Artigo de método

Implante de dispositivo de telemetria sem fio em um modelo ovino de Fontan para monitorização hemodinâmica contínua e de longo prazo

1.2K vistas

⸱

DOI:

10.3791/68068

⸱

2 de maio de 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Regenerative Medicine, Abigail Wexner Research Institute at Nationwide Children's Hospital, 2Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3Biomedical Sciences Graduate Program, The Ohio State University College of Medicine, 4Department of Pediatric Cardiology, Nationwide Children's Hospital, 5Department of Pediatric Surgery, Nationwide Children's Hospital

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve a metodologia cirúrgica para implantar um dispositivo de telemetria sem fio para animais de grande porte para permitir a coleta contínua e de longo prazo de dados hemodinâmicos, incluindo frequência cardíaca, pressão arterial, pressões de veia cava inferior e superior e ritmo cardíaco.

Resumo

Embora o procedimento de Fontan melhore drasticamente a expectativa de vida de pacientes com ventrículo único, é bem reconhecido que a circulação resultante causa uma carga significativa de doença a longo prazo como consequência de pressões venosas centrais cronicamente elevadas e diminuição do débito cardíaco. Os modelos animais crônicos de Fontan são um recurso valioso para estudar os resultados fisiológicos tardios associados a esta operação e uma ferramenta necessária na avaliação de futuros dispositivos projetados para aliviar a falha de Fontan. No entanto, tentativas anteriores de criação de modelos crônicos de Fontan foram prejudicadas por baixas taxas de sobrevivência. Além disso, a coleta eficaz de dados hemodinâmicos representa um desafio significativo em animais em movimento livre. Para esse fim, o uso de sistemas de telemetria implantáveis sem fio fornece uma nova solução para monitoramento em tempo real e de longo prazo de dados cardiovasculares. Este protocolo descreve a metodologia para implantação cirúrgica de um dispositivo de telemetria sem fio em um modelo ovino de sobrevivência de Fontan, facilitando o registro contínuo e contínuo de vários parâmetros hemodinâmicos, incluindo frequência cardíaca, pressão arterial e pressões localizadas na veia cava inferior (VCI) e superior (VCS). Foram implantados dispositivos de telemetria com canulação da artéria carótida e veia jugular interna ou artéria e veia femoral, para colocação de cateteres pressóricos na aorta ascendente e VCS ou aorta abdominal e VCI, respectivamente. O uso dos sistemas de telemetria sem fio permitiu um monitoramento pós-operatório rigoroso após uma operação de Fontan em estágio único, o que contribuiu para melhorar o bem-estar e a sobrevivência dos animais.

Introdução

O desenvolvimento da operação de Fontan em 1971 levou a melhorias significativas nos resultados para pacientes com ventrículo único1. O objetivo desta operação é separar o retorno venoso sistêmico e pulmonar ao coração, aumentando assim a oxigenação sistêmica e aliviando a carga volêmica no ventrículo sistêmico. Desde a sua introdução, inúmeras modificações foram feitas na abordagem cirúrgica. Atualmente, a circulação extracorpórea total do coração direito é mais frequentemente alcançada por meio da reconstrução em estágios 2,3. Normalmente, o primeiro estágio é realizado durante a primeira semana de vida4. Os pacientes são submetidos a um segundo estágio, que consiste no procedimento de Glenn ou hemi-Fontan, para redirecionar o fluxo sanguíneo da veia cava superior (VCS) para a artéria pulmonar (AP)5. Segue-se o procedimento de Fontan, que envolve a criação de um conduto extracardíaco ou túnel lateral entre a veia cava inferior (VCI) e a AP6. Avanços cirúrgicos como os realizados ao longo da história do procedimento de Fontan não poderiam ter sido alcançados sem o uso de modelos animais7.

