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Artigo de método

Avaliação da Função Ventricular Direita em Modelos Experimentais de Hipertensão Arterial Pulmonar

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DOI:

10.3791/68248

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27 de junho de 2025

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1Laboratory of Pulmonary Investigation, Institute of Biophysics Carlos Chagas Filho, Federal University of Rio de Janeiro

Neste artigo

Resumo

A apresentação de métodos detalhados para a avaliação da função do ventrículo direito aumentará a qualidade e a confiabilidade da pesquisa sobre hipertensão pulmonar, oferecendo uma estrutura robusta para estudos futuros e aumentando a reprodutibilidade em diferentes laboratórios.

Resumo

A hipertensão pulmonar (HP) é uma condição crônica associada à redução da sobrevida, tornando-se uma área crítica de pesquisa. Modelos experimentais de HP melhoraram significativamente nossa compreensão de sua fisiopatologia e facilitaram o desenho de pequenos ensaios observacionais e clínicos. No entanto, é crucial estabelecer metodologias padronizadas para garantir a comparabilidade entre diferentes estudos experimentais e grupos de pesquisa. A padronização não apenas aumenta a reprodutibilidade, mas também promove a colaboração entre as equipes de pesquisa.

Neste vídeo, descrevemos as etapas metodológicas necessárias para analisar os parâmetros funcionais da HP com precisão. Isso inclui avaliação ecocardiográfica, punção invasiva do ventrículo direito (VD) e cálculo do índice de Fulton. Em relação à ecocardiografia, a medida do tempo de aceleração arterial pulmonar e da razão do tempo de ejeção pulmonar, bem como o cálculo do débito do VD, são apresentados em detalhes. Em relação às medidas invasivas, são descritos procedimentos essenciais, incluindo protocolos de anestesia, posicionamento ideal do animal, configuração da ventilação mecânica, abertura precisa da parede torácica, visualização do VD e técnicas de punção do VD.

A metodologia para dissecção ventricular (índice de Fulton) é explicada detalhadamente, assim como o cálculo da relação VD/ventrículo esquerdo mais septo, corrigido para o peso corporal do animal. Acreditamos que fornecer uma apresentação detalhada desses métodos aumentará a qualidade e a confiabilidade da pesquisa em HP, oferecendo uma estrutura robusta para estudos futuros e aumentando a reprodutibilidade em diferentes laboratórios.

Introdução

A mensuração funcional adequada da função do ventrículo direito (VD) em pequenos animais tornou-se essencial desde o aumento de estudos utilizando modelos animais em ciências respiratórias e cardiovasculares. Existem vários modelos animais de hipertensão pulmonar (HP), usando monocrotalina1, hipóxia2 ou Sugen + hipóxia3. Eles serviram bem para desvendar novas vias fisiopatológicas 1,4 e estudar novos tratamentos farmacológicospotenciais 5 e não farmacológicos6 para HP. No entanto, apesar do agente causador que leva ao fenótipo HP, há preocupação com a mensuração funcional do desempenho do VD, principalmente porque a função do VD geralmente (1) é o desfecho primário adotado por estudos pré-clínicos7; (2) diferentes tipos de equipamentos estão disponíveis para realizar ecocardiografia e punção invasiva da câmara do VD; (3) são necessários conhecimentos em anestesia e algum conhecimento sobre ventilação mecânica invasiva em pequenos animais, bem como o reconhecimento de uma janela adequada para avaliação do VD.

De acordo com os 3Rs dos estudos pré-clínicos (substituição, redução e refinamento), a redução é alinhada para expandir métodos que ajudem a obter níveis comparáveis de informação, o que aumenta a reprodutibilidade8. Assim, o número de animais será reduzido na pesquisa principalmente como resultado de estratégias como desenho experimental apropriado, avaliação estatística correta e compartilhamento de prática e conhecimento. No presente estudo metodológico, três técnicas diferentes são apresentadas após a indução da HAP (Figura 1). A primeira é a mensuração não invasiva da função do VD por ecocardiografia transtorácica. As imagens são obtidas a partir de incidências do eixo paraesternal longo e curto. O diâmetro da via de saída do VD, o tempo de aceleração pulmonar (TAP) e o tempo de ejeção pulmonar (PET) são avaliados usando um Doppler de onda pulsada. A relação PAT/PET é calculada e utilizada como índice indireto de hipertensão arterial pulmonar (HAP)9,10. A segunda é a punção invasiva do VD. Normalmente, um sistema de aquisição de dados fisiológicos é usado, gravando continuamente em um computador executando um software personalizado. A pressão sistólica invasiva do ventrículo direito (PSVD) e a pressão arterial pulmonar média são frequentemente utilizadas como desfechos primários em diferentesestudos7. O terceiro é o índice de hipertrofia ventricular direita, também chamado de índice de Fulton11, que é a razão entre o VD e o ventrículo esquerdo (VE) mais o peso do septo interventricular (S) (VD/VE + S), corrigido para o peso corporal do animal. A apresentação de métodos detalhados para a avaliação da função do VD aumentará a qualidade e a confiabilidade da pesquisa em HP, oferecendo uma estrutura robusta para estudos futuros e aumentando a reprodutibilidade em diferentes laboratórios.

