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Modelo de balão de venoplastia de veia cava inferior de roedores

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DOI:

10.3791/66820

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24 de maio de 2024

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1Section of Vascular Surgery, Department of Surgery, University of Michigan, 2Surmodics, Inc.

Neste artigo

Resumo

O protocolo apresenta um modelo de roedor de sobrevivência para testar intervenções com balão de venoplastia (VB) em veias profundas não trombóticas, trombóticas e pós-trombóticas.

Resumo

A venoplastia por balão é uma técnica clínica comumente usada para tratar estenose e oclusão venosa profunda como consequência de trauma, anormalidades anatômicas congênitas, trombose venosa profunda aguda (TVP) ou implante de stent. A obstrução venosa profunda crônica é caracterizada histopatologicamente por trombose, fibrose ou ambas. Atualmente, nenhum tratamento direto está disponível para atingir esses processos patológicos. Portanto, é necessário um modelo animal in vivo confiável para testar novas intervenções. O modelo de balão de venoplastia de venoplastia de veia cava inferior (VCI) de sobrevivência de roedores (VBM) permite o estudo da venoplastia por balão em condições não trombóticas e pós-trombóticas em vários pontos de tempo. O efeito local e sistêmico dos balões de venoplastia revestidos e não revestidos pode ser quantificado por meio de ensaios de tecido, trombo e sangue, como reação em cadeia da polimerase em tempo real (RT-PCR), western blot, ensaio de imunoabsorção enzimática (ELISA), zimografia, análise celular da parede venosa e do trombo, ensaios de sangue total e plasma e análise histológica. O VBM é reprodutível, replica intervenções cirúrgicas humanas, pode identificar alterações proteicas locais na parede venosa e permite múltiplas análises da mesma amostra, diminuindo o número de animais necessários por grupo.

Introdução

As obstruções venosas profundas causadas por trombos não resolvidos são uma consequência comum da trombose venosa profunda (TVP) e são uma das causas da síndrome pós-trombótica (PTS), custando bilhões de dólares em saúde e impactando significativamente a qualidade de vida 1,2,3. A SPT é uma patologia inflamatória única com consequentefibrose da parede venosa4 não totalmente capturada em modelos de TVP de pequenos animais 5,6,7 e, mais importante, modelos anteriores não podem avaliar a resposta a intervenções terapêuticas. As obstruções venosas trombóticas são frequentemente tratadas com implante de stent e venoplastia por balão 8,9; tais intervenções são dificultadas por uma alta taxa de reintervenção devido à reestenose e oclusão 10,11,12.

Apesar da disponibilidade de balões revestidos com medicamentos para tratar estenoses/oclusões arteriais específicas, não existem para veias profundas. O mecanismo molecular por trás da reestenose é pouco compreendido nas veias e não tem terapia direta4. Portanto, nosso objetivo é apresentar um modelo animal que possa testar terapêuticas administradas localmente por meio de balões de venoplastia simulando obstruções pós-trombóticas venosas profundas. Este modelo reproduz a condição pós-trombótica e avalia como diferentes tipos de balões de venoplastia afetam a parede da veia in vivo.

Protocolo

O protocolo a seguir segue as políticas e diretrizes do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade de Michigan (UMICH), os Princípios do Governo dos EUA para a Utilização e Cuidado de Animais Vertebrados Usados em Testes, Pesquisa e Treinamento e as diretrizes ARRIVE 2.0. O contrato de Garantia de Bem-Estar Animal da UMICH está em conformidade com OLAW e USDA e é totalmente credenciado pela AAALAC International. Este protocolo foi aprovado com o número de identificação PRO00010841. Foram utilizados ratos Sprague Dawley machos da raça externa do Charles River Laboratories, pesando 450 g e 15 semanas de idade.

1. Anestesia de ratos

  1. Retirar os animais de sua gaiola e colocá-los em uma câmara de gás de indução pré-operatória anestésica a 5% de isoflurano e oxigênio a 100% a uma taxa de fluxo de 0,8 a 1 L/min (controlada por vaporizador) para induzir a anestesia geral.
  2. Sedar os ratos na câmara de indução anestésica, removê-los da câmara, pesar, lubrificar os olhos com pomada oftálmica estéril e, em seguida, colocá-los em decúbito dorsal em um dispositivo de aquecimento de circulação de água quente. Confirme a profundidade adequada da anestesia usando reflexo pedal (pinça firme do dedo do pé).
  3. Depile o abdômen ventral com uma tesoura elétrica. Mantenha a anestesia geral a 2,5% de isoflurano e oxigênio a 100% a 0,8 a 1 L/min com um circuito sem reinalação através de um cone nasal.

