Este protocolo descreve uma técnica aprimorada para transplante ortotópico de pulmão esquerdo em ratos, com foco na redução da dificuldade operacional e na melhoria das taxas de sobrevida.
Artigo de método
Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em ratos
* These authors contributed equally
Neste artigo
Resumo
Resumo
O modelo de transplante ortotópico de pulmão esquerdo de rato é uma ferramenta essencial na pesquisa de transplante de pulmão. Embora o transplante pulmonar seja um procedimento complexo, sua complexidade é significativamente reduzida com a introdução da técnica do manguito. A maioria dos cirurgiões pode dominar essa técnica após o treinamento, mas sua aplicação tem sido limitada devido à longa curva de aprendizado e baixa taxa de sobrevida do modelo. Para resolver esses problemas, propomos uma técnica aprimorada com alta repetibilidade, que inclui coleta, modificação e implantação de pulmão de doador. Em comparação com os métodos anteriores, nossas melhorias se concentram principalmente na dissecção da coleta pulmonar do doador, modificação do pulmão do doador e implantação do pulmão do doador. Essa modificação simplifica o procedimento, reduz a dificuldade operacional e aumenta a repetibilidade. Além disso, os tempos de isquemia fria e isquemia quente durante o procedimento foram reduzidos, melhorando ainda mais a taxa de sucesso do transplante. Nossa pesquisa fornece uma base técnica mais eficiente e reprodutível para o modelo de transplante de pulmão de rato, apoiando pesquisas futuras em transplante de pulmão.
Introdução
O transplante pulmonar é atualmente o único tratamento eficaz para doenças pulmonares em estágio terminal, que se desenvolveram rapidamente nos últimos anos. Atualmente, mais de 100.000 operações de transplante de pulmão foram concluídas em todo o mundo1, mas as taxas de sobrevida de 5 e 10 anos após o transplante de pulmão são de apenas 54% e 32%, respectivamente2. Em comparação com outros transplantes de órgãos sólidos, a taxa de sobrevida após o transplante de pulmão precisa sermelhorada 3. Várias complicações graves após o transplante pulmonar são os principais fatores que afetam a taxa de sobrevida dos receptores, incluindo disfunção primária do enxerto, rejeição aguda, disfunção crônica do enxerto pulmonar e infecção pulmonar 4,5. O modelo de transplante de pulmão de rato é uma ferramenta valiosa para o estudo dessas questões, mas sua ampla adoção tem sido dificultada por dificuldades técnicas. Embora o procedimento tenha sido relatado por vários laboratórios, ele envolve uma curva de aprendizado íngreme, altas taxas de complicações pós-operatórias e baixas taxas de sobrevida, limitando sua acessibilidade aos pesquisadores.
Neste estudo, apresentamos uma técnica aprimorada de transplante pulmonar ortotópico projetada para superar esses desafios. Nosso método se baseia em protocolos existentes, mas introduz refinamentos importantes, incluindo preparação do manguito, dissecção da estrutura hilar, fixação do pulmão do doador e técnicas otimizadas de anastomose. Essas melhorias permitem que o procedimento seja realizado por um único cirurgião com equipamento mínimo, reduzem a dificuldade da anastomose, encurtam os tempos de isquemia fria e quente e, por fim, aumentam a taxa de sucesso do modelo. Essa abordagem visa apoiar pesquisas básicas mais robustas e reprodutíveis em transplante de pulmão.
Protocolo
Todos os experimentos em animais foram aprovados pelo Comitê de Ética Animal da Guangzhou Lai'an Technology Co., Ltd. (Aprovação nº G2024129). O experimento foi conduzido em ratos Lewis machos com idade entre 6 e 8 semanas e pesando 250-300 g. Os ratos foram criados em um ciclo claro/escuro de 12 h (claro: 25 lux) e tiveram livre acesso a comida e água.
1. Prepare os manguitos (Figura 1)
- Prepare cateteres e lâminas intravenosas 14 G e 16 G (Figura 1A).
- Corte os cateteres intravenosos em um manguito com uma cauda usando uma lâmina. Divida cada manguito em um corpo (2-3 mm de comprimento) e uma cauda (2-3 mm de comprimento) (Figura 1B).
- Crie arranhões superficiais no corpo do manguito para aumentar o atrito para a fixação da sutura.
NOTA: Mantenha manguitos de 16 G para anastomoses de artéria pulmonar (AP) e veia pulmonar (VP) e reserve manguitos de 14 G para conexões brônquicas (Br) (Figura 1C).