figure-introduction-1
Figura 1: Fluxograma. Ilustração resumida dos protocolos descritos neste artigo. Abreviaturas: ECO = ecocardiografia; VE = ventrículo esquerdo; HAP = hipertensão arterial pulmonar; VD = ventrículo direito; HVD = hipertrofia ventricular direita; PSVD = pressão sistólica do ventrículo direito; S = septo interventricular. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Protocolo

O protocolo do estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética no Uso de Animais (CEUA) da Universidade Federal do Rio de Janeiro sob o número de processo 043/22. Todos os procedimentos obedeceram aos Princípios de Cuidados com Animais de Laboratório e ao Guia da Academia Nacional de Ciências dos EUA para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. O estudo seguiu as diretrizes do ARRIVE11.

1. Preparação animal e protocolo experimental

  1. Calcule o número de animais conforme relatado anteriormente12.
    NOTA: Levando em consideração que as diferenças no RVSP entre CTRL e HAP alcançaram um tamanho de efeito de d = 3,95, assumindo uma razão de tamanho amostral de 1 e um poder estatístico (1-β = 0,8) para identificar diferenças significativas (α = 0,05), foram necessários três animais por grupo neste protocolo.
  2. Randomize (seis) ratos Wistar machos (220 ± 10 g) para receber uma injeção intraperitoneal (i.p.) de monocrotalina (60 mg/kg; grupo HAP, n = 3) ou solução salina (1 mL/kg; Grupo CTRL, n = 3).
  3. No dia 28, medir os parâmetros cardiovasculares e sacrificar os animais por exsanguinação através de uma transecção da aorta abdominal.