2. Ultrassonografia de rato

  1. Monitore avaliações fisiológicas, incluindo frequência respiratória, frequência cardíaca e temperatura, durante a imagem.
  2. Para imagens abdominais da Veia Cava Inferior (VCI), aplique gel condutor e oriente o transdutor em uma posição transversal. Enquanto predefine o vascular periférico, use o modo de imagem bidimensional ou o modo B, abaixe a sonda linear (10 MHz) no centro do abdômen, ajustando a profundidade com a pressão até que os vasos abdominais sejam visualizados.
  3. Diferencie a VCI da aorta abdominal avaliando a compressibilidade e avaliando o fluxo usando o modo Doppler colorido e pulsado com uma sonda linear de alta frequência (10 mHz).
    1. Ao aplicar a compressão com a sonda de ultrassom, diferencie os dois, pois a VCI é compressível, enquanto a aorta mantém sua forma e patência.
  4. Avalie a direção e a velocidade do fluxo sanguíneo usando Doppler colorido e pulsado. A janela Doppler colorida representa o fluxo em direção à sonda em vermelho e flui para longe da sonda em azul. Mude o instrumento para o modo Doppler de onda de pulso (modo Duplex) para avaliar a direção e a velocidade do fluxo sanguíneo ao longo do tempo. Adquira as imagens de fluxo necessárias usando a ferramenta de captura de imagem automatizada da máquina de ultrassom (as especificações exatas para aquisição de imagens podem variar entre os sistemas de ultrassom).
    1. Use o seguinte método de avaliação: a aorta tem fluxo sanguíneo em direção à sonda e uma forma de onda trifásica, enquanto a VCI tem fluxo espontâneo para longe da sonda com uma amplitude muito menor.
    2. Se a VCI proximal exibir uma forma de onda normal, mas uma forma de onda não fásica ou ausente (plana) for detectada distalmente, explore a possibilidade de uma obstrução venosa entre esses pontos de exame.
  5. Uma vez localizada a VCI, identifique a seção intermediária, que fica na porção do terço médio, inferior às veias renais e superior à bifurcação da VCI, provavelmente onde as veias lombares estão localizadas.
  6. Meça na seção intermediária da VCI o diâmetro de parede a parede na vista transversal usando a imagem transversal do modo B, registrando o diâmetro mais largo do vaso. A aquisição de imagens pode variar em diferentes aparelhos de ultrassom. Armazene dados usando discos compactos (CDs) em arquivos DICOM.