Embora o procedimento de Fontan melhore drasticamente a expectativa de vida de pacientes com ventrículo único, é bem reconhecido que a circulação resultante, que opera sem uma bomba subpulmonar, causa carga significativa de doença em longo prazo como consequência de pressões venosas centrais (PVC) cronicamente elevadas e diminuição do débito cardíaco 8,9,10,11,12 . Modelos animais crônicos de Fontan são um recurso valioso para estudar os resultados fisiológicos tardios associados a esta operação13. A coleta ativa de dados de parâmetros cardiovasculares, como PVC, frequência cardíaca e outros sinais vitais, para capturar as alterações hemodinâmicas pós-operatórias é essencial para uma avaliação abrangente do desenvolvimento da fisiopatologia. Além disso, os modelos animais são uma ferramenta necessária para testar a capacidade de novos dispositivos de assistência ventricular projetados para aliviar as deficiências hemodinâmicas da circulação de Fontan in vivo 14,15,16,17,18,19.

No entanto, a coleta eficaz de dados representa um desafio significativo. As técnicas invasivas baseadas em cateter são limitadas por sua natureza transitória, riscos de procedimento associados e incapacidade de monitorar a condição do animal por longos períodos. Além disso, tentativas anteriores de criar um modelo de Fontan de animais de grande porte foram prejudicadas por baixas taxas de sobrevivência, presumivelmente devido à falha de corações normais em se adaptar ao estabelecimento agudo da circulação de Fontan 7,20. Para esse fim, o uso de sistemas de telemetria sem fio fornece uma nova solução para a coleta de dados cardiovasculares em tempo real e de longo prazo em animais em movimento livre21,22. Esses dispositivos também podem permitir um monitoramento pós-operatório rigoroso, o que pode levar a um melhor bem-estar e sobrevivência animal.

Aqui, descrevemos a metodologia para o sucesso da implantação e uso de um sistema de telemetria sem fio23 em um modelo ovino crônico de Fontan. Essa técnica forneceu um meio robusto e confiável de coleta contínua de dados hemodinâmicos, permitindo o estudo das pressões venosas e outros parâmetros fisiológicos importantes. A implementação dessa tecnologia em modelos pré-clínicos é fundamental para o avanço de nossa compreensão da fisiologia de Fontan e o desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas destinadas a melhorar os resultados a longo prazo dos pacientes com Fontan.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Este protocolo experimental foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR20-00121). Todos os procedimentos seguiram as diretrizes descritas no Guia do Instituto Nacional de Saúde para o Uso e Cuidados com Animais de Laboratório. Esta pesquisa seguiu as diretrizes da Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments. Ovelhas Dorset com uma faixa de peso de 23-38 kg e uma faixa etária de 2-12 meses foram alojadas em um ambiente específico livre de patógenos com livre acesso a comida e água por pelo menos 1 semana antes da cirurgia. Os equipamentos e reagentes utilizados no estudo estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação animal

  1. Faça com que as ovelhas sejam avaliadas pela equipe veterinária 1 semana antes da cirurgia para garantir que possam ser submetidas à anestesia com segurança. Ovinos saudáveis e privados de água por 12 h antes do procedimento cirúrgico.
  2. Sedar com uma combinação de cetamina (4 mg/kg) e diazepam (0,5 mg/kg) injetada através de uma veia jugular interna (IJ).
  3. Raspe as ovelhas de acordo com o procedimento planejado (detalhado abaixo) e sobre a coxa para a colocação da almofada de aterramento do eletrocautério. Limpe os locais cirúrgicos com álcool.
  4. Insira um tubo endotraqueal de lúmen único de 8-9 mm na traqueia.
  5. Insira uma sonda orogástrica para descompressão do estômago e do rúmen.
  6. Insira um cateter venoso de lúmen único (16-18 G) na veia jugular direita ou em uma veia safena lateral para administração contínua de fluidos, infusão contínua (IRC) de propofol e injeção de medicamentos, conforme necessário.
  7. Coloque uma linha arterial (22-24 G) em uma artéria auricular para monitoramento contínuo da pressão arterial.
  8. Coloque um manguito de pressão arterial no membro frontal direito para medição não invasiva da pressão arterial, um clipe na orelha ou língua para monitorar a saturação de oxigênio e eletrocardiograma (ECG) nos quatro membros.
  9. Durante o procedimento, manter a anestesia com isoflurano inalatório 1%-3% com 100% deO2 e/ou propofol IRC (20-45 mg/kg/h).
  10. Limpe assepticamente os locais cirúrgicos usando uma preparação à base de clorexidina e cortina da maneira estéril padrão.
  11. Administre cefazolina (25 mg / kg) para profilaxia antibiótica antes da incisão e retome a cada 4 h durante a operação, conforme necessário.
  12. Administre uma injeção subcutânea de anestésico local, como bupivacaína 0,25%, em todos os locais de incisão planejados antes da incisão.