2. Ecocardiografia

  1. Configuração do sistema de eletrocardiografia
    1. Verifique se o cabo de alimentação está conectado corretamente ao dispositivo e à tomada. Pressione o botão POWER no painel de controle por alguns segundos até que o sistema seja iniciado.
    2. Certifique-se de que o transdutor esteja conectado corretamente.
    3. Selecione PACIENTE no banco de dados para registrar o ID do animal para iniciar o procedimento.
    4. Desligue o transdutor pressionando o botão de congelamento (figure-protocol-1) no painel de controle enquanto prepara o animal para preservar a vida útil do dispositivo.
  2. Procedimento de eletrocardiografia
    1. Configure o aparelho de anestesia com isoflurano a 2,5% e descarga de oxigênio de 1 L/min.
    2. Coloque o animal na câmara da máquina de anestesia. Assim que o animal estiver sedado, posicione-o em decúbito dorsal, fixe a parte superior das patas na mesa cirúrgica com fita adesiva e prenda a máscara da máquina de anestesia no focinho do animal. Para evitar acordar o animal, certifique-se de alterar o botão de alternância da máquina de anestesia de CHAMBER para MASK.
      1. Avaliar o nível de anestesia pela avaliação do diâmetro da pupila, posição e resposta à luz; posição da membrana nictitante; e movimento em resposta à estimulação da cauda. Inicie os experimentos quando as respostas a um estímulo de ruído (palmas), bem como a estimulação do bigode e a resposta da pinça da cauda, estiverem ausentes13.
    3. Use curativo de gaze com detergente e água para molhar o pelo do peito do animal anestesiado. Raspe o pelo do peito do animal com uma lâmina de barbear presa à pinça Kelly. Aplique uma quantidade generosa de gel condutor no peito do animal.
    4. Pressione o botão 2D no painel de controle.
    5. Coloque o transdutor entre o terceiro e o quinto espaço intercostal para adquirir o eixo curto. Direcione o transdutor em direção ao ombro esquerdo do animal (ângulo de 90° em relação ao esterno), capturando uma imagem transversal ao nível da base do coração, o que permite a visualização do VD, valva aórtica, valva pulmonar e átrio esquerdo (Figura 2A).
    6. Pressione o botão de congelamento (figure-protocol-2) no painel de controle para congelar a imagem e pressione o botão salvar (figure-protocol-3) no painel de controle para salvar a imagem.
    7. Quando o ângulo correto for encontrado, permaneça nessa posição e pressione o botão de onda de pulso (PW) no painel de controle para obter o modo Doppler espectral de onda pulsada (Figura 2B).
    8. Use o trackball no painel de controle para mover o cursor amarelo (esquerda ou direita/para cima ou para baixo) em uma tela e posicione-o sobre a válvula pulmonar.
    9. Pressione o botão de cinco (5) no painel de controle para obter a curva de fluxo sanguíneo através da válvula pulmonar.
      PASSO CRÍTICO: Para obter uma boa imagem, certifique-se de que a curva seja intensamente branca e a acústica seja alta e clara.
    10. Posicione o transdutor entre o terceiro e o quinto espaço intercostal para adquirir o eixo longo. Direcione o transdutor em direção ao ombro direito do animal (ângulo de 45°-60° em relação ao esterno), captando uma imagem do corte longitudinal, o que permite a visualização do ventrículo esquerdo, ventrículo direito, átrio esquerdo, valva mitral e valva aórtica (Figura 2C).
    11. Pressione o botão de congelamento (figure-protocol-4) no painel de controle para congelar a imagem e pressione o botão salvar (figure-protocol-5) no painel de controle para salvar a imagem.
    12. Pressione o botão END EXAM no painel de controle para concluir o experimento e salvar as imagens no banco de dados do paciente.
  3. Análise de dados
    1. Configuração do sistema de eletrocardiografia:
      1. Verifique se o cabo de alimentação está conectado corretamente ao dispositivo e à tomada. Pressione o botão POWER por alguns segundos até que o sistema seja iniciado.
      2. Selecione PESQUISAR em uma tela e escolha o respectivo ID do animal no banco de dados para iniciar a análise.
      3. Pressione o botão SONOVIEW no painel de controle. Clique uma vez na imagem em uma tela para iniciar a análise.
        NOTA: A imagem é delimitada por uma linha pontilhada. Esta linha deve ser contínua após clicar para iniciar a análise.
      4. Usando o trackball, selecione a imagem de eixo curto no modo Doppler espectral de onda pulsada no canto direito da tela.
      5. Pressione o botão da calculadora (figure-protocol-6) no painel de controle e selecione o parâmetro frequência cardíaca (FC) em uma tela. Usando o trackball, posicione a linha do cursor de pico a pico de duas curvas. Faça isso três vezes para obter o valor médio.
      6. Pressione o botão da calculadora (figure-protocol-7) no painel de controle; selecione o parâmetro válvula pulmonar (VP) e após o parâmetro tempo de aceleração da válvula pulmonar (VP AccT/ET) em uma tela. Usando o trackball, posicione a linha do cursor do início ao pico da curva. Em seguida, posicione a linha do início ao fim da mesma curva. Faça isso três vezes para obter o valor médio (Figura 3A).
      7. Salve os dados pressionando o botão salvar (figure-protocol-8) no painel de controle.
      8. Usando o trackball, selecione a imagem do eixo longo no canto direito da tela.
      9. Pressione o botão da calculadora (figure-protocol-9) no painel de controle; selecione o parâmetro via de saída do ventrículo direito (VSVD) e após o parâmetro diâmetro da via de saída do ventrículo direito (VSVD DIAM) em uma tela. Usando o trackball, posicione o cursor de uma parede do RV para a outra parede. Faça isso três vezes para obter o valor médio (Figura 3B).
      10. Salve as imagens com dados pressionando o botão salvar (figure-protocol-10) no painel de controle.
      11. Transfira as imagens para o disco rígido externo. Selecione PESQUISAR em uma tela e o respectivo ID do animal no banco de dados. Selecione EXPORTAR em uma tela e escolha o disco rígido externo.

