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Artigo de método

Monitorização Contínua da Pressão Arterial em Roedores Conscientes Utilizando Telemetria Implantável e Comparação com o Método Tail-Cuff

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DOI:

10.3791/69652

⸱

14 de novembro de 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

Neste artigo

Resumo

Este protocolo detalha a aplicação da telemetria implantável para monitoramento contínuo e confiável da pressão arterial em roedores conscientes, abrangendo implantação cirúrgica, cuidados pós-operatórios, aquisição de dados e comparação com o método do manguito caudal.

Resumo

A radiotelemetria permite o monitoramento confiável e contínuo da pressão arterial (PA) em roedores conscientes sob condições fisiológicas, minimizando os artefatos relacionados ao operador. O transmissor implantável inclui um cateter com sensor de pressão e o procedimento de implantação varia de acordo com a espécie usada e o objetivo do estudo. Em roedores, as abordagens mais comuns são a implantação através da artéria carótida ou da aorta abdominal. A abordagem da artéria carótida é frequentemente favorecida por seu caminho direto para o arco aórtico, facilitando a medição precisa da pressão central, enquanto a abordagem da aorta abdominal também é amplamente utilizada para estudos crônicos. Em comparação com métodos não invasivos, como o manguito caudal, a telemetria implantável fornece medições mais precisas e consistentes, tornando-a especialmente útil para estudos de hipertensão que exigem monitoramento preciso da PA a longo prazo. Este protocolo detalha a anestesia, as técnicas de implante cirúrgico e os cuidados pós-operatórios, bem como os procedimentos para aquisição e análise de parâmetros hemodinâmicos - pressão arterial sistólica, diastólica e média e frequência cardíaca (FC) - juntamente com uma avaliação comparativa com as medidas do manguito caudal.

Introdução

A monitorização precisa e contínua da pressão arterial (PA) em roedores conscientes é essencial para a pesquisa cardiovascular, especialmente em estudos de hipertensão, onde as alterações hemodinâmicas dinâmicas requerem medidas precisas 1,2,3. Métodos tradicionais não invasivos, como o método do manguito caudal, são amplamente utilizados, mas limitados por amostragem intermitente, artefatos relacionados ao estresse e falha em capturar variações circadianas da PA 4,5. Essas questões comprometem a acurácia e a reprodutibilidade, restringindo seu uso em estudos hemodinâmicos de longo prazo6.

Os sistemas de radiotelemetria oferecem medições de PA mais precisas e consistentes. Ele permite o monitoramento contínuo e de alta qualidade da PA em animais em movimento livre, eliminando a variabilidade do manuseio do operador e o estresse causado pela contenção 7,8,9,10. Essa abordagem é particularmente útil na pesquisa da hipertensão, onde é importante capturar o início, a magnitude e a estabilidade da elevação da PA, bem como os padrões circadianos 11,12,13. Além disso, a telemetria contínua permite a detecção de flutuações transitórias durante a progressão da doença e fornece uma avaliação detalhada das intervenções farmacológicas, vantagens que os métodos tradicionais de manguito caudal não podem oferecer14.

O sistema de radiotelemetria usa um transmissor implantável com um cateter sensor de pressão, que é colocado cirurgicamente em locais anatômicos escolhidos com base na espécie e no desenho do estudo. Em camundongos, o cateter é tipicamente inserido através da artéria carótida no arco aórtico para garantir sinais estáveis9. Para certos experimentos, como estudos de longo prazo em camundongos mais velhos ou mais pesados, a colocação na aorta abdominal pode ser preferida. Em ratos, a aorta abdominal é o local padrão para registros confiáveis de longo prazo15. Essas estratégias de implantação permitem a mensuração precisa das pressões arterial sistólica, diastólica e média, bem como da frequência cardíaca (FC), tornando o sistema de telemetria uma ferramenta valiosa para a fenotipagem de modelos hipertensivos e avaliação de intervenções terapêuticas16.

Este protocolo descreve procedimentos detalhados para anestesia, implante cirúrgico (incluindo opções de colocação de cateter), cuidados pós-operatórios e aquisição e análise de dados, juntamente com uma avaliação comparativa com o método do manguito caudal.