2. Preparação do dispositivo de telemetria

  1. Abra o programa de software de telemetria e ligue o dispositivo de telemetria usando o interruptor magnético enquanto ele ainda está selado em sua embalagem original.
  2. No programa de software, clique em Hardware localizado na barra superior e selecione Editar configuração do PhysioTel Digital (CLC) para atribuir a unidade de telemetria a um controlador de link de comunicação (CLC).
  3. Depois que um CLC for selecionado, sua página Detalhes do CLC será aberta. Nesta página, clique em Pesquisar implantes, que iniciará uma pesquisa por dispositivos de implante que estão ativados nas proximidades.
  4. Clique em Adicionar para adicionar a unidade de telemetria à lista Implantes selecionados . O dispositivo agora aparecerá na lista Implantes configurados na página Detalhes do CLC . Clique em Salvar e sair.
  5. Inicie a aquisição de dados pressionando o botão Reproduzir ao lado do nome da unidade de telemetria na guia Controle de Amostragem . O gráfico exibindo a aquisição de dados ao vivo será aberto automaticamente.
  6. Remova o dispositivo de sua embalagem externa e transfira-o para sua embalagem interna estéril para a mesa de operação.
  7. Zere o dispositivo enquanto ele permanece em sua embalagem interna. Aguarde até que as medições do dispositivo estejam estáveis por 30 s e use os valores de pressão média não pulsátil estabilizada (NPMN) como compensação.
  8. Em Configuração do assunto, selecione o ícone de configurações ao lado do parâmetro que está sendo zerado e abra a guia Deslocamentos . Insira o valor de deslocamento obtido das medições NPMN na caixa de texto.
  9. Depois de inserir o deslocamento, verifique se as leituras do NPMN são 0 ± 0.1 mmHg. Caso contrário, repita a etapa 2.7 até que os valores estejam dentro do intervalo desejado.
  10. Execute as etapas 2.7-2.9 para ambos os canais de pressão.
  11. Antes de inserir os cateteres com sensor de pressão em um vaso sanguíneo, bata na ponta para identificar seu canal correspondente. Os toques se tornarão aparentes na saída da forma de onda.
  12. Use o cateter correspondente ao canal da pressão ventricular esquerda (LVP) para medição da pressão arterial e o canal da pressão arterial (PA) para medição da pressão venosa.
  13. Na guia Atributos padrão da caixa de diálogo Atributos de análise de pressão arterial , defina a altura mínima do pulso como 1 mmHg para o canal de PA.