figure-protocol-11
Figura 2: Janela paraesternal do ecocardiograma transtorácico. Imagem esquemática da posição do transdutor para aquisição de imagens transversais e uma imagem representativa do eixo curto em (A) modo 2D e (B) modo Doppler espectral de onda pulsada, e o (C) eixo longo. Abreviaturas: Ao = aorta; AV = valva aórtica; CTRL = controle; AE = átrio esquerdo; VE = ventrículo esquerdo; VM = valva mitral; HAP = hipertensão arterial pulmonar; AD = átrio direito; VD = ventrículo direito. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-12
Figura 3: Análise dos dados da ecocardiografia transtorácica. (A) Imagem representativa da posição da linha pontilhada para cálculo da relação PAT/PET, e (B) imagem representativa da posição do conector para análise do diâmetro do fluxo de saída do ventrículo direito. Abreviaturas: FC = frequência cardíaca; PAT = tempo de aceleração da artéria pulmonar; TEP = tempo de ejeção pulmonar; VP AccT = tempo de aceleração da valva pulmonar; VD ET = tempo de ejeção da valva pulmonar; VP AccT/ET = razão entre o tempo de aceleração da valva pulmonar e o tempo de ejeção da valva pulmonar; VSVD Diam = diâmetro da via de saída do ventrículo direito; Área da VSVD = área da via de saída do ventrículo direito. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