3. Microcirurgia e recuperação de ratos

  1. Limpe o abdômen com esfoliante de clorexidina embebido em gaze e solução de clorexidina 3x para garantir uma condição cirúrgica asséptica.
  2. Coloque filme plástico esterilizado como um envoltório cirúrgico para cobrir o tórax do rato e a área abdominal, os botões do microscópio (ampliação e foco) e a ocular.
  3. Faça uma incisão na linha média ventral (3 cm) aproximadamente 2 cm abaixo do processo xifóide com tesoura de íris através da pele e da parede abdominal, expondo o conteúdo abdominal. Use gaze estéril embebida em solução salina de 2 polegadas x 2 polegadas para refletir os intestinos para o lado direito do animal.
  4. Para exposição à VCI, faça uma dissecção romba usando um aplicador estéril com ponta de algodão. Coloque um espéculo de arame na incisão, permitindo a visualização da VCI.
  5. Cauterize todos os ramos lombares da VCI usando uma cauterização de ponta fina de baixa temperatura, desde as veias renais até a bifurcação ilíaca, e ligue os ramos laterais com pontos de polipropileno inabsorvíveis 7-0.
  6. Coloque um microclipe vascular curvo proximal na VCI, que é separada da aorta e logo abaixo das veias renais. Coloque um microclipe reto na VCI distal, que é separada da aorta e superior à bifurcação da VCI.
  7. Coloque um 8-0 sutura de ponto em U de náilon caudal à veia renal esquerda centrada na superfície anterior da VCI.
  8. Insira um fio-guia afiado de 0,014 mm com o balão de venoplastia recarregado, retrógrado ao fluxo sanguíneo para a VCI infrarrenal, caudal ao microclipe curvo.
  9. Avance o balão para o meio da VCI usando a técnica de Seldinger. Remova o fio-guia afiado e infle o balão de venoplastia por 3 min com um alongamento excessivo de 10% a 15% da VCI usando uma seringa de insuflação de 20 mL para gerar pressão positiva em uma faixa de 0-30 Atm. Lave todos os sistemas com solução salina estéril antes da canulação da VCI para evitar embolia gasosa.
    NOTA: Uma VCI de 2,8 mm seria submetida a venoplastia a 3,22 mm (15% de sobreestiramento). A pressão de enchimento necessária para atingir o alongamento desejado é determinada pelas características do balão e está disponível na embalagem do fabricante.
  10. Aperte o ponto em U após a deflação e remoção do balão de venoplastia. Remova os microclipes.
  11. Feche o local da laparotomia em duas camadas. Use uma sutura sintética absorvível de poliglactina 5-0 em um padrão contínuo para fechar a parede abdominal e a pele.
  12. Administrar suspensão injetável de liberação prolongada de buprenorfina, 0,65 mg/kg subcutâneo (SC) no pós-operatório como analgésico para ratos, uma vez que não interfere nos painéis de biomarcadores de moléculas inflamatórias para análise de proteínas.
  13. Recupere os ratos em uma gaiola individual, observe no pós-operatório (30 min) sob uma lâmpada de aquecimento (distância mínima - 24 polegadas de distância da gaiola) e, em seguida, retorne às suas unidades de alojamento originais.
  14. Para os animais sham de cada grupo experimental, realizar apenas a dissecção, sem a ligadura, cauterização e canulação dos ramos da VCI.
  15. Para condições pós-trombóticas, coloque um microclipe vascular reto proximal na VCI, que é separada da aorta, logo abaixo das veias renais, por 24 h. Use as mesmas técnicas de dissecação e fechamento.
    1. Verifique os sinais ultrassonográficos de oclusão da VCI, que incluem a visualização do clipe da VCI, a confirmação da VCI distal sem fluxo e as veias ilíacas comuns distendidas. Os pontos de tempo de acompanhamento podem ser personalizados para atender às especificações do estudo.
    2. Para observar as alterações fisiológicas que estão sendo modeladas, selecione pontos de tempo nas primeiras 72 h para a formação precoce de trombos e de 3 a 7 dias pós-procedimento para resolução posterior dos trombos. Os pontos de tempo posteriores testados neste modelo incluem 7 a 28 dias 5,13.
  16. Use as técnicas nas etapas 3.5-3.9 para venoplastia por balão pós-trombótica com as seguintes ressalvas: Uma pressão insufladora mais alta pode ser necessária para atingir o alongamento excessivo desejado, pois o diâmetro da VCI aumenta em condições pós-trombóticas.
  17. Realize a eutanásia de acordo com as recomendações estabelecidas pelas atuais Diretrizes da American Veterinary Medical Association sobre eutanásia para roedores, realizando dois métodos confirmatórios (remoção de sangue e remoção de órgãos vitais) para garantir que o animal não reviva.

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Figura 1: Distribuição das medidas duplex transabdominais do diâmetro transverso da VCI (seção infrarrenal média). A medida foi feita pelo peso do animal. Não foi encontrada correlação significativa entre o peso e o diâmetro da VCI. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. Preparação da amostra

  1. Realize a transferência confirmatória de tecido de balões de venoplastia revestidos com medicamentos usando a técnica de ensaio de cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC).
  2. Disseque a VCI e a aorta e remova-a em bloco para inclusão em parafina fixada em formalina e análise histológica.
  3. Para análise de proteínas, use tampão RIPA em uma concentração diluída de 60.000 μg/g de amostra, processe com um homogeneizador de tecidos em ambientes de baixa temperatura a 4 °C e armazene a -80 °C após o processamento.

Resultados

O VBM é um modelo que avalia o efeito dos balões de venoplastia no controle completo da hemostasia. Primeiramente, quantificamos o diâmetro da VCI (seção infrarrenal média), conforme mostrado na Figura 1, para o correto dimensionamento do balão. Em segundo lugar, a técnica microcirúrgica passo a passo desenvolvida é ilustrada na Figura 2, e também mostramos exemplos das etapas críticas na Figura 3. Observe a abordagem retrógrada usada para a canulação da VCI com o fio-guia afiado.

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Figura 2: Técnica microcirúrgica para o teste de balões de venoplastia em ratos. A técnica utilizada é descrita aqui. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 3: Imagens in vivo da técnica de implantação. (A) Controle hemostático. (B) Ponto em U na VCI infrarrenal. (C) Inserção do fio através de ponto em U com balão revestido de sirolimus de 3 mm. (D) Implantação retrógrada de venoplastia por balão (revestido com Sirolimus). Abreviaturas: VCI = veia cava inferior; AO = Aorta; CBV = Venoplastia por balão revestido. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Outras medidas normais dos vasos venosos e distinções entre a VCI e a aorta estão destacadas na Figura 4. Os achados ultrassonográficos trombóticos estão incluídos na Figura 5. Por fim, uma comparação entre o diâmetro da ultrassonografia pré-operatória e as medidas pós-trombóticas pode ser observada na Figura 6. A velocidade média do fluxo Doppler pulsado (mm/s) na veia cava inferior antes e após a colocação do clipe do vaso é mostrada na Figura 7.

