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Artigo de método

Modelo de Rato Acordado de AVC Isquêmico com Complicações Neuropsiquiátricas Durante uma Observação de Sete Dias

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DOI:

10.3791/69194

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19 de dezembro de 2025

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1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

Neste artigo

Resumo

O novo modelo de AVC isquêmico focal em ratos acordados é proposto. Isso foi conseguido injetando um embolo de ar na artéria carótida interna dos ratos. O desenvolvimento do AVC isquêmico focal foi confirmado por coloração cerebral com cloreto de trifeniltetrazólio, testes funcionais e avaliação dos parâmetros fisiológicos.

Resumo

O modelo translacional do AVC experimental em ratos induzido por uma embolia gasosa foi criado para esclarecer as características do desenvolvimento do AVC e avaliar o efeito neuroprotetor de novos remédios e medicamentos comprovados. O protocolo, que consome moderadamente tempo e trabalho, permite observar a dinâmica da morte rápida de neurônios em animais acordados, proporcionando uma oportunidade única para avaliar a fase aguda do AVC, incluindo o delírio, bem como monitorar distúrbios autonômicos como mudanças na pressão arterial, temperatura corporal e volume respiratório minúsculo. O ar atmosférico (100 μL) era administrado por infusão através de um cateter vascular colocado retrógradamente na artéria carótida comum pela artéria carótida externa, usando uma bomba de infusão. Vinte e quatro horas após a embolização, os animais apresentam déficits comportamentais, motores e diferenças histopatológicas estereotipadas. No sétimo dia do experimento, observou-se uma melhora significativa no estado neurológico, e os resultados dos testes comportamentais se aproximaram dos valores dos controles. Ao mesmo tempo, observa-se uma transição da infiltração neutrofílica para a de macrófagos na lesão isquêmica. O modelo proposto pode ser utilizado em estudos pré-clínicos, pois reproduz as complicações neuropsiquiátricas do período pós-AVC, juntamente com as correspondentes alterações fisiológicas, funcionais e histopatológicas.

Introdução

O objetivo desta pesquisa foi desenvolver um modelo de AVC isquêmico cerebral focal em ratos acordados e alcançar a aproximação mais próxima desse modelo aos aspectos clínicos do AVC isquêmico em humanos. Como demonstrado na pesquisa de Söyland et al., 62,6% dos pacientes apresentaram sintomas significativos de AVC isquêmico em estado de vigília, enquanto apenas 19% tiveram AVC aodespertar 1. Consequentemente, a ocorrência de um estado de vigília durante a embolização das artérias cerebrais em animais é de maior interesse. Os modelos clássicos empregados para o estudo do AVC isquêmico cerebral focal incluem: oclusão transcraniana, oclusão do filamento endovascular da artéria cerebral média, oclusão embolica, oclusão da endotelina-1 e fototrombosemodelo 2. Métodos clássicos de modelagem expõem os animais aos efeitos dos anestésicos, que podem resultar na distorção dos pontos finais no modelo de AVC isquêmico. O isoflurano é amplamente utilizado na cirurgia de oclusão como o método mais eficiente de anestesiagasosa 3,4,5. No entanto, o grau de comprometimento cerebral após a oclusão da artéria cerebral média (MCAO) após 24 horas foi considerado inversamente proporcional à duração da anestesia por isoflurano em animais. Foi demonstrado que o isoflurano exerce efeito sobre mais de 1.000 genes diferencialmente expressosrelacionados à isquemia, um fator que pode resultar em um modelo de AVC isquêmico que não é totalmente confiável.

Uma das metodologias de modelagem do AVC isquêmico em ratos é a injeção do coágulo sanguíneo na artéria carótidainterna 7. No entanto, a indução do AVC isquêmico neste modelo foi realizada 1 hora após o cateterismo com isoflurano. É concebível que esse pré-condicionamento possa ter perturbado o desenvolvimento das consequências neurológicas e fisiológicas da administração de trombos.