3. Pressão sistólica do ventrículo direito

  1. Preparação da pressão sistólica do ventrículo direito
    1. Ventilador mecânico: Definir no ventilador mecânico os seguintes parâmetros: Fração inspirada de oxigênio (FiO 2 ), 21%; volume corrente de 8 mL/kg; frequência respiratória de 70 bpm; e pressão expiratória final positiva (PEEP), 3 cmH2O.
    2. Monitor e transdutor de sinal: Conecte o conjunto de veias do couro cabeludo de 19 G usado para punção a um monitor para que a pressão possa ser visualizada.
    3. Procedimento de zeragem para o transdutor de pressão do registrador fisiológico multicanal:
      1. Conecte o transdutor de pressão ao cabo hemodinâmico apropriado e ao canal do monitor multiparâmetro.
      2. Alinhe o transdutor de pressão e a ponta final da veia do couro cabeludo a uma altura semelhante do tórax do animal.
      3. Pressione o botão zero na tela multiparâmetro. Mova a veia do couro cabeludo conectada ao transdutor de pressão para cima e para baixo e verifique se os valores aumentam e diminuem, respectivamente.
        PASSO CRÍTICO: O conjunto de veias do couro cabeludo deve ser preenchido com solução salina heparinizada para garantir a transmissão adequada do sinal. Evite bolhas de ar na linha para evitar interferência de sinal.
    4. Procedimento de calibração do transdutor de pressão do registrador fisiológico multicanal: Usando um esfigmomanômetro externo e analógico, verifique se a pressão aplicada no transdutor de pressão é semelhante à observada na tela do monitor do multipametro. Caso contrário, ajuste o ganho do canal.
    5. Para um computador com um sistema de aquisição dedicado aberto, defina o software:
      1. Abra o programa e clique em DataAcquisitionSystem na tela. Isso abre a janela onde o sinal de pressão pode ser monitorado.
      2. Nesta janela, clique na seta branca em uma tela no canto superior esquerdo.
      3. Um pop-up aparecerá solicitando a configuração; clique em OK.
      4. Na nova janela, vá para Canal físico e clique em Procurar.
      5. Usando o botão CTRL em um teclado, selecione todos os canais, exceto 'ai7', e clique em OK.
      6. Abaixo de Canal físico, consulte Configuração do terminal de entrada definida como padrão. Use as setas laterais para alterá-lo para RSE e clique em OK.
      7. Uma nova janela será aberta onde a aquisição do sinal pode ser verificada e a linha de base pode ser calibrada. Pressione Configuração de Carga, selecione o arquivo de configuração apropriado e, em seguida, pressione Sinais de Carga no lado direito da janela.
      8. Aguarde de 5 a 10 segundos para que o sinal apareça na tela. Uma vez visível, clique em Sinal 0, selecione Sinal 6 e, em seguida, clique em Linha de Base Zero.
      9. Navegue até o diretório de arquivos e escolha o local onde os dados serão salvos durante o experimento. Clique em Pasta atual no canto inferior direito.
      10. Agora que todos os parâmetros estão definidos no software, clique em OK. Retorne à janela principal do programa e clique em Adquirir. O programa iniciará a aquisição de sinal.
      11. No canto inferior direito, selecione o sinal de acordo com a configuração (sinal 6).
        NOTA: Certifique-se de que o sinal no monitor do computador corresponda ao sinal no monitor do transdutor e flutue quando o conjunto de veias do couro cabeludo for movido. Caso contrário, solucione o problema da transmissão do sinal antes de continuar.
  2. Procedimento de pressão sistólica do ventrículo direito
    1. Após a ecocardiografia, administrar uma combinação i.p. de 87,5 mg/kg de cetamina e 12,5 mg/kg de xilazina para anestesiar o animal.
    2. Uma vez que o animal esteja sedado, administrar 400 μL de lidocaína por via subcutânea (s.c.) na região traqueal.
  3. Traqueostomia
    1. Assim que o animal estiver sedado, coloque-o em decúbito dorsal e fixe as patas superiores com fita adesiva na mesa cirúrgica em uma fonte de calor para manter a temperatura corporal (por exemplo, uma mesa cirúrgica aquecida).
    2. Limpe a área da garganta com álcool 70%. Em seguida, use um curativo de gaze com detergente e água para molhar o pelo da garganta do animal anestesiado. Raspe o pelo da garganta do animal com uma lâmina de barbear presa à pinça Kelly.
    3. Faça uma incisão na pele usando uma pinça de tecido com dentes e tesouras.
    4. Exponha a traqueia retraindo a glândula submaxilar e dissecando sem rodeios os músculos circundantes usando uma pinça de tecido com dentes e uma pinça Kelly curva.
    5. Passe cuidadosamente uma linha de sutura sob a traqueia usando uma pinça Kelly curva.
    6. Usando as pontas soltas da linha de sutura, levante a traqueia suavemente para melhor visualização e faça um pequeno corte entre dois anéis de cartilagem usando uma lâmina de bisturi. Tenha cuidado com os anéis de cartilagem para evitar cortar a laringe.
    7. Insira a cânula de traqueostomia suavemente com a ponta chanfrada voltada para baixo e, após posicionar corretamente, gire para cima, avançando aproximadamente cinco anéis, mas não mais fundo.
      NOTA: Se a cânula de traqueostomia contiver muco, é necessário exalá-la com uma seringa antes de conectá-la ao ventilador mecânico.
    8. Prenda a cânula com a linha de sutura, garantindo que ela permaneça no lugar.
    9. Administrar 2 mg/kg de brometo de pancurónio para paralisar os músculos do animal.
      NOTA: O brometo de pancurônio pode ser injetado por via intravenosa através de um cateter da veia da cauda ou por via intraperitoneal.
    10. Conecte o animal ao ventilador mecânico, testado e configurado no modo de ventilação controlada por volume.
    11. Com o animal traqueostomizado e conectado ao ventilador mecânico, proceda à exposição do coração.
  4. Cateterismo
    1. Limpe a área do peito com álcool 70%. Em seguida, use um curativo de gaze com detergente e água para molhar o pelo do peito do animal anestesiado. Raspe o pelo do peito do animal com uma lâmina de barbear presa à pinça Kelly.
    2. Para abrir a cavidade torácica, faça uma incisão na pele a partir da base do apêndice xifóide, parando cerca de 0,5 cm abaixo do local da traqueostomia.
    3. Corte os músculos intercostais internos e externos para expor as costelas e o esterno.
    4. Exponha o coração cortando o esterno com uma tesoura e use uma pinça Kelly para segurar cada lado da cavidade torácica para melhor acesso ao VD.
      NOTA: Sempre corte ao longo do esterno para minimizar o sangramento excessivo, o que pode prejudicar a visibilidade.
    5. O coração é coberto pelo pericárdio. Remova esta membrana fina usando uma pinça para que as câmaras cardíacas possam ser diferenciadas.
    6. Agora que o animal foi traqueostomizado, conectado ao ventilador e o coração está exposto, prossiga com a punção ventricular direita.
    7. Certifique-se de que o computador esteja ligado, o LabView esteja aberto e a linha de base esteja configurada para aquisição de sinal antes de avaliar o RVSP. Localize o VD, usando o ramo interventricular das artérias coronárias como referência. Este ramo é visível e indica a posição do septo interventricular, separando os ventrículos direito e esquerdo.
    8. No software, verifique se a aquisição do sinal foi iniciada. Clique no botão salvar em uma tela e digite o ID do animal.
    9. Usando o conjunto de veias do couro cabeludo de 19 G cheias de solução salina heparinizada, perfure um pouco acima do ponto de referência, garantindo que a agulha não seja inserida muito profundamente.
      PASSO CRÍTICO: A inserção excessiva da agulha pode perfurar o ventrículo esquerdo, produzindo pressões não relacionadas à artéria pulmonar.
    10. Verificar a acurácia da punção pelos valores pressóricos obtidos: RVSP em animais controle, 10-20 mmHg; RVSP em animais com hipertensão arterial pulmonar, até 60 mmHg; pressão adquirida >80 mmHg indica que provavelmente a cânula atingiu o ventrículo esquerdo (Figura 4B).
    11. Registre pelo menos 10 picos de onda de pressão estáveis para garantir a confiabilidade dos dados.
    12. Ao final da aquisição do sinal, administrar heparina ao animal para coleta de sangue por punção do ventrículo esquerdo ou veia cava abdominal com seringa heparinizada.
      NOTA: A heparina pode ser injetada por via intravenosa através de um cateter de veia caudal ou diretamente no ventrículo esquerdo.
    13. Após a coleta de sangue, eutanasiar o animal por exsanguinação cortando a veia cava abdominal e prosseguir com a coleta de órgãos para posterior análise.
    14. Salve o sinal no diretório de arquivos escolhido no início do experimento. Transfira as imagens para o disco rígido externo selecionando os arquivos na pasta do computador e copie/cole os arquivos .bin em um disco rígido externo.

