Procedimento de Colheita Terminal de um Modelo Animal de Grande Porte de Isquemia Miocárdica Crônica com Caracterização Hemodinâmica e Análise de Perfusão

Resumo

O protocolo cirúrgico a seguir representa o segundo e último procedimento para caracterizar de forma completa e confiável a função cardíaca e a perfusão miocárdica após a indução bem-sucedida de isquemia miocárdica crônica em um modelo suíno, em um esforço para investigar novas terapias.

Resumo

A reprodutibilidade e a integridade da pesquisa são princípios fundamentais para a descoberta científica, que são produzidas utilizando princípios e protocolos comprovados e bem estabelecidos. Além disso, com a prevalência cada vez maior e a carga que as doenças cardiovasculares (DCV) representam para os indivíduos e a sociedade em geral, considera-se essencial cultivar um modelo robusto e validado para investigação. Nosso grupo utiliza um protocolo de duas cirurgias em um modelo suíno que foi progressivamente refinado nos últimos vinte anos, no qual primeiro induzimos isquemia miocárdica crônica pela colocação de um constritor ameróide que imita a fisiopatologia da doença arterial coronariana (DAC) em humanos. O segundo e terminal procedimento é uma coleção abrangente e cuidadosa de parâmetros hemodinâmicos cardíacos, bem como perfusão coronariana regional, seguida de eutanásia do coração batendo e secção detalhada do coração. Nosso laboratório usa microesferas marcadas com isótopos para analisar o fluxo sanguíneo miocárdico para a área isquêmica como um método poderoso para quantificar a colateralização devido a agentes terapêuticos experimentais. Além disso, e provavelmente o resultado cardiovascular mensurável mais importante, utilizamos o cateterismo de alça de pressão-volume (PV) do ventrículo esquerdo para medir uma ampla gama de parâmetros hemodinâmicos. Esperamos que, ao detalhar a análise cardíaca abrangente de nosso modelo suíno de isquemia miocárdica crônica, outros pesquisadores possam melhorar e cultivar seus próprios protocolos e investigação terapêutica para a eliminação de doenças cardiovasculares.

Introdução

Nos Estados Unidos, quase metade dos indivíduos tem pelo menos um componente de DCV, compreendendo um grande grupo de estados de doença do coração e dos vasos sanguíneos¹. Até o ano de 2060, projeta-se que a prevalência de múltiplos diagnósticos que compõem DCV aumentará substancialmente em comparação com 2025. Por exemplo, projeta-se que o infarto do miocárdio aumente em 30%, a doença cardíaca isquêmica (DIC) em 31,3% e a insuficiência cardíaca em 33%². Essas estatísticas surpreendentes são ainda mais preocupantes quando consideradas previsões semelhantes de fatores de risco cardiovascular, nas quais o número de indivíduos com diabetes mellitus é estimado em 39,3%, dislipidemia em 27,5% e hipertensão em 27,2%². Em conjunto, isso destaca a necessidade iminente de modelos de pesquisa confiáveis e reprodutíveis para investigar efetivamente terapias inovadoras para DCV e seus fatores de risco. Demonstramos nosso modelo fisiologicamente análogo de DAC em suínos³. O uso de suínos ajuda a cumprir a validade de nosso modelo de pesquisa em representar com precisão a condição humana da DAC, na qual estudos pré-clínicos foram anteriormente criticados pela traduzibilidade. Os suínos têm anatomia coronariana, fisiologia cardíaca, proteoma e metabolismo miocárdico semelhantes aos humanos⁴. Além disso, um componente crucial de nosso modelo é explicar com precisão os resultados fisiológicos, miocárdicos e moleculares subsequentes devido às terapias experimentais.

Normalmente, os ensaios clínicos são usados para implementar novas terapias médicas ou cirúrgicas para investigar quaisquer resultados cardiovasculares benéficos, que são descobertos apenas por meio da observação. Isso é evidente nos ensaios de referência de vários novos medicamentos antidiabéticos que investigam seu impacto cardiovascular. Por exemplo, no estudo de controle randomizado SUSTAIN-6, pacientes com diabetes tipo 2 tratados com semaglutida, um agonista do peptídeo-1 semelhante ao glucagon (GLP-1), apresentaram taxas mais baixas de eventos adversos cardiovasculares maiores em comparação com o placebo⁵. Observações semelhantes foram observadas em outro ECR estudando a sotagliflozina, um inibidor duplo do cotransportador de sódio-glicose 1 e 2 (SGLT-1 e SGLT-2), mostrando uma redução de eventos cardiovasculares adversos maiores em pacientes com diabetes tipo 2, doença renal crônica e fatores de risco cardiovascular adicionais⁶. Essas descobertas foram cruciais para expandir a aprovação do FDA de tais terapias para reduzir a incidência de fatores de risco cardiovascular e doenças. No entanto, uma grande limitação para esses achados observacionais é a falta de compreensão dos mecanismos pelos quais essas novas terapias perpetuam tais efeitos. Isso exemplifica a importância do nosso modelo na descoberta científica dos determinantes mecanicistas subjacentes para novas terapias para DCV.