2. Coleta de pulmão de doador (Figura 2)
- Anestesiar o rato doador por meio de injeção intraperitoneal de pentobarbital (80 mg / kg). Posicione o rato em decúbito dorsal na mesa de operação com a cabeça elevada e a cauda abaixada e hiperestenda o pescoço.
- Retraia a língua para fora e para cima e, em seguida, posicione uma lâmpada cirúrgica anterior ao pescoço como uma fonte de luz localizada para obter uma visualização clara da abertura glótica (Figura 2A).
- Insira uma cânula intravenosa de 14 G nas vias aéreas através da glote.
- Coloque o ventilador no modo controlado por pressão, insira os parâmetros de peso, ajuste a pressão para 15 cmH2O e conecte o ventilador.
- Verifique se a subida e descida do tórax é consistente com a frequência do ventilador para garantir que o cateter intravenoso esteja nas vias aéreas.
- Fixe os membros e a cabeça, desinfete o tórax e o abdômen, levante a pele abdominal com uma pinça e use uma tesoura para cortar a pele do abdômen, tórax e frente do pescoço.
- Faça uma incisão na linha média, corte a parede abdominal e injete heparina na dose de 1.000 UI/kg através da veia da cavidade peritoneal exposta por 3 min para garantir a heparinização sistêmica.
- Corte o diafragma e corte a cavidade torácica do meio do esterno. Fixe a parede torácica em ambos os lados com hemostáticos. Remova o timo e exponha totalmente a estrutura anatômica dos órgãos da cavidade torácica.
- Corte a veia cava superior, a veia cava inferior e as aurículas esquerda e direita por sua vez. Injete soro fisiológico frio com uma seringa de 20 mL na raiz do PA lentamente (~ 1 min) para perfusão de baixa pressão até que o pulmão do doador fique completamente branco (Figura 2B).
- Clampeie o Br do pulmão doador com uma pinça hemostática. Levante o Br e corte os tecidos conectados ao pulmão do doador. Retire o coração e o pulmão do doador em bloco e mergulhe-os em solução salina pré-resfriada (Figura 2C).
NOTA: O clampeamento do Br enquanto o pulmão do doador está no estado inspiratório pode garantir que os alvéolos do pulmão do doador não entrem em colapso.
3. Modificação do pulmão do doador (Figura 3)
- Posicione o bloco coração-pulmão no gelo sob o microscópio. Segure a traqueia com um hemostático e prenda-a em plasticina.
- Cubra os pulmões esquerdo e direito com papel de lente estéril úmido, separe os pulmões esquerdo e direito o máximo possível e exponha totalmente a estrutura anatômica do hilo pulmonar.
- Separe o PA, Br e PV ao microscópio com uma pinça e ligue o Br próximo ao pulmão com suturas cirúrgicas 6-0 (Figura 3A-C).
- Extraia o PA, Br e PV do manguito feito de manguito de indentação venosa 16 G, 14 G e 16 G, respectivamente. Fixe as paredes do tubo ao manguito usando 8-0 suturas cirúrgicas (Figura 3D-F).
- Preservar os pulmões do doador modificados em solução salina, reposicionados em gelo e aguardar o implante.
4. Implante pulmonar do doador (Figura 4)
- Anestesiar os ratos receptores com uma injeção intraperitoneal de pentobarbital (70 mg / kg) e intubar usando o mesmo método das etapas 2.1-2.3.
- Depile a região toracodorsal esquerda do receptor, posicione-o em decúbito lateral direito sobre uma mesa cirúrgica termostática e desinfete o campo cirúrgico com álcool a 75%.
- Faça uma incisão através da pele e da parede torácica no ponto onde o impulso apical é mais proeminente (no quarto espaço intercostal) para entrar na cavidade torácica.
- Use um afastador de pálpebra para abrir a cavidade torácica. Empurre suavemente o pulmão esquerdo para o lado com um cotonete úmido para expor o ligamento pulmonar inferior e, em seguida, corte o ligamento bruscamente.
- Segure o pulmão esquerdo com uma pinça e retraia-o para fora da cavidade torácica. Prenda o hilo do pulmão com um hemostático e fixe-o na incisão torácica ventral. Use massa de modelar para estabilizar ainda mais o hemostático do lado do receptor (Figura 4A).