4. Análise dos dados

NOTA: Verifique o código de rotina usado no MATLAB para analisar o sinal do transdutor para RVSP (Supplemental File 1). Foi desenvolvido com base nas necessidades deste projeto de pesquisa.

  1. Abra o programa, clique no botão procurar colar (figure-protocol-13) na tela do MATLAB e selecione o arquivo no disco rígido interno do computador que contém o código apropriado.
  2. No canto esquerdo da tela do MATLAB, observe a lista de arquivos que contêm os códigos de cada canal reconhecido pelo transdutor.
  3. Escolha o código para a configuração do canal que foi escolhido no início do experimento para detectar o sinal (canal 6).
  4. Pressione o botão Executar (figure-protocol-14) e selecione o arquivo .bin no disco rígido externo para analisar.
    PASSO CRÍTICO: No canto inferior direito, altere o tipo de arquivo de Todos os arquivos MATLAB para Todos os arquivos, caso contrário, os arquivos .bin não aparecerão.
  5. Selecione a melhor área da curva clicando uma vez no início e uma vez no final. A melhor área é aquela com as curvas mais homogêneas, com picos e vales visualmente iguais (Figura 4A).
  6. Selecione 10 s da curva clicando uma vez no início (0 s) e uma vez no final (10 s) (Figura 4A).
    NOTA: O eixo X representa o tempo em segundos e o eixo Y representa a pressão em mmHg.
  7. Ajuste a linha de base subtraindo o valor mínimo na janela de comando e pressionando ENTER no teclado. O software gera todos os dados automaticamente (Figura 4A).
  8. Observe os dados apresentados em duas colunas; O primeiro é o tempo do pico e o segundo é o valor do pico (pressão).
    NOTA: As curvas obtidas a partir da punção representam as pressões sistólica (pico) e diastólica (vale) do VD. A análise MATLAB apresenta ambos os valores.
  9. Copie e cole os dados da pressão sistólica em um arquivo .txt e exclua os valores referentes ao tempo.
  10. Altere todos os pontos para vírgulas no arquivo .txt para poder obter a média.
  11. Selecione 10 valores de pressão de pico e calcule-os a média.

figure-protocol-15
Figura 4: Análise dos dados da pressão sistólica do ventrículo direito. (A) Imagens representativas das etapas para selecionar áreas da curva durante a análise. (B) Exemplo de curva mostra um pico de aproximadamente 80 mmHg, indicando que a punção foi profunda o suficiente para atingir o ventrículo esquerdo. Depois de recuar suavemente, atingiu a cavidade do ventrículo direito. É possível ver na curva que aparece no primeiro degrau. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