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Protocolo

Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade Xi'an Jiaotong (No. XJTUAE2025-2784) e foram conduzidos de acordo com as diretrizes institucionais e nacionais para o cuidado e uso de animais de laboratório. Ratos machos espontaneamente hipertensos (SHRs) de oito semanas de idade e camundongos C57BL/6 foram usados nos experimentos.

1. Preparação animal

  1. Condições de alojamento: Alojar todos os animais em quartos com controlo ambiental. Mantenha uma temperatura ambiente de 21 °C e uma umidade relativa de 60%. Defina um ciclo de 12 h de luz / 12 h de escuridão. Forneça ração de laboratório padrão e água ad libitum.
  2. Peso recomendado para implantação de telemetria: Selecione camundongos pesando 20-35 g para garantir o comprimento adequado da implantação do cateter e acomodar o tamanho do transmissor de telemetria (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Escolha camundongos de 20 g ou mais para cateterismo da artéria carótida e use camundongos de cerca de 30 g para implante de aorta abdominal. Para ratos, selecione animais com peso ≥ 170 g para garantir o ajuste adequado e minimizar as complicações cirúrgicas. Use a abordagem de implante de aorta abdominal para ratos.
    NOTA: Esta faixa de peso equilibra a viabilidade cirúrgica com considerações de bem-estar animal para monitoramento crônico de telemetria.

2. Preparo pré-operatório

  1. Verificação do modelo do implante de telemetria: Para camundongos, use o transmissor HD-X11. Para ratos, use o transmissor HD-S10. Confirme o número do modelo e a codificação nos transmissores (Figura 1).
  2. Preparação asséptica cirúrgica: Antes da cirurgia, desinfete bem a área cirúrgica e esterilize todos os instrumentos em autoclavagem a 121 °C por 20 min (Figura Suplementar 1A). Prepare campos estéreis, solução salina cirúrgica e reagentes necessários (Tabela de Materiais). Use equipamento de proteção individual adequado (luvas, máscara e boné) e arrume os instrumentos em uma bandeja estéril, confirmando os indicadores de esterilidade antes do uso. Mantenha uma técnica asséptica rigorosa durante todo o procedimento. Após a cirurgia, garanta o descarte adequado de materiais contaminados e a reesterilização imediata de instrumentos reutilizáveis.
  3. Pré-tratamento de transmissores
    1. Retire a tampa branca da embalagem da bandeja de plástico transparente para abrir a embalagem estéril.
    2. Levante a tampa transparente da bandeja, inunde o canal do cateter com solução salina estéril e recoloque imediatamente a tampa. Evite o contato com o transmissor ou a bandeja interna para manter a esterilidade.
    3. Deixe a embalagem de lado e deixe o cateter hidratar por 15 minutos antes de transferi-lo para o campo estéril. Certifique-se de que a ponta do cateter pareça uniformemente translúcida e preenchida com gel. Identifique quaisquer pontas opacas ou brancas como insuficientemente hidratadas e reidratar antes de prosseguir.
    4. Guarde a tampa branca (contém dados de calibração) e a embalagem estéril (para possível retorno).
      NOTA: Garanta a hidratação adequada do cateter devido às suas propriedades hidrofílicas. A implantação em um estado não hidratado faz com que o cateter absorva água do sangue, levando à expansão. Essa expansão resulta em recessão do gel e formação de vazios na ponta do cateter, aumentando assim o risco de formação de trombos.
  4. Indução anestésica
    1. Anestesia inalatória: Colocar o animal em uma câmara de indução e anestesiar com isoflurano a 5% em oxigênio a uma taxa de fluxo de 0,5 L/min. Uma vez perdido o reflexo de endireitamento, transferir o animal para uma plataforma cirúrgica com temperatura controlada (37 °C) e manter a anestesia por um cone nasal que forneça isoflurano a 2% com fluxo de oxigênio de 0,5 L/min durante todo o procedimento17.
    2. Anestesia injetável: Anestesiar os camundongos por injeção intramuscular de uma mistura de Zoletil-xilazina (1:2 v/v) na dose de 20 μL por 20 g de peso corporal18.
    3. Use uma pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia.
  5. Preparação do local cirúrgico: Fixe os membros com fita adesiva e remova os pelos do pescoço com creme depilatório e, em seguida, limpe a área. Desinfetar o local da incisão com brometo de benzalcônio usando três esfoliações circulares, seguidas de duas esfoliações com iodopovidona após a colocação de um campo estéril.