3. Método 1: Canulação da artéria e veia femoral

  1. Raspe as ovelhas em um perímetro largo ao redor da virilha direita e sobre o abdômen e o peito.
  2. Posicione as ovelhas em decúbito dorsal na mesa cirúrgica com os membros anteriores presos em flexão usando um cinto de tecido flexível e os membros posteriores presos em extensão usando um laço de nó corrediço para permitir o acesso à virilha (Figura 1A).
  3. Faça uma incisão transversal de 5 cm na região inguinal direita centrada sobre a artéria femoral palpável, aproximadamente 1 cm abaixo da prega inguinal.
  4. Usando uma combinação de eletrocautério e dissecção romba, disseque através do tecido subcutâneo até o triângulo femoral. Localize os vasos femorais palpando o pulso arterial.
  5. Divida entre o sartório e o músculo adutor longo ao longo da direção das fibras musculares para expor os vasos femorais (Figura 1B).
  6. Usando uma combinação de dissecção contundente e aguda, limpe o tecido conjuntivo dos vasos femorais circunferencialmente.
  7. Passe um laço de seda 2-0 duplo ao redor de ambos os vasos proximal e distal ao local da canulação para ligadura temporária do vaso.
  8. Faça uma incisão transversal de 6 cm através da pele na parte inferior direita do abdômen, aproximadamente 3 cm acima da prega inguinal.
  9. Usando uma combinação de eletrocautério e dissecção romba, disseque através da gordura subcutânea e do tecido conjuntivo para criar uma bolsa de 6 cm x 4 cm superficial ao oblíquo externo.
  10. Insira o dispositivo de telemetria na bolsa subcutânea e prenda-o no lugar usando uma sutura de seda 2-0 (Figura 1C).
  11. Encapsule a antena do dispositivo de telemetria sob o tecido subcutâneo e prenda-a no lugar usando uma sutura de seda 2-0.
  12. Para a colocação das derivações de biopotencial (ECG), faça contra-incisões de 1 cm na pele sobre o abdômen médio e inferior, bem como na parte inferior e superior do tórax. Faça um túnel subcutâneo para conectar essas incisões ao bolso do corpo do dispositivo e guie os eletrodos do ECG até o local desejado.
  13. Coloque o eletrodo positivo no tecido subcutâneo à esquerda do esterno inferior. Certifique-se de que o tubo de silicone seja removido para revelar a ponta do fio de aço por baixo.
  14. Coloque o eletrodo negativo no tecido subcutâneo à direita do esterno superior.
  15. O excesso de fiação para ambos os eletrodos pode ser enrolado e preso no local subcutâneo usando uma sutura de seda 2-0.
  16. Crie um túnel subcutâneo da bolsa do dispositivo abdominal inferior até a incisão inguinal e passe os dois cateteres de pressão.
  17. Coloque um ponto em bolsa usando uma sutura de polipropileno 6-0 ao redor do local da canulação da artéria e da veia femoral, que pode ser fixada com um torniquete de plástico.
  18. Encha as pontas do gel do cateter com gel não compressível e de alta viscosidade para evitar a coagulação dentro das pontas do cateter, garantindo que não haja bolhas de ar.
  19. Administre uma dose de heparina intravenosa (100 unidades/kg) 3 min antes da canulação.
  20. Aperte os torniquetes de seda 2-0 proximal e distal ao redor da artéria femoral. Incise cuidadosamente no vaso no centro do ponto da bolsa usando um bisturi de lâmina # 11 e dilate levemente com a ponta de um hemostático curvo.
  21. Insira o cateter de pressão correspondente ao canal LVP e avance-o para a aorta abdominal, afrouxando o torniquete de seda proximal para permitir a passagem do cateter. Aperte a sutura do cordão da bolsa e amarre-a ao redor do cateter.
  22. Repita os passos 3.20 e 3.21 para canulação da veia femoral usando o cateter de pressão correspondente ao canal de BP e avance-o para a VCI abdominal (Figura 1D).
  23. Confirme se as pontas do cateter estão localizadas adequadamente na VCI e na aorta usando fluoroscopia.
  24. Reaproxime o músculo sartório usando uma sutura absorvível 2-0.
  25. Feche a pele com suturas dérmicas profundas e subcuticulares usando suturas absorvíveis 3-0 e 4-0, respectivamente.