- Remova o tecido ao redor do pulmão esquerdo, disseque o hilo pulmonar e separe o PA, PV e Br.
- Clampeie as extremidades proximais do PA, Br e PV usando grampos vasculares (Figura 4B).
- Uso 8-0 sutura cirúrgica para pré-amarrar o PA, Br e PV do receptor, garantindo anastomose rápida durante o implante pulmonar do doador (Figura 4C).
- Apare uma plataforma no pulmão esquerdo do receptor clampeado para facilitar a colocação do pulmão do doador. Faça uma pequena incisão na extremidade distal da AP, Br e PV do receptor (Figura 4D).
- Enxágue o PA e o PV com solução salina heparinizada para evitar a formação de trombos (Figura 4E).
- Retire o pulmão do doador do gelo e coloque-o na plataforma pulmonar esquerda do receptor. Levante um lado da abertura de corte com uma pinça, implante os manguitos do PA, Br e PV no receptor sequencialmente e ligue-os (Figura 4F, G).
NOTA: A sequência da anastomose deve ser realizada da seguinte forma: primeiro anastomose o PA, seguido do Br e, finalmente, o PV. - Abra o micro clipe hemostático e observe o pulmão doador mudando gradualmente de branco para vermelho. Inspecione e certifique-se de que não haja sangramento no local da anastomose (Figura 4H).
- Remova o pulmão esquerdo do receptor e retorne o pulmão do doador à cavidade torácica (Figura 4I, J).
- Aumente adequadamente a pressão do ventilador para garantir a expansão adequada dos alvéolos no pulmão doador.
NOTA: No modo de ventilação controlada por pressão, a pressão não deve exceder 25 cmH2O. Durante o procedimento, os parâmetros do ventilador são ajustados com base na condição do receptor. Se o receptor apresentar respiração ofegante, isso sugere a presença de hipóxia, e os parâmetros do ventilador devem ser prontamente ajustados de acordo. - Seque a cavidade torácica com uma bola de algodão estéril e feche-a camada por camada (Figura 4K).
- Aguarde até que o receptor recupere gradualmente a respiração espontânea, remova o ventilador e observe. Quando a frequência respiratória espontânea atingir cerca de 100 vezes por minuto, remova o tubo endotraqueal (Figura 4L).
NOTA: Os sinais que indicam que o receptor está pronto para a remoção do ventilador ao recuperar a respiração espontânea incluem movimento do bigode, movimento dos membros e uma curva de respiração irregular na tela do ventilador. - Alojar os recipientes em gaiolas individuais com livre acesso a comida e água e manter a temperatura em ~22 °C.
- Administre injeções subcutâneas de meloxicam (5 mg/kg) aos receptores por 3 dias consecutivos para aliviar a dor.
Resultados
Registramos o tempo de operação de cada etapa do processo de transplante pulmonar em 30 ratos. O tempo de preparo do manguito, a coleta do pulmão do doador, a isquemia fria e a isquemia quente são mostrados na Tabela 1. Usando nosso método aprimorado, após treinamento preliminar, a taxa de sucesso da cirurgia de transplante atingiu 100%. Essa tecnologia pode fornecer suporte para pesquisas subsequentes sobre complicações após o transplante pulmonar. Usamos essa tecnologia há mais de 2 anos. As figuras a seguir mostram nosso processo desde a confecção do manguito (Figura 1), extração do pulmão do doador (Figura 2C), modificação do pulmão do doador (Figura 3), implante do pulmão do doador (Figura 4) e avaliação dos resultados cirúrgicos (Figura 5). Seis meses após o transplante singênico, realizamos tomografia computadorizada (TC) e avaliação anatomopatológica dos receptores. Observamos que a ventilação dos pulmões transplantados foi boa na TC, semelhante à do grupo de operação simulada (apenas toracotomia sem transplante pulmonar); não houve diferença significativa na aparência macroscópica dos pulmões ex vivo entre o grupo de operação simulada e o pulmão direito autólogo, e nenhuma alteração patológica óbvia foi encontrada nos resultados da coloração de hematoxilina-eosina (HE). Em resumo, nosso transplante ortotópico de pulmão esquerdo de rato foi bem-sucedido, e a maturidade dessa tecnologia lançou as bases para a construção de outros modelos de doenças após o transplante de pulmão.