O método alternativo para modelar o AVC isquêmico por embolização da artéria carótida interna em ratos acordados, seguida por dano cerebral focal na bacia da artéria cerebral média, é proposto. A cateterização foi realizada 24 horas antes da modelagem do AVC isquêmico. Isso garantiu que os efeitos da administração do êmbolo não fossem afetados pela anestesia.

O modelo proposto não utiliza endotelina-18, filamento9 ou pigmentocoagulável 10 para isquemia. A seleção do agente a ser administrado aos ratos via cateter baseou-se na premissa de que esse método seria viável, eliminando assim a necessidade de fixar o animal em um quadro estereotáxico e anestesiá-lo 8,10.

Além disso, o modelo permite a observação de parâmetros fisiológicos e neurológicos em animais imediatamente após a embolização; Métodos alternativos de modelagem do AVC isquêmico parecem ser incompatíveis com isso. Na literatura, os desfechos de dano cerebral e comprometimento neurológico após a modelagem do AVC isquêmico são mais frequentemente avaliados 24 horas após aoclusão 11, 12, 13 e 14.

A utilização de ratos acordados na modelagem do AVC isquêmico tem potencial para servir como um complemento ou alternativa ao modelo clássico predominante do AVC isquêmico focal. Essa abordagem facilita uma investigação mais extensa do potencial neuroprotetor de agentes farmacêuticos registrados ou em desenvolvimento para o tratamento do AVC isquêmico.

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Protocolo

O estudo foi conduzido de acordo com os procedimentos operacionais padrão do laboratório e foi aprovado pela Comissão Bioética do Comitê Institucional de Cuidado e Uso Animal do Ramo do Instituto Shemyakin-Ovchinnikov de Química Bioorgânica da Academia Russa de Ciências (Protocolo nº 1016/25, datado de 17 de janeiro de 2025). Neste estudo, foram utilizados 28 ratos machos de Sprague-Dawley (SD), com idades entre 10 e 12 semanas, com peso corporal médio de 301 g e status microbiológico de Livre de Patógenos Específicos (FPS). Os reagentes e os equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação animal

  1. Use 28 ratos machos SD, de 10 a 12 semanas, com status de FPS. Use 12 animais para o grupo simulado e 16 animais para modelar AVC isquêmico com embolia gasosa arterial cerebral (ECO).
  2. Esterilize todos os instrumentos por 24 horas na solução desinfetante (bigluconato de clorexidina 0,5% em etanol 70%).
  3. Anestesiar ratos por injeção intramuscular com uma mistura de tiletamina 15 mg/kg e zolazepam 15 mg/kg + cloridrato de xilazina 10 mg/kg (seguindo protocolos institucionalmente aprovados).
  4. Certifique-se de que a fase cirúrgica da anestesia foi alcançada: toque o canto do olho do animal, belisque a ponta da cauda.
    NOTA: O animal é considerado anestesiado quando não há reflexos observados após essas manipulações.
  5. Puxe o campo operador na região ventral do pescoço.
  6. Fixe o animal na mesa cirúrgica fixando os membros e incisivos superiores com torniquetes macios.
  7. Corte tubos de polietileno com 0,8 mm de diâmetro em tubos de 10 cm de comprimento, depois torça uma espiral estabilizadora de cerca de 5 mm de largura na ponta, enfiando a ponta do tubo de polietileno em um tubo metálico e mergulhando-o em água quente (90 °C). Encha o tubo com heparina (50 ME). Sele a ponta oposta da espiral com um plugue feito de um pedaço de linha de pesca.
    NOTA: O cateter é feito de tubos de polietileno de grau médico. Evite dobrar ou beliscar o cateter ao manuseá-lo.