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Figura 4: Imagens duplex transabdominais representativas, com exemplos de cálculo do diâmetro da VCI transversal. (A) VCI proximal. (B) VCI infrarrenal média. (C) VCI distal. Análise com Doppler colorido de (D) VCI infrarrenal média e (E) Aorta abdominal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 5. Imagens mostrando imagens de colocação pré e pós-clipe. (A) Achados de ultrassom pós-colocação do clipe confirmando a oclusão da VCI. (B) Fluxo proximal e distal da aorta. (C) Fluxo proximal da VCI. (D) Veias ilíacas comuns. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 6. Imagens de ultrassom. A ultrassonografia muda antes e depois de 15 min, 30 min e 45 min, confirmando a oclusão da VCI. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 7: Velocidade média do fluxo Doppler pulsado. Velocidade média de fluxo (mm/s) na veia cava inferior antes e após a colocação do clipe (**: P ≤ 0,01, teste de Mann-Whitney realizado). As barras de erro mostram o erro padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Para analisar o resultado de diferentes intervenções de venoplastia com novos revestimentos, recomendamos a medição de proteínas eficazes que possam demonstrar o efeito no alvo do medicamento de interesse. Para o balão de venoplastia revestido com sirolimus usado aqui, medimos os níveis de proteína AKT fosforilada (p-AKT) de lisados de VCI de ratos, confirmando a inibição da via mTOR, uma vez que p-AKT é uma proteína a jusante que diminui em resposta ao sirolimus14,15. Podemos observar na Figura 8 como, após a venoplastia com balão revestido (CBV), a p-AKT é significativamente diminuída em comparação com o grupo simulado.

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Figura 8: Níveis de proteína p-AKT. Níveis de proteína de lisados de VCI de rato de venoplastia simulada vs. venoplastia por balão revestido (CBV) em condições normais confirmando o efeito no alvo com inibição da via mTOR usando balões revestidos com venoplastia de sirolimus. (**: P ≤ 0,01, teste de Mann-Whitney realizado). As barras de erro mostram o erro padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

O VBM pode ser realizado em ratos ≥ 250 g usando balões na faixa de 2,5-3,5 mm. Para ratos com mais de 750 g, a técnica é limitada por uma maior quantidade de tecido adiposo na cavidade abdominal e no tamanho do órgão, em vez de alterações no diâmetro da VCI. A partir de nossa experiência, descobrimos que 10 ou mais animais por grupo são necessários para obter significância estatística entre os grupos para análise de proteínas da parede venosa ou ensaios de atividade e histologia. O controle periódico da temperatura e a vigilância da frequência respiratória durante as intervenções cirúrgicas são de grande importância para garantir o sucesso do procedimento, bem como o manejo pós-cirúrgico diligente.

O VBM é seguro (taxa de sobrevida de 91,2%, 83/91 procedimentos realizados) e reprodutível com um tempo médio de procedimento de 30 min. A morbidade relacionada ao procedimento inclui complicações anestésicas (1%, 1/91), efeitos adversos de opioides (1%, 1/91), sangramento (2,1%, 2/91) e trombose (4,3%, 4/91). O sangramento da VCI foi significativamente reduzido durante o desenvolvimento do modelo usando uma abordagem de canulação retrógrada da VCI com o ponto de inserção próximo à VCI infrarrenal, que oferece um ângulo mais amplo para inserção do fio com menos interferência dos órgãos abdominais. Além disso, durante as fases de inserção e insuflação, recomendamos um assistente cirúrgico para garantir a pressão administrada correta, o tempo de insuflação e a retração do fio-guia afiado. Após a desinsuflação, a recuperação correta do balão de venoplastia precisa ser garantida para evitar que a parede da VCI seja rasgada no ponto de inserção. As medições de pressão são seguidas pelo fabricante para evitar hiperinsuflação e ruptura do balão. Essas medidas em geral contribuem para uma abordagem mais estável, diminuindo as complicações hemorrágicas e melhorando a sobrevivência dos animais.