Figura 1: Preparação do manguito. (A) Diferentes tamanhos de cânulas IV e lâminas de corte do manguito. (B) Ampliação de 5x. Cortando o manguito sob um microscópio. Barra de escala = 1 mm. (C) Punhos para PA (16 G), PV (16 G) e Br (14 G). Abreviaturas: IV = intravenoso; AP = artéria pulmonar; VP = veia pulmonar; Br = brônquios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Captação pulmonar do doador. (A) Intubação endotraqueal do doador. (B) Perfusão pulmonar do doador. (C) Coloque o pulmão de doador perfundido limpo no gelo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Modificação do pulmão do doador. (A) Libere o PA. (B) Liberte e ligue o Br. (C) Liberte o PV (DF) Fixe o PA, Br e PV no manguito sucessivamente. Todas as imagens microscópicas foram capturadas com uma ampliação de 5x. Barra de escala = 1 mm. Abreviaturas: PA = artéria pulmonar; VP = veia pulmonar; Br = brônquios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Implante pulmonar do doador. (A) O receptor foi fixado na mesa cirúrgica termostática; a parede torácica foi aberta; e o pulmão esquerdo foi retraído e fixado na incisão. (B) Liberte e bloqueie as estruturas hilares. (C) Nó cirúrgico pré-amarrado. (D) Faça uma pequena incisão na extremidade distal do PA, Br e PV. (E) Lave com solução salina heparinizada. (F, G) Anastomose de PA, Br e PV em sequência. (H) Abra o clipe hemostático para permitir a ventilação e a circulação sanguínea. (I) Ressecção do pulmão esquerdo do receptor. (J) Retorne o pulmão do doador à cavidade torácica. (K) Fechando o peito. (L) Esperando o destinatário acordar. Todas as imagens microscópicas foram capturadas com uma ampliação de 5x. Barra de escala = 1 mm. Abreviaturas: PA = artéria pulmonar; VP = veia pulmonar; Br = brônquios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Avaliação pós-transplante. O grupo de operação simulada foi submetido apenas à toracotomia sem transplante. A tomografia computadorizada e a avaliação patológica das amostras foram realizadas 6 meses depois. O grupo transplantado recebeu transplante singênico e foi submetido a tomografia computadorizada e avaliação patológica 6 meses depois. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| procedimento | Tempo de operação (min) |
| Preparação do manguito | 3,2±0,38 |
| Colheita de pulmão de doador | 9,85±0,60 |
| Isquemia fria | 29,96±2,77 |
| Isquemia quente | 12.62±2.35 |
Tabela 1: Tempo de operação de cada procedimento. Preparo do manguito: o tempo total necessário para fazer três manguitos (incluindo manguitos para PA, PV e Br), Colheita do pulmão do doador: o tempo necessário para remover o pulmão do doador. Isquemia fria: o tempo durante o qual o pulmão do doador é mantido em gelo. Isquemia quente: o tempo decorrido desde a retirada do pulmão doador do gelo até a reperfusão. Abreviaturas: PA = artéria pulmonar; VP = veia pulmonar; Br = brônquios.
Discussão
O modelo de transplante de pulmão de rato é um modelo comumente utilizado no campo da pesquisa básica sobre transplante de pulmão. Pode simular bem o processo fisiopatológico do transplante de pulmão humano. Os ratos também têm as vantagens de reprodução rápida e baixo custo. Mizuta et al.6 usaram pela primeira vez a tecnologia de manguito em 1989 para reduzir bastante a dificuldade desse modelo. No entanto, devido à complexidade da operação, muitos pesquisadores ainda hesitam.
No processo de preparação do manguito, a maioria dos pesquisadores fez manguitos com formas semelhantes. Wu et al.7 fizeram uma depressão no meio do manguito para evitar que o nó escorregasse durante o processo de anastomose, mas precisaram de duas pessoas para realizar a anastomose, o que sem dúvida aumentaria os custos de mão de obra e material. Alguns pesquisadores também modificaram a cauda do manguito para torná-lo mais liso8, mas não removeram a cauda do manguito antes de implantá-lo no receptor, o que tornou mais fácil para o manguito fazer com que os vasos sanguíneos e as vias aéreas se torcessem ou dobrassem no receptor.