Ao usar um modelo animal de grande porte, somos capazes de caracterizar de forma invasiva as alterações macroscópicas na função cardíaca e na perfusão miocárdica, bem como entender de forma abrangente as mudanças moleculares microscópicas em resposta a terapias experimentais. Empregamos o uso de cateterismo em alça de PV para determinar variações na função cardíaca. O uso de alças de VP é o padrão-ouro para determinar invasivamente a função ventricular durante a sístole e a diástole e serve como referência para comparar técnicas de imagem não invasivas, como ecocardiograma ou ressonância magnética cardíaca⁷. Essa técnica permite realizar várias medições para determinar cada variável hemodinâmica e reposicionar o cateter em tempo real para garantir a aquisição de dados reprodutíveis. Ou seja, a utilização dessa técnica é limitada na incapacidade de coletar dados longitudinais, como funcional cardíaco basal, função cardíaca no início isquêmico e durante o tratamento. Sentimos que isso é compensado pela capacidade de medir medidas independentes de carga, ganhando o status funcional intrínseco do coração. Além disso, o uso de injeções de microesferas marcadas com isótopos após o mapeamento do território mais isquêmico ajuda a identificar qualquer benefício isquêmico de um agente terapêutico. As injeções de microesferas há muito tempo provaram ser uma representação precisa das alterações no fluxo sanguíneo miocárdico regional⁸.

Nosso laboratório usa consistentemente microesferas com um diâmetro de 15 μm e uma concentração de 2,5 milhões de microesferas/mL. Esse diâmetro garante a medida mais precisa do fluxo sanguíneo miocárdico, como confirmado por um estudo anterior mostrando que as microesferas foram adequadamente distribuídas de acordo com o fluxo sanguíneo, e o menor diâmetro exibiu a menor variação na distribuição entre as camadas do ventrículo esquerdo⁹. Além disso, é necessária uma quantidade mínima de absorção de microesferas para garantir resultados confiáveis, que são facilmente produzidos em concentrações tão altas usadas em nosso laboratório. Juntas, as técnicas empregadas durante a colheita terminal analisam de forma consistente e meticulosa as principais alterações fisiológicas cardíacas após qualquer número de terapias experimentais. Essa caracterização é reforçada pela capacidade de coletar tecido miocárdico e analisar minuciosamente as alterações regionais com tecnologias avançadas, como estudos multiômicos, fornecendo caracterização robusta e quantitativa em cada camada do dogma central dentro do miocárdio.

Protocolo

O seguinte procedimento cirúrgico foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Rhode Island Hospital e Brown University (Protocolo # 23-08-0005).

1. Modelo animal

1. Escolha suínos Yorkshire que tenham sido previamente submetidos à colocação de um constritor ameróide ao redor da artéria coronária circunflexa esquerda proximal (LCx), induzindo assim isquemia miocárdica crônica e subsequente tratamento com um agente terapêutico experimental. Mantenha ~ 7 semanas entre a primeira operação para colocação de ameroides e a subsequente colheita terminal. Aguarde 2 semanas para o fechamento do ameroide e certifique-se de que os suínos sejam submetidos a uma terapia experimental posteriormente. Garantir que os suínos tenham ~ 18 semanas de idade e pesem ~ 40 kg no momento desta colheita terminal e que os grupos experimental e controle sejam pareados por sexo.
   NOTA: Uma figura representativa demonstra a anatomia do coração que estamos colhendo, que inclui onde o ameróide foi colocado anteriormente e a área esperada do miocárdio isquêmico (Figura 1).