4. Método 2: Canulação da artéria carótida e veia jugular interna

  1. Raspe as ovelhas em um perímetro largo ao redor do pescoço esquerdo e para baixo sobre o peito.
  2. Posicione as ovelhas em decúbito lateral direito na mesa cirúrgica com o membro anterior esquerdo preso em flexão usando uma amarração de nó corrediço para expor o tórax (Figura 2A).
  3. Faça uma incisão longitudinal na pele de 5 cm acima da artéria carótida esquerda e da veia IJ, aproximadamente 7 cm cranial à entrada torácica.
  4. Usando eletrocautério, dissecar através da gordura subcutânea, tecido conjuntivo e platisma para expor os vasos do pescoço (Figura 2B).
  5. Usando uma combinação de dissecção contundente e aguda, limpe o tecido conjuntivo da artéria carótida esquerda e da veia IJ circunferencialmente.
  6. Passe um laço de seda 2-0 duplo ao redor de ambos os vasos proximal e distal ao local da canulação para ligadura temporária do vaso.
  7. Faça uma incisão longitudinal de 6 cm na base do pescoço esquerdo entre a escápula e a coluna cervical.
  8. Usando uma combinação de eletrocautério e dissecção romba, disseque através da gordura subcutânea e do tecido conjuntivo para criar uma bolsa de 6 cm x 4 cm que se estende em direção à coluna.
  9. Insira o dispositivo de telemetria na bolsa subcutânea e prenda-o no lugar usando uma sutura de seda 2-0.
  10. Encapsule a antena do dispositivo de telemetria sob o tecido subcutâneo e prenda-a no lugar usando uma sutura de seda 2-0.
  11. Faça incisões contracutâneas de 1 cm na base do pescoço, bem como na parte inferior esquerda e superior direita do tórax, para colocação das derivações do ECG. Faça um túnel subcutâneo para conectar essas incisões à bolsa do corpo do dispositivo e guie as derivações do ECG até o local desejado (Figura 2C).
  12. Coloque as derivações do ECG de forma semelhante às etapas descritas acima para o procedimento de implante femoral (seção 3).
  13. Crie um túnel subcutâneo do bolso lateral do dispositivo até a incisão medial do pescoço e passe os dois cateteres de pressão. Prepare esses cateteres de pressão usando gel antes da canulação, conforme detalhado no procedimento de implante femoral.
  14. Usando uma sutura de polipropileno 6-0, coloque um ponto de bolsa ao redor do local da canulação em ambos os vasos e prenda com um torniquete de plástico.
  15. Administre uma dose de heparina intravenosa (100 unidades/kg) 3 min antes da canulação.
  16. Aperte os torniquetes de seda 2-0 proximal e distal ao redor da artéria carótida. Incise cuidadosamente no vaso no centro do ponto da bolsa usando um bisturi de lâmina # 11 e dilate levemente com a ponta de um hemostático curvo.
  17. Insira o cateter de pressão correspondente ao canal LVP e avance-o para a aorta torácica ascendente, afrouxando o torniquete de seda proximal para permitir a passagem do cateter. Aperte a sutura do cordão da bolsa e amarre-a ao redor do cateter.
  18. Repita as etapas 4.16 e 4.17 para canulação da veia IJ esquerda usando o cateter de pressão correspondente ao canal BP e avance-o para a VCS torácica.
  19. Confirme a localização apropriada das pontas do cateter na VCS torácica e na aorta ascendente usando fluoroscopia (Figura 2D).
  20. Reaproximar o músculo platisma usando uma sutura absorvível 2-0.
  21. Feche a pele com suturas dérmicas profundas e subcuticulares usando suturas absorvíveis 3-0 e 4-0, respectivamente.