Em termos de seleção do tamanho do manguito, estudos anteriores sugeriram que um manguito de 18 G deve ser usado para a AP quando o peso do receptor for inferior a 270 g, e um manguito de 16 G deve ser usado quando o peso do receptor exceder 270 g9. Alguns pesquisadores também usam uniformemente um manguito 18 G 7,10. Em termos de modificação do pulmão do doador, Tian et al.8 colocaram o pulmão do doador em uma placa de cultura auto-projetada para fixar os vasos sanguíneos pulmonares e o Br, de modo a facilitar sua fixação no manguito. No entanto, este método requer uma pinça vascular especial e não tem vantagem na redução do tempo de isquemia fria do pulmão doador. No processo de anastomose do receptor, estudos recentes relataram um método de anastomose pendular8. No entanto, este método tem requisitos rigorosos para instrumentos e equipamentos. Os iniciantes geralmente têm dificuldade em obter alguns equipamentos importantes e enfrentam o risco de longo tempo de anastomose e até mesmo ruptura vascular devido à alta tensão durante o processo de anastomose.
Alguns pesquisadores realizam primeiro a anastomose PV durante o processo de anastomose. Eles acreditam que a anastomose PV é a etapa mais difícil. Anastomosar o PV primeiro pode garantir que o pulmão do doador tenha espaço suficiente para se mover. No entanto, como o PV é mais resistente que o Br e o PA, isso leva ao risco de queda do manguito do VP ou mesmo ruptura venosa ao anastomosar o Br e o PA10. Alguns pesquisadores tentaram reduzir a tensão durante a anastomose usando a posição semi-supina direita 8,11 ou a posição supina. No entanto, o método de preenchimento do tórax direito mudará o ângulo do tubo endotraqueal e aumentará a pressão das vias aéreas7. Os pesquisadores acima fizeram inovações na produção de manguitos, modificação do pulmão do doador e implantação do pulmão do doador. Embora esse modelo tenha sido aprimorado por muitos pesquisadores, ele não foi amplamente promovido e aplicado.
Em nosso estudo, fizemos melhorias na produção do manguito, modificação do pulmão do doador e implante do pulmão do doador na esperança de que os pesquisadores possam dominar esse modelo mais rapidamente. Escolhemos uma cânula de agulha venosa de demora de 16 G como manguito PA porque o manguito de 16 G pode ser facilmente anastomosado às artérias com melhor tenacidade, e há espaço suficiente no manguito para garantir um bom fluxo sanguíneo. Como o manguito 18 G é significativamente menor que o diâmetro interno do PA receptor, isso não é propício para um fluxo sanguíneo suave e, durante o processo de anastomose, o manguito é muito pequeno e não tem atrito suficiente entre a parede PA do receptor, o que aumenta a dificuldade da anastomose e faz com que o manguito escorregue facilmente.
Em relação à seleção do tamanho dos manguitos Br e PV, a maioria dos pesquisadores tem uma opinião relativamente consistente. Vale ressaltar que, para minimizar a ocorrência de obstrução da anastomose Br, o manguito Br selecionado deve ser o maior possível. No tratamento do manguito, Hiroaki et al.6 fizeram alguns entalhes na superfície do manguito para aumentar o atrito, e alguns pesquisadores utilizaram manguitos semcauda12,13. Em nosso estudo, foi utilizado um manguito com cauda para facilitar a fixação com pinça hemostática. Depois que o PA, Br e PV foram corrigidos, a cauda foi removida. Este método pode economizar tempo na fixação do PA, Br e PV no manguito e pode evitar danos aos vasos sanguíneos e pulmões do doador devido ao movimento da cauda do manguito no receptor após a anastomose.
Durante a modificação do pulmão doador, a estrutura anatômica complexa aumenta o tempo de isquemia fria do pulmão doador. Neste estudo, a superfície e o fundo do pulmão do doador foram cobertos com papel de lente estéril pré-aparado, e o pulmão do doador foi colocado em uma placa de cultura estéril e, em seguida, colocado no gelo para modificação. O papel estéril da lente que cobre a superfície do pulmão doador foi levemente embebido em solução salina pré-resfriada. Isso não apenas garante o umedecimento do pulmão doador e evita que o pulmão doador seja danificado pela pinça, mas também fornece atrito suficiente para ajustar a posição dos pulmões esquerdo e direito ao separar a estrutura hilar, de modo a expor totalmente a estrutura anatômica hilar e separar rapidamente o PA, Br e PV do lado dorsal do pulmão doador. Em estudos anteriores, a gaze foi colocada na superfície do pulmão doador 7,10,14. Devido à grande lacuna no meio da gaze, o pulmão do doador foi facilmente danificado por fórceps durante o processo de separação, levando a pneumotórax. Nosso método pode liberar rapidamente o PA, Br, PV e outras estruturas e encurtar o tempo de isquemia fria do pulmão doador.