O sangramento da VCI também pode ser atenuado com as seguintes precauções. Primeiro, verifique a cauterização completa dos ramos posteriores e ligaduras dos ramos laterais. Isso também garante a reprodutibilidade dos achados com base na análise prévia de ligadura-estase da VCI de roedores 5,16,17. Em segundo lugar, verificar a oclusão correta com os clipes proximal e distal para garantir o controle hemostático completo. Por fim, verifique a oclusão completa da sutura do ponto em U após a remoção do balão antes de remover os clipes da VCI. Se houver sangramento, uma leve pressão sobre a VCI com um aplicador com ponta de algodão até que o controle hemostático seja alcançado geralmente interromperá o sangramento. Agentes de controle hemostático adicionais, como gelatina absorvível em pó, podem ser usados em caso de sangramento.

As complicações trombóticas devem ser mínimas se a insuflação do balão, a desinsuflação e o tempo de fechamento da sutura do ponto em U forem inferiores a 5 min. A anticoagulação pode ser administrada, se necessário. Até o momento, não existe um procedimento totalmente percutâneo para mimetizar as venoplastias com balão minimamente invasivas que são realizadas atualmente em humanos. O tamanho do vaso de acesso (veia femoral de rato) é significativamente menor (0,81 mm em média)18 do que o diâmetro externo da menor bainha 4F disponível comercialmente (1,61 mm) que seria necessária para um procedimento completamente endovascular. As limitações incluem a necessidade de microcirurgiões qualificados e a necessidade de equipamentos especializados.

Em conclusão, o modelo VBM simula de perto o cenário clínico de venoplastia venosa profunda após TVP. É uma ferramenta valiosa para estudar o efeito endovascular dos balões de venoplastia na VCI com diferentes alternativas de medicamentos em vários momentos. As aplicações futuras para esta técnica incluem o teste pré-clínico de outros dispositivos médicos, incluindo stents, cateteres de trombectomia, revestimentos de balão e novas terapêuticas farmacológicas.

Divulgações

Nenhum conflito de interesse foi declarado.

Agradecimentos

Este estudo é apoiado pela bolsa de pesquisa em Ciências Básicas do American Venous Forum (AVF) 2023 e pela Surmodics, Inc.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
3-0 DemeCRYLDemeTechG183019F4P12 por caixa
5-0 DemeCRYLDemeTechG285017B0P12 por caixa
7-0 DemeLENEDemeTechPM197011F13M12 por caixa
8-0 DemeLONDemeTechNL868007C7P12 por caixa
Aplicador de Clipe AnguladoSCANLAN3795-01A7-1/4″ (18,5 cm)
Baxter 0.9% Garrafa de Irrigação de Cloreto de SódioBaxterSKU: 195-7124Garrafa de 1000mL
Bovie Cautery Baixa Temperatura Ponta FinaSimetria Surgical IncAA0010/bx
BuprenorfinaFidelis Saúde AnimalSKU- 0991141.3mg/mL, 3mL
CD (Sprague Dawley) RatosCharles RiverCódigo de Cepa 001Macho, 400 gm
Temporizador Rastreável Clip-ItPRODUTOS RASTREÁVEISCat. Aplicador de Ponta de Algodão No. 5046
3"Dukal Corporation922-00037BX1001000/BOX
Detergente e Pré-molho para Instrumentos Cirúrgicos EnzimáticosMedlineMDS88000B91 Gal
OptixcareSKU-06544120gm 
Sistema de Terapia de Aquecimento/Resfriamento Localizado Gaymar T/Pump StrykerStrykerTP700
Heifetz Microclips 12mmx2.25mmSCANLAN3795-20Microclips Heifetz Reto
12mmx2.25mmSCANLAN3795-28Microclips Heifetz Curvados
8mmx1.75mm SCANLAN3795-14Microclips Retos
Heifetz 8mmx1.75mm SCANLAN3795-18Dispositivo
inflação curvado Merit MedicalIN4130BasixCOMPAK com Display Analógico
IsofluranoMFR VETONESKU-501017100mL, Líquido para Inalação
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, E-tankMedlineMDM1630
Fio Guia AfiadoPersonalizado
Estéril Feliz Press-n-SealGlad SKU # PSS-140ETO Esponjas
de Gaze Não Tecidas Estéreis Expostas 2s 4ply 4x4 MedlineSKU PRM21444H100Ct
Microscópio cirúrgico ZeissS100 / OPMI pico
Esfoliante Cirúrgico & Lavagem à mãoVetoquinolNDC: 17030-003-16
Gel de ultrassomMedlineCTR0013058,5 onças, 12/CS
Sistema de ultrassomSiemensACUSON Antares3-D, Cor, Onda contínua (CW), Onda pulsada (PW), Potência CW/CW Balão de
venoplastiapersonalizado
de de 16 onças espectral

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