3. Implante de transmissor telemétrico cirúrgico

NOTA: Realizar o implante cirúrgico através da artéria carótida ou cateterismo da aorta abdominal (Figura 2).

  1. Implante da artéria carótida
    1. Faça uma incisão de 1-1,5 cm ao longo da linha média da pele abaixo do queixo e crie espaços subcutâneos bilaterais usando dissecção romba.
    2. Retraia suavemente as glândulas parótida e submandibular usando instrumentos rombos para expor os músculos traqueais. Identifique a artéria carótida esquerda adjacente à traqueia usando dissecção romba (Figura 3A).
    3. Liberte a artéria carótida dos tecidos circundantes. Disseque cuidadosamente o nervo vago que o acompanha, uma fita branca distinta, longe da parede arterial sobre um segmento de 10 mm para expor a bifurcação.
      NOTA: Dissecar cuidadosamente o nervo vago sem tração para evitar comprometimento funcional, pois é essencial para a regulação autonômica.
    4. Passe três pontos 6-0 não absorvíveis e embebidos em solução salina sob o segmento isolado da artéria carótida e posicione-os nos locais cranial, caudal e médio, respectivamente (Figura 3B). Levante cuidadosamente o vaso para evitar lesões vasculares.
    5. Coloque a sutura mais anterior adjacente à bifurcação carotídea e, em seguida, ligue firmemente o vaso com um nó permanente. A sutura caudal fornece oclusão vascular temporária, enquanto a sutura do meio forma uma alça solta para estabilização do cateter após a inserção. Levante ambas as extremidades das suturas com pinças vasculares para distender o vaso (Figura 3C).
      NOTA: A bifurcação das artérias carótidas interna e externa serve como um marco importante para determinar o comprimento de inserção apropriado do cateter implantado.
    6. Dobre a ponta de uma agulha de seringa de 1 mL a cerca de 100° e perfure cuidadosamente a parede arterial perto da ligadura craniana. Use a agulha como guia para avançar o cateter na artéria, deslizando-o suavemente ao longo do vaso com uma pinça de retenção do cateter (Figura Suplementar 1B-C).
    7. Retire a agulha com a mão firme e substitua-a por uma pinça fina para avançar suavemente o cateter mais profundamente no vaso. Monitore os marcadores de profundidade no cateter, interrompa a inserção assim que a posição predeterminada for alcançada (Figura Suplementar 2A-B). Aperte a sutura do meio para prender o cateter no lugar. Amarre firmemente a sutura distal para fixação adicional. Enrole a sutura proximal ao redor da parte externa do cateter e ligue-a para evitar o deslocamento. Corte as extremidades das suturas o mais curto possível (Figura 3D).
    8. Confirme a profundidade do cateter usando o marcador e certifique-se de que ele atinja o arco aórtico. Verifique se há vazamento de sangue ou bolhas no local da punção ou ao redor do cateter. Aplique uma ação corretiva imediatamente se ocorrer vazamento. Puxe suavemente o cateter para garantir que ele permaneça firmemente no lugar por suturas ou adesivo.
    9. Usando uma pinça romba, crie uma bolsa subcutânea da incisão em direção ao flanco abdominal esquerdo. Injete 200 μL de solução salina pré-aquecida (37 °C) para expandir o espaço, insira o transmissor de telemetria na bolsa e posicione-o por via subcutânea na região abdominal esquerda (Figura 4A-C).
    10. Opcional: Execute esta etapa ao usar implantes com eletrodos de ECG (HD-X11). Posicione o fio condutor incolor do ECG por via subcutânea sobre o músculo peitoral direito e prenda o fio condutor vermelho no espaço subcutâneo abdominal inferior esquerdo. Feche a incisão com suturas interrompidas para evitar deiscência da ferida (Figura 4D-E).
      NOTA: O procedimento mostrado foi realizado em um animal sacrificado. Todas as cirurgias de sobrevivência foram conduzidas sob condições assépticas estritas com campos estéreis para garantir o bem-estar animal e o sucesso experimental.
    11. Mantenha a incisão fechada limpa e afixada. Verifique se há sangramento subcutâneo ativo, como inchaço rápido, formação de hematoma ou sangue escorrendo pela linha de sutura.
  2. Implante de aorta abdominal
    1. Posicione o animal em decúbito dorsal com a cabeça voltada para longe do cirurgião.
    2. Faça uma incisão na pele abdominal na linha média de 3-4 cm, seguida de dissecção romba entre a pele e a parede abdominal.