Durante o estágio de implantação do pulmão do doador, a fixação do pulmão esquerdo do receptor na região anterior do tórax se alinha mais estreitamente com a estrutura anatômica do receptor. Reduzimos significativamente a tensão anastomótica entre o pulmão do doador e os vasos sanguíneos e brônquios do receptor, diminuindo assim a dificuldade cirúrgica e o risco de complicações pós-operatórias. Além disso, o espaço torácico posterior é relativamente maior, facilitando a manipulação dos instrumentos cirúrgicos e o implante do pulmão doador. Em contraste, a maioria dos estudos anteriores fixou o pulmão esquerdo do receptor no lado dorsal 7,8,12. Essa abordagem gera maior tensão durante o processo de anastomose, aumentando a dificuldade cirúrgica e o risco de complicações pós-operatórias. Além disso, o espaço cirúrgico limitado na cavidade torácica anterior pode restringir a flexibilidade dos instrumentos cirúrgicos.
Por fim, essa abordagem requer retração extensa do pulmão do receptor, o que pode aumentar o risco de lesão mecânica. Além disso, retivemos o pulmão esquerdo do receptor antes da anastomose e aparamos uma plataforma sobre ele. Isso facilitou melhor posicionamento do pulmão doador e ajuste de sua posição durante a anastomose. Em estudos anteriores, o coto pulmonar do receptor foi completamente removido antes da anastomose, e o PA, PV e Br foram pinçados com instrumentos para fixação15, o que poderia facilmente causar ruptura vascular. Antes da anastomose, uma solução salina heparinizada deve ser usada para irrigação vascular para remover coágulos sanguíneos e prevenir complicações tromboembólicas. Isso foi relatado em muitos estudos anteriores 7,10,16. No entanto, muitos pesquisadores não prestaram atenção ao fato de que bolhas de ar podem ser facilmente introduzidas durante o processo de anastomose, levando à embolia gasosa. Em nosso procedimento, usamos um cotonete fino para remover bolhas de ar maiores dos vasos sanguíneos do receptor e do manguito doador, prevenindo efetivamente a embolia gasosa. Bolhas menores podem ser absorvidas e não causam problemas significativos.
No procedimento anastomótico, a artéria pulmonar (AP) é abordada primeiro, seguida pelo brônquio (Br), concluindo com a veia pulmonar. Essa abordagem sequencial é estrategicamente adotada devido à elasticidade superior da AP, que minimiza o risco de lesão vascular ou deslocamento do manguito causado por tensão excessiva durante a anastomose venosa subsequente. A anastomose primária da VP ou do Br pode predispor à ruptura vascular ou brônquica, bem como à migração do balonete devido a complicações relacionadas à tensão. Por meio de protocolos de treinamento sistemáticos e prática repetitiva, essa sequência otimizada demonstrou vantagens significativas na redução da complexidade técnica e no aumento das taxas de sucesso operacional. Notavelmente, nossa abordagem alcançou uma taxa de sucesso anastomótica de 100%, superando os resultados relatados em estudos comparáveis. Durante o procedimento de implantação, o operador só precisa retrair a borda da incisão com uma mão, inserir o manguito doador no lúmen receptor e prendê-lo com um nó com uma mão. Essa técnica, que permite a fixação e o nó com uma única mão, reduz significativamente os requisitos de pessoal e aumenta a eficiência cirúrgica. Assim, nosso estudo melhorou o método de transplante ortotópico de pulmão esquerdo de ratos, reduziu o tempo e a dificuldade de operação cirúrgica e melhorou a repetibilidade desse modelo.
Divulgações
Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (Concessão nº 82470103), pela Bolsa de Pesquisa Especial da Fundação Médica Wu Jieping (Nº 320.6750.2025-01-1), pela Associação de Educação Médica da China (Concessão nº. ZJWYH-2023-YIZHI-003), o Projeto de Pesquisa em Epidemiologia Clínica do Laboratório Estadual de Doenças Respiratórias (Grant No. SKLRD-L-202504), o Projeto de Tecnologia de Características Clínicas de Guangzhou (Concessão nº 2023C-TS10) e o Projeto de Pesquisa Clínica Principal no âmbito do Programa de Aprimoramento da Capacidade de Pesquisa da Universidade Médica de Guangzhou (Concessão nº. GMUCR2024-01007).