5. Recuperação

  1. Interrompa os anestésicos. Remova a sonda orogástrica e extube quando a ovelha estiver respirando sem a ajuda do ventilador. Isso geralmente ocorre depois que a ovelha mostra sinais de excitação (movimento, piscar, resposta a estímulos dolorosos, tônus da mandíbula, mastigação).
  2. Remova a linha arterial.
    NOTA: O monitoramento contínuo da pressão arterial pode ser fornecido pelo dispositivo de telemetria se um de seus cateteres de pressão tiver sido colocado na aorta.
  3. Transfira as ovelhas para uma unidade de alojamento isolada para recuperação. Ajude as ovelhas a permanecerem em decúbito esternal e, eventualmente, em pé.
  4. Administre banamina intravenosa (2,2 mg / kg) e buprenorfina subcutânea SR (0,03 mg / kg) para dor pós-operatória.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Resultados cirúrgicos
Um total de 13 ovinos foi submetido à cirurgia de Fontan em estágio único envolvendo conexão cavopulmonar total com descolamento da VCS e VCI do átrio direito, anastomose término-lateral direta da VCS à AP e colocação de um conduto extracardíaco entre a VCI e a AP. Os ovinos foram submetidos a esse procedimento com idade média de 13,3 ± 7,6 meses. Destes, 3 ovinos foram submetidos ao implante de dispositivo de telemetria sem fio com colocação de ...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Desenvolvemos dois métodos cirúrgicos para a implantação de um dispositivo de telemetria sem fio em um modelo ovino. O dispositivo foi implantado com sucesso em 5 ovelhas para obter monitoramento e registro contínuos e de longo prazo de vários parâmetros cardiovasculares, incluindo frequência cardíaca, pressão arterial e pressões venosas localizadas da VCI abdominal e da VCS torácica. Todas as ovelhas sobreviveram à cirurgia para implantação do dispositivo sem grandes complicações e fora...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Este projeto foi financiado pela Additional Ventures Cures Collaborative, Palo Alto, Califórnia.

