessaire, ce qui pallile à l’inconvénient de l’ionisation dure dans la technique SIMS, générant des ions secondaires qui peuvent insulter la perte d’information7. DESI fonctionne dans des conditions ambiantes, il n’a donc pas besoin de beaucoup de temps pour atteindre la condition de travail après avoir placé des échantillons dans l’appareil. En raison du principe d’ionisation destructive minimisée, il est possible d’exécuter des expériences à plusieurs reprises sur un échantillon, donc aucun échantillon supplémentaire n’est nécessaire pour un deuxième mode (négatif ou positif).
Cet article décrit principalement une méthode rentable de préparation d’échantillons de plantes et d’imagerie à l’aide de la technique DESI-MSI. Dans cette méthode, l’épaisseur transversale de l’échantillon ne joue aucun rôle clé; Au lieu de cela, la surface plane de l’échantillon est cruciale, ce qui est garanti par le sandwich air-vide. Dans le cas des plantes, la préparation des échantillons DESI peut être réalisée de différentes manières et jouer un rôle clé dans l’imagerie de la SEP. Les feuilles sont souvent problématiques car elles présentent une surface de cuticule irrégulière, molle et de cire, ce qui peut entraîner un faible signal pendant l’imagerie, tandis que la racine contient une teneur élevée en lignine et est facile à fracturer pendant l’imagerie. Des travaux antérieurs ont montré que la racine de S. miltiorrhiza était cryosectionnée sur un microtome cryostat lors de l’analyse DESI-MSI, alors que la feuille était préparée par impression34. Cependant, la méthode d’empreinte pourrait induire une perte d’intensité du signal lors de l’imagerie MSI en raison de la dissolution rapide des métabolites déposés sur la surface du verre. Avec ce protocole (étape 1.2), comme prévu, les sections de la racine (Figure 4A,B) et de la feuille (Figure 4E,F) restent intactes pendant l’imagerie MS. En outre, la méthode de préparation des échantillons, par cyto-section avec un microtome cryostat, est coûteuse en raison de la machine coûteuse.
Bien que notre méthode présente de nombreux avantages par rapport à d’autres techniques, il y a encore quelques limites. Tout d’abord, la découpe manuelle des échantillons (étape 1.1) nécessite une pratique pour maintenir l’épaisseur de la section transversale appropriée. En outre, la résolution spatiale et l’intensité maximale du DESI sont relativement faibles par rapport à MALDI. Malgré l’imperfection, tous les avantages font de la technique DESI une méthode rapide et rentable pour étudier la distribution spatio-temporelle des métabolites dans les plantes. En outre, DESI-MSI a déjà été utilisé dans le domaine de la médecine, de la microbiologie et de la chimie des produits naturels35. Avec la popularité croissante et l’amélioration rapide dans plusieurs dimensions de cette technique, elle obtiendra de plus en plus d’applications dans tous les domaines relatifs à l’avenir7.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation des sciences naturelles de la province du Sichuan (n ° 2022NSFSC0171) et le programme de talent Xinglin de l’Université de TCM de Chengdu (n ° 030058042).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Propanol | Fisher | CAS:67-63-0 | HPLC grade |
| Acetonitrile | Sigma-aldrich | Number-75-05-8 | LC-MS grade |
| Adhesion Microscope slides | Citotest scientific | 80312-3161 | Microscope glass slides can adhere to the sample |
| Air cooled dry vacuum pump | EYELA | FDU-2110 | Air-vaccum equipment at -80°C |
| Formic Acid | ACS | F1089 | 64-18-6 | LC-MS grade |
| LE (Leucine Enkephalin) | Waters | 186006013-1 | LC-MS grade |
| Methanol | Sigma-aldrich | Number-67-56-1 | LC-MS grade |
| Parafilm | Bemis Company | sc-200288 | Laboratory Sealing Film |
| Paraformaldehyde | Sigma-aldrich | V900894 | Reagent grade |
| Q-Tof Mass Spectrometer with DESI source | Waters | Synapt XS |
References
- Buchberger, A. R., DeLaney, K., Johnson, J., Li, L. Mass spectrometry imaging: a review of emerging advancements and future insights. Analytical Chemistry. 90 (1), 240-265 (2018).
- Karlsson, O., Hanrieder, J. Imaging mass spectrometry in drug development and toxicology. Archives of Toxicology. 91 (6), 2283-2294 (2016).
- Qiu, Z. -D., et al. Real-time toxicity prediction of Aconitum stewing system using extractive electrospray ionization mass spectrometry. Acta Pharmaceutica Sinica B. 10 (5), 903-912 (2020).
- Wang, Z., et al. In situ metabolomics in nephrotoxicity of aristolochic acids based on air flow-assisted desorption electrospray ionization mass spectrometry imaging. Acta Pharmaceutica Sinica B. 10 (6), 1083-1093 (2020).
- Jiang, H., Gao, S., Hu, G., He, J., Jin, H. Innovation in drug toxicology: Application of mass spectrometry imaging technology. Toxicology. 464, 153000 (2021).
- Unsihuay, D., Mesa Sanchez, D., Laskin, J. Quantitative mass spectrometry imaging of biological systems. Annual Review of Physical Chemistry. 72, 307-329 (2021).
- Parrot, D., Papazian, S., Foil, D., Tasdemir, D. Imaging the unimaginable: desorption electrospray ionization-imaging mass spectrometry (DESI-IMS) in natural product research. Planta Medica. 84 (9-10), 584-593 (2018).
- Meistermann, H., et al. Biomarker discovery by imaging mass spectrometry: transthyretin is a biomarker for gentamicin-induced nephrotoxicity in rat. Molecular & Cellular Proteomics. 5 (10), 1876-1886 (2006).