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Solução salina a 0,9% | Esperança | HBPP008-100 | |
| Placa de Petri estéril de 10 cm | Beckman | Placa de Petri de plástico de 10 cm | |
| Fio-guia de intubação traqueal 16 G | Vega | - | |
| Pinça fina Dumont #7-curva/11,5 cm | F.S.T | 11271-30 | |
| Tesoura de olho 10 cm reta afiada | Jingzhong | Y00030 | |
| Pinça hemostática (dente inteiro curvo) | Jingzhong | J31180 | |
| Solução de heparina sódica | Leagene | R10119 | |
| Agulha introcan 14 G agulha borboleta | B.Braun | Rolamento 4254210B | |
| Agulha introcan 16 G agulha borboleta | B.Braun | Rolamento 4254171B | |
| Lâmpada LED de fonte de luz fria de fibra dupla | RWD | 76312 | |
| Papel de limpeza de lentes | Kimberly | 34155 | |
| Ratos Lewis | Guangzhou Dean Gene Technology Co., LTD. (Guangzhou, China) | ||
| Cotonetes médicos | Vencedor/Wenjian | 10 cm x 50 peças | |
| Porta-agulhas médicas | Chenghe | - | |
| Seringa estéril médica | Vencedor/Wenjian | 20ml | |
| Tesoura cirúrgica médica 12,5 cm reta afiada | Pulun | PL1251 | |
| Fita médica | Wenxian | 1527 | |
| Pinça de tecido médico | RWD | J30607 | |
| Afastador de pálpebra de titânio médico | Youdikang | - | |
| Pinça micro curva | Jingzhong | JzCrWA3050 0,3/140 mm | |
| Pinça hemostática microvascular 12,5 cm curvada | Jinzhong | W40350 | |
| Pinça hemostática microvascular 12,5 cm reta | Jinzhong | W40340 | |
| Microtomografia computadorizada | Pinseng | SNC-100 | |
| Clipes vasculares em miniatura | F.S.T | 18055-06 | |
| Máquina de anestesia para pequenos animais multicanal | RWD | R550 | |
| Kit de coagulação neurocirúrgica, kit de coagulação | F.S.T | 18010-00 | |
| Pentobarbital sódico | Sigma | Pág. 3761 | |
| Cotonetes pontiagudos | Outro | 1000 peças | |
| Plataforma de intubação de rato/camundongo | Puxin | - | |
| Sistema de banho-maria de rato / camundongo (intraoperatório) 10-65 & Controle de temperatura C, 310 x 290 MM, 220 V | Huayang | 36-0041 | |
| Xangai Golden Bell pinça microscópica médica pinças finas microscópicas flexão reta microhand instrumentos cirúrgicos instrumentos microscópicos | Jingzhong | WA1020 | |
| Xangai Pudong Jinhuan Medical suturas cirúrgicas absorvíveis Suturas estéreis com elevadores de implantação de agulha (4-0) | Xangai Pudong Jinhuan | 473445 | |
| Ventiladores para animais de pequeno porte | Kent Científico | RoVent Jr | |
| Sistema de isolamento de banho-maria para pequenos animais | HUAYON | TG-TP-BL | |
| Tesoura de mola (grande) | Jing Zhong | JzCrWA1020 | |
| Pinça de mosquito médica de aço inoxidável | Jiate | LZ1021 | |
| Aço puxador plano curvo não dentado 0,3 dentes | Zhenbang (Médico) | Dentado com gancho/plataforma para amarrar | |
| Punho liso de aço reto não-dentado 0,3 dentes | Zhenbang (Médico) | Dentado com gancho/plataforma para amarrar | |
| Bolas de algodão estéreis | Boshengtianai | Tamanho pequeno | |
| Gaze estéril | Hisern | 6 cm x 8 cm | |
| Sutura com agulha | Lingqiao | 8-0 | |
| Sutura com agulha | Lingqiao | 6-0 | |
| Pinça Dumont #5 Fórceps, Reta | F.S.T | 11254-20 | |
| Argila ultraleve | Bokee | CQNT-24 | |
| Suporte de grampo vascular | RWD | R34001-14 |
Referências
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- Bos, S., Vos, R., Van Raemdonck, D. E., Verleden, G. M. Survival in adult lung transplantation: where are we in 2020. Curr Opin Organ Transplant. 25 (3), 268-273 (2020).
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Reimpressões e permissões