2. Procedimento pré-cirúrgico

1. Reter alimentos na manhã do procedimento.
2. Anestesiar os suínos com injeções intramusculares de telazol (4,4 mg/kg) e xilazina (2,2 mg/kg) e intubá-los com um tubo endotraqueal com balonete.
3. Inicie a analgesia usando 0,03 mg / kg de buprenorfina.
4. Coloque um cateter intravenoso (IV) (20-22 G) em uma das grandes veias auriculares e comece a infundir solução salina a 0,9% a uma taxa de ~ 5-10 cc∙^kg-1∙^h-1.
   NOTA: O fluido IV está apenas em uma taxa de manutenção no contexto do status NPO do suíno e da duração do caso cirúrgico.
5. Raspe o local cirúrgico e outros locais usados para monitoramento de ECG.
6. Transportar os suínos para a mesa cirúrgica, posicionados em decúbito dorsal com as pernas amarradas à mesa e continuar a anestesia com isoflurano (0,75-3,0%).
7. Inicie o monitoramento do ECG e da pressão arterial e aplique uma almofada de aterramento por eletrocautério nos suínos.
8. Limpe o local da cirurgia.
   NOTA: Este é um procedimento terminal; portanto, a esterilidade não precisa ser mantida. É uma preferência individual em relação ao preparo e drapeamento do sítio cirúrgico.