2. Cateterismo da artéria carótida

  1. Faça uma incisão de cerca de 5 mm de comprimento no lado ventral do pescoço do animal.
  2. Dissecar o músculo do pescoço usando uma pinça. Abra a área onde a artéria carótida se ramifica para as artérias carótida externa e interna.
  3. Encontre a artéria que corre ao longo da traqueia. Libere-a cuidadosamente com pinças da bainha do tecido conjuntivo sem tocar no nervo vago que corre pela artéria.
  4. Use pinças para isolar uma seção da artéria carótida externa.
  5. Coloque uma ligadura temporária caudal de 3-5 mm à bifurcação da artéria carótida comum.
  6. Coloque duas ligaduras na artéria carótida externa, uma imediatamente após a bifurcação e outra distal a 4 mm da bifurcação.
    NOTA: A inserção do cateter será realizada entre essas duas ligaduras. A ligadura colocada imediatamente após a bifurcação fixará o cateter no vaso.
  7. Na artéria carótida interna, coloque uma ligadura temporária cranial à bifurcação da artéria carótida comum.
  8. Coloque uma ligadura na artéria pterigopalatina após a bifurcação.
    NOTA: Ao aplicar as ligaduras nos passos 2.7 e 2.8, pode ocorrer sangramento devido à presença de colaterais ocultos atrás do tronco principal da artéria carótida comum. Nesse caso, eles deveriam ser ligados.
  9. Faça uma incisão na artéria carótida externa entre as ligaduras usando tesoura. Insira o cateter preparado (passo 1.7) no orifício formado no vaso, guiando-o em direção à artéria carótida comum.
  10. Solte a ligadura distal e empurre o cateter mais para baixo no vaso até que ele entre na artéria carótida comum. Amarre cuidadosamente duas ligaduras na seção da artéria carótida externa com o cateter dentro. Coloque a terceira ligadura antes do cateter e amarre também.
    1. Fixe o cateter com ligaduras no anel de amortececimento. Remova as ligaduras das artérias carótida e carótida externa.
      NOTA: Ao pressionar o cateter, o sangue pode vazar do vaso.
  11. No caso de vazamento de sangue do vaso, coloque ligaduras duplicadas entre o orifício no vaso e a terceira ligadura.
  12. Guie o cateter fixo até a cernelha com um diretor de agulha sulcado.
  13. Suture a ferida ventral com material de sutura 4.0. Use um ponto contínuo.
  14. Suture o lado dorsal da pele com material de sutura 4.0 firmemente ao redor do cateter. Use um ponto contínuo. Prenda um pedaço de gesso adesivo na parte externa do cateter e amarre-o ao ponto para uma fixação mais segura.
  15. Administrar o antibiótico ciprofloxacina em uma dose de 5 mg/kg intramuscularmente.

3. Modelagem de isquemia cerebral focal em animais do grupo CAE

  1. Vinte e quatro horas após a cateterização do rato, coloque o animal em estado de desperto no imobilizador de laboratório para que seja possível acessar o cateter colocado na cernelha.
  2. Coloque uma seringa cheia de solução fisiológica de 0,5 mL (0,9% NaCl) com uma agulha de 30 G na bomba de infusão.
  3. Conecte a agulha da seringa a um cateter de polietileno vazio (capacidade de 100 μL). Conecte a outra extremidade do cateter de polietileno ao cateter implantado usando um adaptador.
    NOTA: A implantação adequada do cateter e a ausência de trombo são comprovadas quando a heparina do cateter implantado é transferida para o cateter contendo ar, causando a leve compressão do ar. A razão para isso é que a pressão arterial do rato excede a pressão do ar no cateter conectado.
  4. Ajuste a taxa de injeção da bomba de infusão para 10 μL/min. Ajuste o volume de injeção na bomba de infusão para 120 μL.
  5. Ligue a bomba de infusão. Injete 100 μL de ar do cateter de polietileno e 20 μL de solução fisiológica (0,9% de NaCl).
    NOTA: A injeção é um processo de 10 minutos. Nesse momento, observe o animal. Durante a injeção, o animal pode vocalizar, roer ou cavar o imobilizador.
  6. Tire o animal do imobilizador.
  7. Avalie imediatamente a condição neurológica do animal usando uma escala de 0 a 5 pontos: 0 = nenhum déficit neurológico, 1 = incapacidade de endireitar totalmente o membro anterior, 2 = rotação, 3 = perda do suporte do membro, 4 = nenhuma caminhada espontânea com nível de consciência deprimido e 5 = morte.
    NOTA: Para uma descrição mais detalhada, consulte a fonte15. É possível que um animal não apresente comprometimento neurológico imediatamente após a administração do ar. Isso indica que a oclusão não ocorreu devido às características anatômicas do animal ou à pressão arterial elevada.
  8. Exclua o animal do experimento na ausência de sintomas neurológicos.
    NOTA: Ratos com ECA apresentam de 1 a 4 pontos na escala de déficit neurológico. Na maioria das vezes, é perda de suporte dos membros ou ausência de caminhadas espontâneas com um nível de consciência deprimido.
  9. Administrar o antibiótico ciprofloxacina em uma dose de 5 mg/kg intramuscularmente.