5. Índice de hipertrofia ventricular direita

  1. Procedimento
    1. No início do protocolo experimental, medir o peso corporal do animal.
    2. Após medir o RVSP, eutanasiar o animal por exsanguinação e remover os órgãos da cavidade torácica em bloco para separar o coração do animal sacrificado.
    3. Dissecar os vasos na base do coração (aorta, artéria pulmonar, veia cava e veias pulmonares).
      PASSO CRÍTICO: Tenha cuidado para evitar dissecar as aurículas direita e esquerda.
    4. Seque o coração com gaze e registre o peso do coração inteiro seco medido na balança de precisão.
    5. Disseque os átrios esquerdo e direito e descarte-os.
    6. Separe o VD do VE associado ao S.
    7. Seque cada componente dissecar com gaze e registre o peso do VD e do VE + S medido separadamente na balança de precisão.
  2. Análise de dados
    1. Calcule o índice de hipertrofia do ventrículo direito como índice de Fulton, que permite avaliar a hipertrofia do VD comparando o peso da parede livre do VD com o peso das paredes do VE + S corrigido pelo peso corporal:
      figure-protocol-16
      NOTA: Índice de Fulton em animais controle, até 0,4 mg; Índice de Fulton em animais com HAP, >0,4 mg.

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Resultados

Para as análises estatísticas, cada variável foi testada quanto à normalidade e variância por meio do teste de Shapiro-Wilk. Os dados são apresentados como média ± desvio padrão. O teste t não pareado foi utilizado para comparar as concentrações de partículas nos grupos controle (CTRL) e hipertensão arterial pulmonar (HAP) (p<0,05).

Alterações ecocardiográficas em modelo animal de HAP
A Figura 4 mostra que a relação PAT/PET foi men...

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Discussão

A HAP é uma doença progressiva caracterizada por remodelamento vascular excessivo, que promove aumento da resistência vascular pulmonar, resultando em aumento da pós-carga doVD14. Assim, o RVSP representa uma variável funcional que se correlaciona diretamente com a gravidade daHAP15. Com o tempo, a resposta adaptativa do VD é hipertrofia concêntrica compensatória (medida pelo índice de Fulton)16 e dilatação ventricul...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Os autores agradecem ao Sr. André Benedito da Silva pelo apoio nos experimentos, à Sra. Verônica Cristina dos Santos Lima pelos cuidados com os animais e à Sra. Lorna O'Brien pela revisão gramatical do inglês. Este estudo foi financiado pela Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ E-26/202.766/2018, E-26/010.001488/2019).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Reagentes
Álcool 70%MontenegroALC70-001
Gel condutorMercorCG-002
Solução salina (NaCl 0,9%)BioPharmaSAL-009
Instrumentos
19 G conjuntode veias do couro cabeludoDescarpackSVS-19G
Pinça Kelly CurvaABC instrumentos cirurgicosCKF-003
Pinça KellyABC instrumentos cirurgicosKF-004
Agulhas (18, 22 e 26 G)DescarpackNDL-MIX
Placa de PetriGlassLabPD-150
Lâmina de barbearABC instrumentos cirurgicosRB-005
BisturiABC instrumentos cirurgicosSC-006
TesouraABC instrumentos cirurgicosSCIS-007
Linha de suturaABC instrumentos cirurgicosSUT-008
Seringas (1, 3 e 5 mL)DescarpackSYR-135
Cânula de traqueostomiaMedTechTC-010
PinçaABC instrumentos cirurgicosTWZ-011
Drugs
Dextroketamine hydrochloride 5%Cristá liaDXT-00587,5 mg/kg intraperitoneal
Isoflurano 1 mL/mL 240 mLCristá liaISO-2402,5% solução para inalação
Cloridrato de lidocaína 1%Crist á liaLID-001400 µ L subcutâneo localmente
MonocrotalinaSigma-AldrichC240160 mg/kg
brometo de pancurônio intraperitoneal 2 mg/mLCristá liaPAN-0022 mg/kg heparina sódica intravenosa
5000 UI/mLCristá liaHEP-5000diluído 1:4 em 1 mL
Cloridrato de xilazina 2%SyntecXYL-00212,5 mg/kg intraperitoneal
Equipment
GraphPad Prism 9GraphPad Software, IncGP9
Monitor veterinário multiparamétrico em rede LifeWindow 9xDigicare Animal HealthLW9x
Software LabViewNational Instruments, Corp.Software LV-2019
MATLAB R2019a (Versão)The MathWorks, Inc.MATLAB-2019
Monitor e transdutor de sinalMedTechMST-015
Balança de precisãoSartoriusPS-020
R540 Mouses& Máquina de Anestesia para Animais de RatoRWD Life Schience Co.,LTDR540-ANA
ScaleOhausSCL-025
Servo-i ventilador mecânico Getinge ABSERVO-IFiO2 = 21%; volume corrente = 8 ml/kg, frequência respiratória = 70 bpm e PEEP = 3 cmH2O
SonoView softwareSONOTEC Ultraschallsensorik Halle GmbHSV-2020
UGEO HM70A system Samsung Eletrô nica da Amazô nia LTDAHM70A
G*Power 3.1.9.7Universidade de Dü sseldorf, Alemanhagpower