    3. Incise a linha alba ao longo da linha média e retraia suavemente os intestinos com gaze úmida para expor o espaço retroperitoneal.
    4. Identifique a aorta abdominal pulsátil adjacente à veia cava inferior e, em seguida, disseque cuidadosamente a gordura / tecido conjuntivo circundante com cotonetes para expor o segmento aórtico da veia renal esquerda (superiormente) à bifurcação ilíaca (inferiormente), limpando todo o tecido da superfície ventral (Figura 5A).
      NOTA: A veia renal esquerda que cruza a superfície aórtica ventral serve como ponto de referência crítico para a mobilização aórtica proximal.
    5. Passe duas suturas inabsorvíveis 4-0 umedecidas com solução salina sob a aorta abdominal isolada. Coloque a sutura cranial no cruzamento veia renal esquerda-aorta e a sutura caudal na bifurcação ilíaca. Aperte temporariamente ambas as suturas para ocluir o fluxo sanguíneo (Figura 5B).
    6. Dobre a ponta de uma agulha de seringa de 5 mL a aproximadamente 100° e, em seguida, perfure a parede aórtica logo abaixo da artéria mesentérica caudal com cuidado. Usando a agulha como guia, avance o cateter para a aorta através do local de entrada com uma pinça especializada de retenção do cateter, deslizando-o suavemente rostral ao longo do vaso.
    7. Retire a agulha e avance cuidadosamente o cateter cranialmente até que sua ponta distal encontre leve resistência na sutura de oclusão anterior (Figura 5C e Figura Suplementar 2C-D).
    8. Aplique uma gota de adesivo tecidual no local de entrada do cateter e deixe curar por 30 s. Solte gradualmente a sutura de tração caudal enquanto monitora de perto qualquer sangramento no local de inserção (Figura Suplementar 3A). Confirme se a ponta do cateter está posicionada cranialmente à veia renal esquerda.
    9. Prepare um adesivo de membrana fibrosa de 5 mm x 3 mm e posicione-o sobre o local de inserção do cateter (Figura Suplementar 3B) e, em seguida, prenda-o com adesivo biocompatível para estabilizar o cateter (Figura 5D).
    10. Sob visualização clara, verifique se há vazamento de sangue ativo do local da punção ou ao redor do cateter. Pare imediatamente se ocorrer bolhas ou infiltrações e aplique ações corretivas. Puxe suavemente o cateter para garantir que ele permaneça firmemente no lugar pelas suturas e/ou adesivo.
      NOTA: Ao realizar procedimentos em animais hipertensos, comece com pinças atraumáticas. Restaure a pressão gradualmente usando um protocolo de liberação de pinça em etapas: solte a pinça distal primeiro para testar a vedação sob baixa pressão e, em seguida, libere a pinça proximal somente após confirmar a hemostasia.
    11. Remova toda a gaze abdominal e reposicione suavemente os intestinos. Enxágue a cavidade abdominal com solução salina pré-aquecida (37 ° C) e, em seguida, confirme a hemostasia no local de entrada do cateter.
    12. Coloque o transmissor intra-abdominalmente entre as alças intestinais e prenda-o ao peritônio parietal usando suturas inabsorvíveis 6-0 (Figura 6A).
    13. Opcional: Execute esta etapa ao usar implantes com eletrodos de ECG (HD-X11). Insira uma agulha de 18 G através da parede abdominal perto da incisão lateral direita (lado direito do animal) na cavidade peritoneal, evitando órgãos internos. Passe o eletrodo negativo (cateter transparente) pela agulha e exteriorize-o do abdômen. Retire a agulha mantendo a posição de chumbo. Repita o procedimento no lado oposto para exteriorizar o eletrodo positivo (cateter vermelho) (Figura 6B-C).
    14. Fechamento da parede abdominal: Suturar a parede abdominal usando um padrão simples interrompido com suturas inabsorvíveis 5-0 ou 6-0.
    15. Preparação e colocação de chumbo: Apare o excesso de comprimento do cabo, deixando uma pequena bobina; Remova ~ 1 cm de silicone terminal para expor os fios e prenda a tubulação com suturas 5-0 / 6-0. Tunelamente o eletrodo positivo para a costela caudal esquerda e o eletrodo negativo para o músculo peitoral direito, ancorando cada um com suturas de permanência (Figura 6D).
    16. Feche a incisão com suturas interrompidas para evitar deiscência da ferida (Figura 6E).
      NOTA: Este estudo realiza o procedimento em um animal sacrificado para demonstração. Realize todas as cirurgias de sobrevivência sob condições assépticas estritas com campos estéreis para garantir o bem-estar animal e o sucesso do procedimento.