- Kadar, H., et al. MALDI mass spectrometry imaging of 1-methyl-4-phenylpyridinium (MPP+) in mouse brain. Neurotoxicity Research. 25 (1), 135-145 (2014).
- Bruinen, A. L., et al. Mass spectrometry imaging of drug related crystal-like structures in formalin-fixed frozen and paraffin-embedded rabbit kidney tissue sections. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27 (1), 117-123 (2016).
- Mullen, A. K., Clench, M. R., Crosland, S., Sharples, K. R. Determination of agrochemical compounds in soya plants by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Communication in Mass Spectrometry. 19 (18), 2507-2516 (2005).
- Robinson, S., Warburton, K., Seymour, M., Clench, M., Thomas-Oates, J. Localization of water-soluble carbohydrates in wheat stems using imaging matrix-assisted laser desorption ionization mass spectrometry. New Phytologist. 173 (2), 438-444 (2007).
- Yoshimura, Y., Zaima, N., Moriyama, T., Kawamura, Y. Different localization patterns of anthocyanin species in the pericarp of black rice revealed by imaging mass spectrometry. PLoS One. 7 (2), 31285 (2012).
- Jun, J. H., et al. High-spatial and high-mass resolution imaging of surface metabolites of Arabidopsis thaliana by laser desorption-ionization mass spectrometry using colloidal silver. Analytical Chemistry. 82 (8), 3255-3265 (2010).
- Shroff, R., Vergara, F., Muck, A., Svatos, A., Gershenzon, J. Nonuniform distribution of glucosinolates in Arabidopsis thaliana leaves has important consequences for plant defense. Proceeding of the National Academy of Sciences. 105 (16), 6196-6201 (2008).
- Vrkoslav, V., Muck, A., Cvacka, J., Svatos, A. MALDI imaging of neutral cuticular lipids in insects and plants. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 21 (2), 220-231 (2010).
- Sarsby, J., Towers, M. W., Stain, C., Cramer, R., Koroleva, O. A. Mass spectrometry imaging of glucosinolates in Arabidopsis flowers and siliques. Phytochemistry. 77, 110-118 (2012).
- Peukert, M., et al. Spatially resolved analysis of small molecules by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometric imaging (MALDI-MSI). New Phytologist. 193 (3), 806-815 (2012).
- Li, B., et al. Interrogation of spatial metabolome of Ginkgo biloba with high-resolution matrix-assisted laser desorption/ionization and laser desorption/ionization mass spectrometry imaging. Plant, Cell & Environment. 41 (11), 2693-2703 (2018).
- Liu, Y., et al. Unveiling dynamic changes of chemical constituents in raw and processed Fuzi with different steaming time points using desorption electrospray ionization mass spectrometry imaging combined with metabolomics. Frontiers in Pharmacology. 13, 842890 (2022).
- Liao, B., et al. Allele-aware chromosome-level genome assembly of Artemisia annua reveals the correlation between ADS expansion and artemisinin yield. Molecular Plant. 15 (8), 1310-1328 (2022).
- Jones, E. E., Gao, P., Smith, C. D., Norris, J. S., Drake, R. R. Tissue biomarkers of drug efficacy: case studies using a MALDI-MSI workflow. Bioanalysis. 7 (20), 2611-2619 (2015).
- Jia, Q., et al. Salvia miltiorrhiza in diabetes: A review of its pharmacology, phytochemistry, and safety. Phytomedicine. 58, 152871 (2019).
- Zhang, Y., et al. Incipient diploidization of the medicinal plant Perilla within 10,000 years. Nature Communication. 12 (1), 5508 (2021).
- Tong, Q., et al. Biosynthesis-based spatial metabolome of Salvia miltiorrhiza Bunge by combining metabolomics approaches with mass spectrometry-imaging. Talanta. 238 (2), 123045 (2022).
- Jarmusch, A. K., Cooks, R. G. Emerging capabilities of mass spectrometry for natural products. Natural Product Reports. 31 (6), 730-738 (2014).
- Aksenov, A. A., da Silva, R., Knight, R., Lopes, N. P., Dorrestein, P. C. Global chemical analysis of biology by mass spectrometry. Nature Reviews Chemistry. 1 (7), 1-20 (2017).
- Feng, H., Pan, G. X. Application of High Resolution Mass Spectrum in the analysis of the chemical constituents in traditional Chinese drug. Journal of Liaoning University of TCM. 14 (8), 40-42 (2012).
- Ho, Y. N., Shu, L. J., Yang, Y. L. Imaging mass spectrometry for metabolites: technical progress, multimodal imaging, and biological interactions. Wiley Interdisciplinary Reviews-Systems Biology and Medicine. 9 (5), (2017).
- Hemalatha, R. G., Pradeep, T. Understanding the molecular signatures in leaves and flowers by desorption electrospray ionization mass spectrometry (DESI-MS) imaging. Journal of Agricultural and Food chemistry. 61 (31), 7477-7487 (2013).
- Petras, D., Jarmusch, A. K., Dorrestein, P. C. From single cells to our planet-recent advances in using mass spectrometry for spatially resolved metabolomics. Current Opinion in Chemical Biology. 36, 24-31 (2017).
- Takats, Z. Mass spectrometry sampling under ambient conditions with desorption electrospray ionization. Science. 306 (5695), 471-473 (2004).
- Castaing, R., Slodzian, G.
- Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular imaging of biological samples: localization of peptides and proteins using MALDI-TOF MS. Analytical Chemistry. 69 (23), 4751-4760 (1997).
- Nemes, P., Vertes, A. Laser ablation electrospray ionization for atmospheric pressure, in vivo, and imaging mass spectrometry. Analytical Chemistry. 79 (21), 8098-8106 (2007).