4. Avaliação dos parâmetros fisiológicos

  1. Uma hora após a CAE, avalie a condição neurológica do animal usando uma escala de 0 a 5 pontos: 0 = sem déficit neurológico, 1 = incapacidade de endireitar totalmente o membro anterior, 2 = rotação, 3 = perda de suporte do membro, 4 = sem andar espontâneamente com nível de consciência deprimido e 5 = morte15.
    NOTA: Após 1 hora, o animal pode não apresentar sintomas devido à rápida reabsorção da bolha de ar, indicando que a embolização arterial foi insuficiente.
  2. Exclua o animal do experimento na ausência de sintomas neurológicos 1 hora após a ECO (ratos com 0 pontos na escala de déficitneurológico 15).
  3. Administrar o antibiótico ciprofloxacino em uma dose intramuscular de 5 mg/kg às 24 horas e 48 horas após a ECO.
  4. Randomize animais do grupo simulado e do grupo CAE para avaliação dos parâmetros fisiológicos.
  5. Pese animais imediatamente antes da CAE, e 3h, 24h, 4 dias e 7 dias após a CAE na balança Sartorius com precisão de gramas.
  6. Meça a temperatura corporal retal de ratos imediatamente antes da CEA, e 3h, 24h, 4 dias e 7 dias após a CAE usando um termômetro digital com faixa de operação de 32 °C a 42 °C.
  7. Meça pressão arterial sistólica e frequência cardíaca de forma não invasiva imediatamente antes da ECO, e 3 horas, 24 horas, 4 dias e 7 dias após a ECO usando um punho de cauda em um sistema computadorizado para registrar pressão arterial e parâmetros respiratórios.
    1. Ligue a almofada térmica e aqueça até uma temperatura de 40 °C.
    2. Coloque o animal no imobilizador e posicione-o sobre a bolsa térmica. Deixe o animal se acalmar por 3-5 minutos.
    3. Depois, coloque um punho com sensor para medir parâmetros cardiovasculares na cauda do animal, a 2-3 cm da base da cauda.
    4. Ajuste a posição do transdutor diretamente sob a artéria caudal ventral.
    5. Certifique-se de que o sinal esteja estável e que a frequência cardíaca esteja exibida no programa. Comece a gravar o sinal.
    6. Ligue o acúmulo de pressão do manguito.
    7. Registre o pulso e a pressão sistólica até que a pressão do manguito seja totalmente liberada.
    8. Certifique-se de que a recuperação do sinal de frequência cardíaca do animal esteja claramente exibida.
    9. Repita os passos 4.4.3-4.4.5. Mais duas vezes e libere o animal do imobilizador.
    10. Calcule o pulso médio e a pressão arterial sistólica a partir de três medições.
  8. Meça a frequência respiratória e o volume respiratório imediatamente antes da CEA, e 3 horas, 24 horas, 4 dias e 7 dias após a CAE usando um sistema computadorizado para registrar pressão arterial e parâmetros respiratórios.
    1. Prenda o animal com uma mão em uma posição natural para ele.
    2. Coloque uma máscara com um tubo conectado ao nariz do animal.
      NOTA: Vai levar um tempo para o animal se acostumar a respirar dentro da máscara.
    3. Certifique-se de que o animal esteja calmo.
    4. Registre volume respiratório e frequência respiratória por 10 segundos.
    5. Certifique-se de que o animal não suspirou ou engoliu durante a gravação.
    6. Repita os passos 4.5.2-4.5.3 mais duas vezes.
    7. Calcule o volume e a frequência respiratória médios a partir de três medições.
    8. Calcule o volume de minutos respiratórios usando a fórmula:
      Volume respiratório minúsculo = Taxa respiratória × Volume respiratório.