4. Recuperação cirúrgica

  1. Término da anestesia: Interrompa a anestesia com gás e remova o aparelho de administração. Transfira o animal para uma almofada de aquecimento a 37 °C para manter a normotermia até que o movimento espontâneo seja totalmente retomado. Não deixe o animal sozinho até que ele tenha recuperado a consciência suficiente para manter a decúbito esternal.
  2. Analgesia pós-operatória: Administrar meloxicam por via subcutânea a 5 mg/kg de peso corporal para alívio da dor pós-operatória 19,20,21,22.
    NOTA: Para prevenir a dor de forma proativa, analgesia preventiva pode ser administrada antes da cirurgia.
  3. Monitoramento de recuperação: Monitore sistematicamente os camundongos quanto à dor e infecção após a cirurgia. Avalie a dor espontânea usando a Escala de Carecas de Camundongo (MGS) pontuando o aperto orbital, a protuberância do nariz, a protuberância da bochecha, a posição da orelha e a mudança do bigode. Registre observações clínicas diárias, incluindo perda de peso, redução da ingestão de alimentos ou água, postura curvada, piloereção, diminuição da atividade e isolamento social. Examine o local da cirurgia diariamente quanto a vermelhidão, inchaço, calor ou secreção (Tabela Suplementar 1). Administre analgésicos ou consulte um veterinário de acordo com desfechos humanos predefinidos se for observado comportamento ou aparência anormal 23,24,25,26,27. Após a recuperação total (normalmente 10 dias após a cirurgia), aloje individualmente os camundongos em gaiolas padrão em placas receptoras de telemetria para aquisição contínua de dados.

5. Registro e análise de dados

  1. Implantação e operação do transmissor: Controle o transmissor implantável usando um ímã forte para ligá-lo ou desligá-lo. Confirme a ativação bem-sucedida verificando a presença de um sinal sonoro em um rádio FM próximo.
  2. Configuração do transmissor e aquisição de dados
    1. Adquira dados usando o software (Ponemah v5.00). Consulte o Arquivo Suplementar 1 para obter as opções de configuração.
    2. Abra o Ponemah v5.00, crie um novo experimento ou abra um existente. Vá para Configuração > Hardware e clique em Editar configuração de APR para selecionar um receptor vazio.
    3. Abra o hardware > Editar configuração MX2 para conectar o implante. Selecione o receptor associado ao implante e configure os seguintes parâmetros: nome, modelo do implante, tipo de sinal, taxa de amostragem e número de série.
    4. Clique em Pesquisar implante HD. Ative o implante usando um ímã e coloque-o na placa de detecção designada até que o sistema reconheça o sinal. Clique em Salvar para confirmar.
    5. Configure os detalhes do assunto definindo o nome, o sexo e a espécie do sujeito e, em seguida, selecione os itens de detecção correspondentes ao tipo de implante.
    6. Selecione Transmissor(es) de destino, clique e escolha o botão Play (símbolo inicial do triângulo) para iniciar a aquisição do sinal. Clique em OK para confirmar.
    7. Clique no botão Pausar para encerrar a gravação.
    8. Para coleta de dados experimentais, amostra de acordo com os requisitos experimentais.
  3. Análise de dados
    1. Carregue dados de telemetria. No software, navegue até Arquivo > Carregar Dados. Selecione Parâmetros de destino. Escolha Transmissores na Lista de Formulários e defina o período de análise de acordo com os horários de início/parada registrados.
    2. Determinar o deslocamento da PA: Extraia os dados do período de 30 minutos anterior ao término da amostragem. Calcule e relate valores como Média ± SEM.
    3. Exporte parâmetros cardiovasculares, incluindo pressão de pulso, PA sistólica (PAS), PA diastólica (PAD), pressão arterial média (PAM), FC e contagem de atividade (Figura 7A). Use o método do manguito de cauda 5,6,28 (Arquivo Suplementar 2) para medir a PA em camundongos por meio do princípio de Registro de Pressão de Volume (VPR) e gerar curvas de pressão para análise (Figura 7B).
    4. Análise estatística: Expresse os dados como média ± SEM. Realize análises estatísticas usando o GraphPad Prism 8.0. Avalie as diferenças entre as médias dos grupos com um teste t de Student não pareado e analise os dados contínuos de 24 horas por ANOVA de duas vias seguida pelo teste post hoc de Bonferroni. Considera-se que um valor de p < 0,05 indica significância estatística.