3. Procedimento cirúrgico

1. Cateterismo femoral
   1. Palpar o pulso femoral.
   2. Injete lidocaína a 2% por via subcutânea para se preparar para uma virilha femoral cortada na virilha esquerda ou direita, aproximadamente perpendicular à prega inguinal, movendo-se craniocaudalmente.
   3. Faça uma incisão de 4-5 cm usando um bisturi #10, novamente permanecendo perpendicular ao sulco inguinal, começando caudalmente onde o pulso femoral foi palpado e movendo-se cranialmente. (Figura 2A)
   4. Usando eletrocautério, disseque através do tecido subcutâneo até o nível da artéria femoral. Use um afastador Weitlaner para espalhar ainda mais o músculo, expondo ainda mais a artéria femoral.
      NOTA: Isso pode exigir uma pequena quantidade de divisão do músculo semimembranoso e vasto medial.
   5. Dissecar sem corte usando uma pinça de ângulo reto para expor circunferencialmente a artéria femoral do tecido circundante. Use uma tesoura Metzenbaum para dividir nitidamente quaisquer aderências que não possam ser retiradas sem rodeios.
   6. Isole a artéria femoral circundando a artéria com uma alça de vaso.
   7. Coloque uma segunda alça de vaso para garantir o controle proximal e distal da artéria.
   8. Heparinizar sistemicamente os suínos antes da canulação na dose de 80 UI/kg.
      NOTA: Certifique-se de que a esternotomia mediana e a exposição cardíaca estejam completas antes de heparinizar e obter o acesso femoral. Garantimos que a exposição cardíaca esteja completa antes da heparinização, pois qualquer lise de aderências pode criar sangramento. O objetivo geral da heparinização é a prevenção de trombos ao acessar a artéria femoral e o ventrículo esquerdo.
   9. Utilizando a técnica de Seldinger, puncionar a artéria femoral com agulha de acesso 18G, evitando perfurar a parede arterial posterior. Quando o sangue retornar, avance um fio-guia através da agulha para a artéria. Remova a agulha e guie a bainha arterial 7F para dentro da artéria. Remova o fio-guia e o dilatador vascular, deixando apenas a bainha arterial no lugar.
      NOTA: A artéria femoral pode ser de difícil acesso, pois pode dissecar facilmente. Por se tratar de um procedimento terminal, recomenda-se cortar bruscamente a artéria femoral com uma tesoura de Metzenbaum e inserir diretamente o fio-guia no lúmen, caso isso ocorra. A bainha arterial pode então ser facilmente passada para o vaso através do fio-guia. Certifique-se de prender a porção distal da artéria femoral usando um pequeno hemostático.
   10. Garanta o fluxo sanguíneo através da bainha. Conecte à bomba de retirada do Aparelho Harvard (Figura 3).
2. Esternotomia mediana
   1. Dependendo do número de co-cirurgiões, esta parte pode ser concluída simultaneamente com a virilha cortada.
   2. Injete lidocaína a 2% por via subcutânea para se preparar para esternotomia na linha média.
   3. Faça uma incisão na linha média da incisura esternal até o processo xifóide usando um bisturi # 10. (Figura 2B)
   4. Usando eletrocautério, divida o tecido subcutâneo até atingir o esterno e mantenha a hemostasia.
   5. Extirpar o processo xifóide liberando quaisquer aderências lateral e inferiormente com eletrocautério. Use uma pinça Kelley para levantar o xifóide e transeccionar em sua base horizontalmente usando eletrocautério.
   6. Certifique-se de que a fúrcula esternal seja dissecada livremente superiormente para facilitar a divisão dessa parte do esterno. Isso normalmente requer a divisão de alguns músculos superficiais da cinta.
   7. Disseque sem rodeios sob o esterno usando um dedo.
   8. Usando uma faca Lebsche, divida bem o esterno, garantindo a linha média. Mude o ângulo da faca conforme necessário e continue lentamente quando o último terço do esterno for alcançado.
      NOTA: O uso da faca é preferível a uma serra esternal, como em humanos, devido à angulação acentuada e espessura da porção cranial do esterno, reduzindo idealmente o risco de danos aos grandes vasos subjacentes. Pode ser útil colocar gaze sob a porção cranial do esterno para proteger os grandes vasos subjacentes.
   9. Quando a esternotomia estiver completa, lise sem corte e com nitidez quaisquer aderências, se presentes, entre a parede torácica e o pericárdio ou pleura.
   10. Coloque um afastador esternal para espalhar as costelas e expor o coração.
   11. Abra o pericárdio usando uma tesoura de Metzenbaum. Estenda-se em direção ao átrio direito e continue caudalmente em direção ao ápice ventricular esquerdo.
   12. Continue a lisar as aderências sem corte ou bruscamente para expor os apêndices atriais esquerdo e direito. O uso de esponja de amendoim em uma pinça Allis pode ser útil para esta dissecção.
   13. Se for difícil dissecar e identificar os apêndices atriais, uma timectomia pode ser útil. Para fazer isso, use eletrocautério para dissecar o tecido tímico.
   14. Uma vez que os apêndices atriais estejam expostos, aplique pinças de estimulação em ambos os apêndices, que são conectados a uma caixa de estimulação externa de câmara única. Teste a estimulação até 150 bpm, garantindo que cada batimento seja capturado no ECG.
   15. Garanta a exposição do ápice do ventrículo esquerdo, novamente usando dissecção contundente e aguda.
   16. Por fim, entre no espaço pleural esquerdo e circunde a veia cava inferior (VCI) com uma grande pinça de Satinsky. Isole com um laço de vaso.
   17. Uma vez concluído, é um momento apropriado para heparinizar os suínos e obter acesso femoral.
3. Análise de injeção-perfusão de microesferas