Referências

  1. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  2. Zhu, Z., et al. Echocardiographic assessment of right ventricular function in experimental pulmonary hypertension. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019841987(2019).
  3. Bikou, O., Sassi, Y. The sugen/hypoxia rat model for pulmonary hypertension and right heart failure. Methods Mol Biol. 2803, 163-172 (2024).
  4. Hill, N. S., Gillespie, M. N., McMurtry, I. F. Fifty years of monocrotaline-induced pulmonary hypertension: What has it meant to the field. Chest. 152 (6), 1106-1108 (2017).
  5. Santos, R. T., et al. Pharmacological agents and potential new therapies in pulmonary arterial hypertension. Curr Vasc Pharmacol. 22 (3), 155-170 (2024).
  6. Tsai, J., Malik, S., Tjen, A. L. S. C. Pulmonary hypertension: Pharmacological and non-pharmacological therapies. Life (Basel). 14 (10), 1265(2024).
  7. Suen, C. M., et al. Regenerative cell therapy for pulmonary arterial hypertension in animal models: a systematic review. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 75(2019).
  8. Hubrecht, R. C., Carter, E. The 3Rs and humane experimental technique: Implementing change. Animals (Basel). 9 (10), 754(2019).
  9. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3 (2), 157-163 (2010).
  10. Trittmann, J. K., et al. PATET ratio by Doppler echocardiography: noninvasive detection of pediatric pulmonary arterial hypertension. Pediatr Res. 92 (3), 631-636 (2022).
  11. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. J Cereb Blood Flow Metab. 40 (9), 1769-1777 (2020).
  12. Lisboa Braga, C., et al. Therapeutic effects of hypoxia-preconditioned bone marrow-derived mesenchymal stromal cells and their extracellular vesicles in experimental pulmonary arterial hypertension. Life Sci. 329, 121988(2023).
  13. Heil, L. B. B., et al. The effects of short-term propofol and dexmedetomidine on lung mechanics, histology, and biological markers in experimental obesity. Anesth Analg. 122 (4), 1015-1023 (2016).
  14. Humbert, M., et al. ESC/ERS Guidelines for the diagnosis and treatment of pulmonary hypertension. Eur Heart J. 43 (38), 3618-3731 (2022).
  15. D'Alto, M., et al. Right heart catheterization for the diagnosis of pulmonary hypertension. Heart Fail Clin. 14 (3), 467-477 (2018).
  16. Fulton, R. M., Hutchinson, E. C., Jones, A. M. Ventricular weight in cardiac hypertrophy. Br Heart J. 14 (3), 413-420 (1952).
  17. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  18. Stenmark, K. R., Meyrik, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
  19. Mukherjee, M., et al. Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults and special considerations in pulmonary hypertension: Recommendations from the American Society of Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 38 (3), 141-186 (2025).
  20. Spyropoulos, F., et al. Echocardiographic markers of pulmonary hemodynamics and right ventricular hypertrophy in rat models of pulmonary hypertension. Pulm Circ. 10 (2), 2045894020910976(2020).
  21. Rajaram, S., et al. Comparison of the diagnostic utility of cardiac magnetic resonance imaging, computed tomography, and echocardiography in assessment of suspected pulmonary arterial hypertension in patients with connective tissue disease. J Rheumatol. 39 (6), 1265-1274 (2012).
  22. Chin, K. M., et al. Association of N-terminal pro brain natriuretic peptide and long-term outcome in patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 139 (21), 2440-2450 (2019).

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