5. Avaliação dos parâmetros funcionais e comportamentais

  1. Avalie a condição neurológica do animal usando uma escala de 0 a 5 pontos: 0 = sem déficit neurológico, 1 = incapacidade de endireitar totalmente o membro anterior, 2 = rotação, 3 = perda do suporte do membro, 4 = sem andar espontâneamente com nível de consciência deprimido e 5 =morte 15.
  2. Avalie a função motora e a coordenação em um Rota-Rod imediatamente antes da ECO, e 3 horas, 24 horas, 4 dias e 7 dias após a ECO.
    1. Treine os animais para testes no dispositivo Rota Rod.
      1. Coloque o animal em uma vara fixa por 5 a 30 segundos.
      2. Animais capazes de segurar uma haste fixa por pelo menos 10 segundos, fazem com que eles funcionem com uma haste girando com aceleração mínima por cerca de 30 segundos.
      3. Continue treinando os animais até que eles possam ficar livres em uma vara girando em uma aceleração adequada.
    2. Coloque os animais em uma haste horizontal giratória de 7 cm de diâmetro a uma velocidade mínima de 1 rpm.
    3. Acelere 1 rpm a cada 10 s até uma velocidade máxima de 60 rpm.
    4. Registre o tempo que o rato esteve na haste giratória.
  3. Avalie a atividade locomotora do rato imediatamente antes da CAE, e 3 h, 24 h, 4 dias e 7 dias após a CAE usando um sistema computadorizado.
    1. Coloque o animal no centro de um campo aberto e registre por 5 minutos a distância percorrida e o tempo de atividade do rato.
  4. Avalie a força de aderência dos membros anteriores 3 horas, 24 horas, 4 dias e 7 dias após a CAE no Medidor de Força de Pegada.
    1. Segure o animal pela cauda e permita que ele segure as barras com os membros anteriores.
    2. Puxe o animal paralelo à grade até que o rato libere a grade.
    3. Faça três tentativas e selecione o resultado mais alto.

6. Avaliação do nível da proteína B ligadora de cálcio S100 (S100b)

  1. Meça os níveis séricos de S100b em ratos antes do modelo CAE, 24 horas e 7 dias após a CAE.
    1. Coloque o animal no imobilizador de animais de laboratório.
    2. Ligue a almofada térmica e aqueça até uma temperatura de 40 °C.
    3. Posicione o animal no imobilizador de laboratório sobre a almofada térmica. Espere um período de 5 minutos para que o animal se acalme.
    4. Coloque o animal de lado.
      NOTA: A veia caudal deve ser visível na cauda.
    5. Insira um cateter intravenoso na veia caudal.
    6. Extraia 1 mL de sangue em um tubo de 1,5 mL.
    7. Deixe o sangue em temperatura ambiente por um período de 40 minutos.
    8. Centrifuge a amostra de sangue a 4 °C por 15 minutos a 1500 x g.
    9. Colete o soro com uma pipeta automática em um tubo separado de 1,5 mL.
      NOTA: O soro deve ser transparente e transparente, sem nenhuma mistura vermelha de eritrócitos.
    10. Analise o soro por meio de ensaio imunossorvente ligado a enzimas (ELISA) usando um kit ELISA apropriado.