   1. Acesse o apêndice atrial esquerdo com uma agulha borboleta de calibre fino conectada ao tubo IV e uma torneira de três vias. Use um pequeno hemostático para guiar a agulha e segurá-la no lugar.
   2. Conecte uma seringa à torneira com solução salina heparinizada estéril e retire-a para garantir o posicionamento correto. Se o sangue for facilmente retirado, a posição está correta.
   3. Conecte uma seringa com 5 mL de microesferas marcadas com lutécio (concentração: 2,5 milhões de microesferas/mL) à torneira de três vias.
   4. Atribua um assistente de sala de cirurgia para cronometrar por 90 s.
   5. Inicie a retirada de sangue da artéria femoral através da bomba do aparelho de Harvard para um total de 10 mL de sangue a uma taxa de 6,67 mL / min e comece a cronometrar.
   6. Nos primeiros 30 s de coleta de sangue, injete as microesferas de lutécio no apêndice atrial esquerdo (Figura 4). A meio do caminho, confirme o posicionamento retirando-se na seringa que contém as microesferas.
   7. Quando isso estiver concluído, lave o tubo com uma seringa de solução salina heparinizada e certifique-se novamente do posicionamento correto.
   8. Após 90 s, desconecte a tubulação do acesso femoral à bomba de retirada e reconecte a nova tubulação para obter análise durante a estimulação.
   9. Comece a acelerar até 150 bpm.
   10. Repita as etapas 3.3.5, 3.3.6 e 3.3.7 usando 5 mL de microesferas marcadas com samário (concentração: 2,5 × 10⁶ microesferas / mL).
   11. Pare a estimulação e desconecte a bainha arterial femoral da bomba de retirada do aparelho de Harvard.
   12. Remova a agulha borboleta e aplique pressão para garantir a hemostasia do apêndice atrial esquerdo.
4. Cateterismo de alça pressão-volume
   1. Coloque uma sutura em bolsa no ápice do ventrículo esquerdo com polipropileno 4-0.
   2. No meio da área abrangida pela sutura, acesse e coloque outra bainha arterial no ventrículo esquerdo usando a técnica de Seldinger descrita acima.
   3. Insira um cateter de transdução de pressão-volume com ponta de micromanômetro calibrado no ventrículo esquerdo através da bainha. Puxe a bainha arterial para fora do ventrículo esquerdo sobre o cateter e comece a transduzir a forma de onda de pressão usando o Sistema de Medição de Pressão-Volume. Isso informará a localização do cateter, por exemplo, se o cateter está na aorta, no complexo valvar ou no ventrículo esquerdo. Recue o cateter conforme necessário para garantir que ele esteja na cavidade ventricular esquerda e reposicione-o para garantir que a morfologia da alça de pressão-volume pareça apropriada (Figura 5).
      NOTA: A remoção da bainha do ventrículo esquerdo permite uma melhor transdução do traçado pressão-volume do cateter e permite mais facilidade na mudança da posição do cateter para obter a morfologia mais adequada de cada alça PV.
   4. Coloque outro cateter PV calibrado no acesso femoral para obter a pressão arterial sistólica e diastólica e a pressão arterial média.
   5. Uma vez satisfeito com a morfologia das alças PV, execute três apneias em repouso para reduzir a variação respiratória nas alças pressão-volume. Isso medirá várias variáveis dependentes da carga, como débito cardíaco e volume sistólico.
   6. Em seguida, oclua a VCI retraindo suavemente a alça do vaso e realize uma apneia simultânea para obter variáveis independentes de carga, como relação pressão-volume sistólica final (ESPVR) e relação pressão-volume diastólica final (EDPVR). Repita mais duas vezes.
   7. Comece a andar até 150 bpm e obtenha três apneários para caracterizar o desempenho cardíaco sob condições de estresse.
   8. Isso completa o perfil da função cardíaca. Remova os dois cateteres e amarre a sutura do cordão da bolsa no ventrículo esquerdo.
5. Vencendo a eutanásia
   1. Remova os cabos de estimulação e todos os instrumentos do baú.
   2. Obtenha sucção para o co-cirurgião.
   3. Disseque sem rodeios quaisquer aderências laterais do coração à parede torácica e certifique-se de que o ápice do ventrículo esquerdo possa ser facilmente levantado superiormente.
   4. Peça anestesia para aprofundar a sedação.
   5. Coloque uma grande pinça de Kelley na veia cava superior (VCS), se for facilmente acessível, e uma grande pinça de Satinsky ao redor da VCI. Prenda ao mesmo tempo.
   6. Pegue imediatamente um bisturi # 10 para remover o coração do peito. Isso inclui separar o coração da VCI, VCS, aorta, artérias pulmonares e veias pulmonares.
      NOTA: O co-cirurgião deve fornecer sucção para manter o campo cirúrgico o mais limpo possível durante esse período.
   7. Tire o coração do peito e coloque em uma mesa separada.
   8. Corte em duas metades: apical e basal (Figura 6A). Isso separará o tecido ventricular dos átrios e dos grandes vasos.
   9. Separe o ventrículo esquerdo de todos os outros tecidos miocárdicos.
   10. Cada metade deve ser circunferencialmente seccionada em doze cortes com base na proximidade da artéria coronária descendente anterior (DA) e da artéria coronária descendente posterior, conforme ilustrado na Figura 6B.
   11. Colete amostras de tecido de todas as outras câmaras, válvulas, grandes vasos e tecidos periféricos, como pâncreas, fígado, pulmão, rim, etc.
   12. Uma pequena amostra de cada secção ventricular esquerda deve ser alocada ao BioPAL para quantificação de microesferas. Certas seções são fixadas em formalina para análise histológica, enquanto a maioria do tecido é congelada em nitrogênio líquido para futuros estudos moleculares.