Agradecimentos

Agradecemos a equipe veterinária dedicada do Animal Research Core. Também desejamos expressar nossa gratidão a Mary Walker, DVM, MS, por sua experiência inestimável e cuidado vigilante durante todo o estudo.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Solução de cloreto de sódio a 0,9%Corporação de Saúde BaxterFarmáciaReanimação intraoperatória de fluido e enxaguamento da ferida
16 G de cateter intravenosoBD382259Para administração de fluidos e medicamentos
22 G de cateter intravascularBD381423Para arterial e nbsp; Monitoramento da pressão arterial
Álcool isopropílico 70%Veterinário de Álamo11795782Solução de limpeza tópica
Cartucho ACTAbbot Diagnostics03P86-25Tempo de coagulação ativado
Grampo de toalha BackhausMedlineMDS1411111Para fixar o tecido estéril 
BanaminaHospira PharmaceuticalsFarmáciaControle da dor pós-operatória: concentração 50 mg/mL, dose 2,2 mg/kg
Braçadeira de pressão arterialRoyal Philips9.89803E+11Monitoramento não invasivo da pressão arterial
Bupivacaína cloridratoHospira PharmaceuticalsFarmáciaAnestésico local: concentração 2,5 mg/mL, dose 2,5 mg/kg
BuprenorfinaHospira PharmaceuticalsFarmáciaControle da dor pós-operatória: concentração 0,3 mg/mL, dose 0,03 mg/kg
Suporte para agulhas CastroviejoMedlineMDS0750386Suporte de agulha ao suturar vasos sanguíneos
Removedor de cautérioSaúde Cardinal300-2SSPara limpar a cauterização com a ponta do lápis
Lápis de cautérioMedlineESRK3002LPara dissecação usando eletrocauterização
CefazolinaHospira PharmaceuticalsFarmáciaProfilaxia antibiótica
CetacaínaCetilito220Spray anestésico tópico para intubação
ChloraprepBD930825Antisséptico tópico
Pinças atraumáticas debaqueMedlineMDS1130630FPara manuseio de tecidos
DiazepamHospira PharmaceuticalsFarmáciaSedativo: concentração 5 mg/mL, dose 0,5 mg/kg
Eletrodos de ECG3M2570Monitoramento de ECG
Trompa endotraqueal, tamanho 8-9Covidien86452, 86114 ou 86454Para garantir a via aérea
Pinças hemostáticas de HartmannMedlineMDS1221109Clampear vasos sanguíneos e segurar pequenos pontos
HeparinaHospira PharmaceuticalsFarmáciaAnticoagulante: 1.000 unidades USP/mL
Kit de transdutor de pressãoEdwards Ciências da VidaVSYPX12NPara arterial e nbsp; Monitoramento da pressão arterial
Clipe lingual do oxímetro de pulsoNellcorPO736Para oximetria de pulso
IsofluranoCorporação de Saúde BaxterFarmáciaAnestésico: dose 1-3%
Pinça Kantrowitz (ângulo reto)MedlineMDS1243528Para dissecação romba ao redor dos vasos sanguíneos
KetaminaHospira PharmaceuticalsFarmáciaSedativo: concentração 100 mg/mL, dose 4 mg/kg
Drapeado de laparotomiaMedlineDYNJP3008Drapeado estéril
Gelatina lubrificanteMedlineMDS0322273ZLubrificante para tubo endotraqueal
Suporte para agulhas Mayo HegarMedlineMDS2418420FSuporte para agulha ao suturar tecidos moles
Tesoura MayoMedlineMDS0816121Para cortar sutura
Tesoura curva MetzenbaumMedlineMDS3223226Para dissecação aguda
Agulhas e seringasSaúde Cardinal309604Para administração de medicamentos intravenosos e subcutâneos 
OptixcareAventixOPX-4252Lubrificante córneo
Sutura de seda permanente à mãoEthiconC016DPara ligadura dos vasos sanguíneos e fixação subcutânea do dispositivo de telemetria
Dispositivo digital de telemetria sem fio PhysioTelCiências de Dados InternacionalModelo L21Implante de dispositivo de telemetria sem fio
Microfórceps de PierceMedlineMDG384908Manuseio de agulhas pequenas  
Torniquete plástico e caixa de suturaMedtronic 79013Para facilitar a hemostásia durante a canulação dos vasos
Bolsa de pressãoCarefusion64-10029Para monitoramento da pressão arterial
Sutura Prolene 6-0Ethicon8307HPonto de cordão de bolsa para canulação de vaso
PropofolFresenius KabiFarmáciaAnestésico: concentração 10 mg/mL, dose 20-45 mg/kg/h
Lâmina do bisturi #10MedlineMDS15310Para incisões cutâneas
Lâmina do bisturi #11MedlineCISION11CSPara incisão em vasos sanguíneos
Pinças de amígdalas SchnidtMedlineMDS5018719Para dissecação contundente através do tecido subcutâneo
Maca SoftCarryQuatro Bandeiras sobre AspenSSTR-4Para transporte de animais
Toalha descartável de sala de cirurgia estérilMedlineMDT2168201Drapeado estéril
Tigela estérilLSL Industries5232Para reter solução salina
Esponja de gaze de algodão estéril detectável para raios XMedlineNON21430LFAbsorção de fluido
Tubo orogástricoJorgensen Lab, Inc.J0348RPara descompressão do estômago e do rúmen
Porta em TMedlineDYNDTN0001Conector de tubo de cateter intravenoso
Saco de drenagem de urinaCovidien3512Conecta-se à sonda orogástrica para coletar fluidos gástricos
Trocar veterinário com estileteBraintree Scientific, Inc.TRO-STY 7B-12Guiar fios de telemetria através do tecido subcutâneo
Sutura Vicryl 2-0EthiconVCPB269HFechamento dos tecidos moles subcutâneos
Sutura Vicryl 3-0EthiconVCPB416HFechamento da camada dérmica profunda
Sutura Vicryl 4-0EthiconJ494HAproximação da camada subcuticular
Cobertor térmicoJorgensen Lab, Inc.J1034BPara manter a temperatura corporal dos animais
Retrator WeitlanderTeleflex Medical165358Para retração de feridas
Sucção da ponta de bulbo YankauerMedlineDYND50138Gestão de resíduos estéreis