7. Remoção do cateter

  1. Realize o procedimento de remoção do cateter 24 horas após a CAE, após os exames na etapa 5.
    1. Coloque os animais na câmara de inalação com um sistema de anestesia gasosa conectado e concentrador de oxigênio por 1-2 minutos, com suprimento de isoflurano na câmara em volume de 2,5% a 3,5%, com taxa de suprimento de oxigênio de 3 L/min.
    2. Transfira o animal para uma almofada térmica (37,5 °C) com uma máscara de gás em modo de dosagem isoflurano 2%-3% com vazão de oxigênio de 1,0-2,0 L/min.
    3. Corte a bandeira sem cortar o ponto da ferida ou danificar o cateter.
    4. Limpe a extremidade externa do cateter, trate com solução desinfetante (bigluconato de clorexidina 0,5% em etanol 70%).
    5. Remova o ponto da cirurgia anterior pelo lado ventral do pescoço. Através da incisão, use uma pinça para isolar suavemente a hélice do cateter.
    6. Puxe a extremidade longa do cateter pela incisão ventral.
    7. Coloque uma ligadura com nó, sem apertar, na artéria carótida externa entre a bifurcação e o local de inserção do cateter.
    8. Corte cuidadosamente os nós que prendem o cateter, puxe o cateter com uma pinça, aperte o nó no vaso e volte a amarrar.
    9. Apare as extremidades da ligadura e suture a ferida. Use um ponto contínuo.

8. Avaliação da coloração por cloreto de trifeniltetrazólio

  1. Administrar anestesia terminal a 6 animais do grupo simulado e 6 animais do grupo CAE 24 horas após a oclusão, e 6 animais do grupo simulado e 10 animais do grupo CAE no 7º dia após a ECO, utilizando injeção intramuscular de tiletamina 15 mg/kg e zolazepam 15 mg/kg + cloridrato de xilazina 10 mg/kg.
  2. Verifique se a fase cirúrgica da anestesia foi alcançada conforme descrito no passo 1.3.
  3. Realize uma coleta total de sangue da veia cava caudal com uma seringa de 2 mL e uma agulha de 24 G.
  4. Abra a abóbada dorsal do crânio sem danificar o tecido cerebral.
  5. Examine a dura-mater.
  6. Corte o cérebro com uma lâmina de micrótomo em cortes frontais de 2 mm de espessura, começando pelo lobo frontal.
  7. Coloque as seções em uma lâmina de microscópio.
  8. Coloque as fatias em solução de cloreto de trifeniltetrazólio (TTC) a 1% e coloque-as em um termostato a 37 °C por 10-12 minutos.
  9. Examine todas as partes do cérebro. Observe a mudança de cor da coloração TTC.
    NOTA: Tecido não danificado manchará de rosa brilhante, enquanto tecido com lesões manchará de rosa claro.
  10. Fotografe as fatias dos dois lados.
  11. Fixe as fatias em uma solução de formol tamponada com 10% neutro.
  12. Estime a área da lesão focal no software para análise científica da imagem.

9. Avaliação da coloração de hematoxilina e eosina

  1. Desidratação fixava fatias cerebrais em uma bateria crescente de etanol (70%, 80%, 100%).
  2. Deixe as fatias desidratadas de molho em parafina e faça fatias de 7 mm de espessura.
  3. Tinga as seções com hematoxilina e eosina.
  4. Realizar análise microscópica de seções usando um microscópio de luz transmitida.

10. Análise estatística

  1. Realize análises estatísticas no programa estatístico.
  2. Aplique estatísticas descritivas (calcule a média ± erro padrão da média) e faça gráficos para visualizar os resultados.
  3. Após verificar a normalidade de cada grupo, realize múltiplas comparações usando o critério de classificação de Duncan.
  4. Determine diferenças no nível de significância de 5%.

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Resultados

Sobrevivência e condição geral
Imediatamente após a administração da bolha de ar, todos os ratos apresentaram um estado perturbado e um tremor pronunciado por vários segundos, seguido pela cessação de toda atividade motora e perda de consciência por 1-2 minutos. Alguns animais perderam o suporte nas patas por 10-15 minutos após recuperarem a consciência.

A taxa de sobrevivência dos animais 3 horas após a ECO foi de 100%, mas após 24 horas a...