Resultados

Primeiro, injetando microesferas marcadas com isótopos no apêndice atrial esquerdo, a perfusão miocárdica regional é medida. Para o cálculo do fluxo sanguíneo miocárdico, quando se utilizou uma taxa constante de retirada de sangue de 6,67 mL/min, pode-se aplicar a seguinte equação: fluxo sanguíneo miocárdico = (retirada de sangue de referência [6,67 mL/min]/peso do tecido) (contagem quantificada de microesferas teciduais/contagem quantificada de microesferas de referência sanguínea). Simp...

Discussão

Esse procedimento cirúrgico tem quatro etapas críticas: exposição do coração, cateterismo femoral, injeção de microesferas para análise perfusional e aquisição de alça de pressão-volume. Em relação à exposição do coração, uma consideração importante deve ser a possibilidade de encontrar aderências significativas devido ao primeiro procedimento cirúrgico. Ao realizar a esternotomia mediana, o pericárdio pode ser aderido à parede torácica, que deve ser varrida sem corte antes de iniciar a ...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
#10 Bisturi	Medline	MDS15310
0,9% de soro fisiológico	Dechra/Vetivex	17033-492-50	Taxa: 5-10 mL / kg durante o caso
Agulhas 18G	Patterson Veterinário	78032793	Para desenhar medicamentos/microesferas
2% de lidocaína	Phoenix	57319-533-05	Dosagem: 2-5mg/kg
Sutura de polipropileno 4-0	Covidien	D9H0436Y	Para cordão de bolsa
Todos os instrumentos cirúrgicos	Steris e Medline	Requer representante de vendas	Todos comumente encontrados em salas de cirurgia de hospitais
Analgesia: Buprenorfina	Hospira	Marca: Bupredine	Dosagem: 0,03 mg / kg
Anestesia: Telazol	Zoetis	(Tiletamina e zolazepam)	Dosagem: 4,4 mg / kg
Anestesia: xilazina (Rompun)	Dechra	N/A	Dosagem: 2,2 mg / kg
Bainha Arterial	Cordis	401-711M	6F ou 7F; requer dois
Conjunto de infusão de agulha borboleta	Surflo	SV-25BLK	Para injeção de microesferas; normalmente 23-25G
Clorexidina 4%	Esfoliante BD E-Z	371073	Preparação cirúrgica, se preferir
Tubo endotraqueal com balonete	RUSSO	7-0 normalmente	Pode precisar de tamanhos diferentes, dependendo do tamanho e peso dos suínos
Sistema de Monitoramento de ECG	Marca média	N/A	Monitor multiparamétrico
Eletrocautério	Bovie Especialista Pro	ANOS 1250	Normalmente, configure 2, se possível
Isoflurano, USP	Dechra		Dosagem: 0,75% -3,0%
Computador portátil	HP Microsoft	N/A	Pode usar qualquer laptop preferido por indivíduo
Faca Lebsche	Integra	300-425	N/A
Lutécio STERIspheres	BioPAL, Inc.	C-15E20	Quantidade: 5cc por cirurgia
Mini Loops de Vaso Branco (Detectável por Raio-X)	DeRoyal	30-711	Para isolar a artéria femoral e a VCI
Várias seringas de 5cc	Terumo	SS-05L	Para lavagens e injeções de microesferas
Marca-passo	Osypka Médico	2428001	Um marcapasso temporário
Cateteres PV Loop	Transônico	Modelo: FDH-5018B-E3450 e S/N: 50-679	Para aquisição de loop fotovoltaico
Programa de computador PV Loop	Scisense Transônico	ADV500 Software	Programe no seu laptop
Sistema de aquisição de dados de loop fotovoltaico	Transônicos e ADInstruments	Modelos: FY097B e PowerLab 8/35	Conecta os cateteres e o computador
Esferas de samário	BioPAL, Inc.	C-15A20	Quantidade: 5cc por cirurgia
Marreta Pequena	Integra	410-335	N/A
Luvas estéreis	Bis	820955	Ainda recomendaria luvas e aventais estéreis
Solução salina estéril	BAXTER	G171328	Diluir para fazer lavagens salinas heparanizadas
Sistema de Sucção	GOMCO	4042	Melhor se a sucção da parede da própria instalação
Ponta de sucção: Yankauer	Medline	DYND50130	Importante manter o campo livre ao ressecar o coração
Heparina sistêmica	Covetrus	82496	Dosagem: 80 UI/kg
Torneira de três vias	Laboratórios Jorgensen, Inc.	200820	Para injeções de microesferas
Banho de água morna	Pescador		Para aquecer os cateteres antes de usar
Bomba de Retirada	Aparelho de Harvard	70-2002	Retirar sangue periférico a uma taxa constante
Suínos de Yorkshire	CBSET, Inc.	N/A	Suínos já terão sido submetidos ao procedimento cirúrgico inicial