Referências

  1. Fontan, F., Baudet, E. Surgical repair of tricuspid atresia. Thorax. 26 (3), 240-248 (1971).
  2. Attanavanich, S., Limsuwan, A., Vanichkul, S., Lertsithichai, P., Ngodngamthaweesuk, M. Single-stage versus two-stage modified fontan procedure. Asian Cardiovasc Thorac Ann. 15 (4), 327-331 (2007).
  3. Bove, E. L., Lloyd, T. R. Staged reconstruction for hypoplastic left heart syndrome. Contemporary results. Ann Surg. 224 (3), discussion 394-385 387-394 (1996).
  4. Iskander, C., et al. Comparison of morbidity and mortality outcomes between hybrid palliation and norwood palliation procedures for hypoplastic left heart syndrome: Meta-analysis and systematic review. J Clin Med. 13 (14), 4244(2024).
  5. Salik, I., Mehta, B., Ambati, S. Bidirectional Glenn Procedure or Hemi-Fontan. , Statpearls. Treasure Island, FL. (2024).
  6. Daley, M., D'udekem, Y. The optimal Fontan operation: Lateral tunnel or extracardiac conduit. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (6), 1825-1834 (2021).
  7. Jalal, Z., et al. Role and applications of experimental animal models of Fontan circulation. J Clin Med. 13 (9), 2601(2024).
  8. Al Balushi, A., Mackie, A. S. Protein-losing enteropathy following Fontan palliation. Can J Cardiol. 35 (12), 1857-1860 (2019).
  9. Emamaullee, J., et al. Fontan-associated liver disease: Screening, management, and transplant considerations. Circulation. 142 (6), 591-604 (2020).
  10. Mazza, G. A., Gribaudo, E., Agnoletti, G. The pathophysiology and complications of Fontan circulation. Acta Biomed. 92 (5), e2021260(2021).
  11. Schwartz, I., Mccracken, C. E., Petit, C. J., Sachdeva, R. Late outcomes after the Fontan procedure in patients with single ventricle: A meta-analysis. Heart. 104 (18), 1508-1514 (2018).
  12. Zafar, F., et al. Long-term kidney function after the Fontan operation: Jacc review topic of the week. J Am Coll Cardiol. 76 (3), 334-341 (2020).
  13. Van Puyvelde, J., et al. Creation of the Fontan circulation in sheep: A survival model. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 29 (1), 15-21 (2019).
  14. Cysyk, J., et al. Chronic in vivo test of a right heart replacement blood pump for failed Fontan circulation. ASAIO J. 65 (6), 593-600 (2019).
  15. Cysyk, J. P., et al. Miniaturized Fontan circulation assist device: Chronic in vivo evaluation. ASAIO J. 67 (11), 1240-1249 (2021).
  16. D'udekem, Y., et al. Validating the concept of mechanical circulatory support with a rotary blood pump in the inferior vena cava in an ovine Fontan model. Bioengineering (Basel). 11 (6), 594(2024).
  17. Granegger, M., et al. Feasibility of an animal model for cavopulmonary support with a double-outflow pump. ASAIO J. 69 (7), 673-680 (2023).
  18. Wei, X., et al. Mechanical circulatory support of a univentricular Fontan circulation with a continuous axial-flow pump in a piglet model. ASAIO J. 61 (2), 196-201 (2015).
  19. Zhu, J., et al. Cavopulmonary support with a microaxial pump for the failing Fontan physiology. ASAIO J. 61 (1), 49-54 (2015).
  20. Kelly, J. M., et al. Investigation of a chronic single-stage sheep Fontan model. JTCVS Open. 21, 268-278 (2024).
  21. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  22. Kearney, K., Appleby, C., Kieper, J., Atterson, P. Comparative analysis of data sciences international PhysioTel™ D70 and PhysioTel™ digital telemetry platforms. J Pharmacol Toxicol Methods. 81, 364-365 (2016).
  23. Physiotel digital l series. , At https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry/large-animal/physiotel-digital-l (2024).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Modelo de Fontan Cr nicoPar metros CardiovascularesCateter de Press oVeia Cava SuperiorVeia Cava InferiorPress o Arterial

Artigos relacionados