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Discussão

MCAO é um método comum de modelagem do AVC isquêmico focal em ratos, que é alcançado pela formação de trombos, espasmo local da artéria cerebral média e oclusão temporária pelo filamento2. O objetivo desses modelos é (1) alcançar a apoptose focal do tecido neuralcerebral 16 com volume e área padronizados dalesão 17, (2) monitorar o déficit neurológico dos animais por 2 a 7 dias18.

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Este estudo foi apoiado pela Fundação Russa de Ciência, projeto nº 25-15-00037.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Seringa de 3 componentes com agulha de 2 mL  LEIKO52322223G
Bomba de infusão Aladdin SingleInstrumentos de Precisão MundialAL-1000
CiprofloxacinaPharmavet3897744Solução de 5% de ciprofloxacina
Sistema computadorizado PowerLab 8/35 ADInstruments3508-1090
DezinApteka.ru0,5% de clorexidina bigluconato em etanol 70%
Termômetro digitalB.Well Swiss AGLOTE 0413
Medidor de Força de Aderência com Dinamômetro EletrônicoBioMed Easy Technologies007231024415MC01
Kit ELISA para Proteína B de Ligação ao Cálcio S100 (S100B)CLOUD-CLONE CORP. (CCC)SEA567Ra48T
Linha de pescaDiâmetro 0,9 mm
Sistema de anestesia gasosaUGO BASILE 21100
Software estatístico GraphPadPrismav.10
Diretor de Agulha RanhuradaFisher ScientificNº de catálogo 11-0012,7 cm
HeparinaEndopharm. Fábrica Endócrina de Moscou30122
ImageJInstitutos Nacionais de Saúde e o Laboratório de Instrumentação Óptica e Computacional
Seringa de insulinaProdutos Hospitalares SFM1603030,5 mL, U-100, 30G
Cateter intravenosoKD MedicalG24
Isoflurano (Isoflurina)Vetpharma100 mL, 1000 mg/kg
Imobilizador de animais de laboratório para animais de laboratórioCiência AbertaAE1001-R1
Microscópio ópticoZEISSAxio Scope.A1
Lâminas de microscopia ópticaTermo Científica15442933
Microtubos de polietileno de grau médicoScientific Commodities Inc.BB31695-PE/4Diâmetro interno 0,76 mm
Lenços estériles médicos com gazeNova vida  45x29 CM
Micro tuboSARSEDT AG & Co. KGS0443781,5 mL
Micropipeta Pesquisa Eppendorf PlusEppendorf200 & micro; L
Lâminas de microscópioFisher Scientific11562203
Pinças microcirúrgicas (curvas)Fábrica de Instrumentos Médicos de KazanF0106
Pinças microcirúrgicas (retas)Ciências da Vida RWDF11029-11
Lâminas de micrótomoTermo Científica3052835MX35 Premier+
Sistema de MulticondicionamentoSistemas TSE131202-10
Formol tamponado neutroHem1072024pH 6,8-7,2 
Sutura Cirúrgica Não Absorvível LavsanLintex2022-01
Tesoura oftalmologista para iridectomiaCM InstrumenteAJ-410-05
Concentrador de oxigênioArmadoYYT327009607F-3L
Tamponador de fosfatoAMRESCO2120C462
Pontas de PiptteServicebio200 & micro; L
Ratsobtido do Berçário de Animais de Laboratório " Pushchino" (www.spf-animals.ru), Instituto Shemyakin-Ovchinnikov de Química Bioorgânica da Academia Russa de Ciências.
Centrífuga Multifuncional de Laboratório RefrigeradoEppendorf5804 R
Rota-Rod Rotamex-5 INSTRUMENTOS COLUMBUS210426
Tesouras METZENBAUM Medstandart-InstrumentoMT-H-256
Material para suturas cirúrgicasREPROMED114/0042011124Kaproag 4/0
Mesa cirúrgicaVetKormTorgVETBOT STL-1, TD00472
TelazolZoetis67291350 mg/mL de tiletamina e 50 mg/mL de zolazepam em 5 mL
Cloreto de trifeniltetrazólioDia-MTTC1809
XilazinaNITA-FARM151Cloridrato de xilazina a 2% em 50mL

Referências

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