6. Recuperação de transmissores

  1. Eutanasiar o animal usando técnicas padrão. Não use luxação cervical, pois pode danificar o cateter.
  2. Incisar a bolsa subcutânea que contém o transmissor com uma tesoura cirúrgica fina. Comece na extremidade caudal da loja e estenda a incisão cranialmente, evitando o contato com o cateter. Remova o transmissor da bolsa e continue a incisão cranialmente em direção à região ventral do pescoço, tomando cuidado para não danificar o cateter.
  3. Libere o cateter de todo o tecido conjuntivo. Levante suavemente o transmissor e coloque-o no campo cirúrgico próximo à cabeça do animal para evitar a transecção acidental do cateter.
  4. Faça uma incisão abdominal na linha média com uma tesoura cirúrgica fina e estenda-a cranialmente para seccionar o diafragma e o esterno. Crie incisões bilaterais através da caixa torácica lateral para expor totalmente a cavidade torácica.
  5. Identifique o coração. Disseque e remova cuidadosamente a glândula timo, que aparece como tecido branco, para visualizar o arco aórtico. Segure apenas o timo durante a dissecção para evitar danos aos vasos subjacentes, pois o cateter fica dentro do arco aórtico abaixo do timo.
  6. Localize o arco aórtico após a remoção do timo. Isole-o suavemente dos tecidos circundantes e coloque uma pinça de ponta fina abaixo do arco para localizar a ponta do cateter. Incisar o arco aórtico neste local para expor a ponta do cateter, tomando cuidado para não danificar o cateter.
  7. Trace a ponta do cateter e incise cuidadosamente a aorta retrógrada em direção à artéria carótida comum até o local da sutura da ligadura. Corte suavemente o nó de sutura para expor o ponto de inserção e recupere todo o cateter.

7. Limpeza e reesterilização no local de transmissores

  1. Remoção de tecido e detritos: Prepare uma solução de Tergazyme a 1%. Mergulhe o transmissor na solução por 24 h para remover sangue, proteínas séricas e detritos teciduais. Enxágue abundantemente em água corrente.
  2. Descontaminação: Trabalhe sob uma hotte. Mergulhe o transmissor em glutaraldeído dentro de um tubo de centrífuga selado de 50 mL por 24 h. Enxágue abundantemente com solução salina estéril e armazene em uma embalagem estéril.

8. Preparação da seringa Regel e enchimento do cateter

  1. Use luvas limpas. Purgue o ar da seringa extraindo uma pequena quantidade de gel da ponta da agulha.
  2. Para HD-S10, insira a ponta da agulha no cateter sem tocar em suas bordas. Avance-o abaixo da superfície de qualquer material residual. Injete o gel sob leve pressão enquanto retira lentamente a agulha até que a ponta esteja totalmente cheia e livre de bolhas ou detritos.
  3. Para HD-X11, evite a inserção de agulhas. Coloque uma pequena gota de gel em uma superfície estéril. Comprima suavemente o bulbo do cateter para expelir ar ou trombos. Entre em contato com o orifício com a gota de gel. Liberação para permitir o enchimento retrógrado por ação capilar e pressão negativa.

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Resultados

Registro telemétrico contínuo de PA e FC em camundongos C57BL/6
Camundongos C57BL/6 machos com oito semanas de idade foram randomizados para serem submetidos ao implante do transmissor por canulação da artéria carótida (CAC) ou canulação da aorta abdominal (AAC). Após 10 dias de recuperação, a PA basal foi registrada. O monitoramento contínuo de 24 horas confirmou sinais estáveis e confiáveis com o ritmo circadiano esperado, mostrando valores noturnos ligeiramente mais altos do que diurnos. Em compara...

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Discussão

Etapas críticas dentro do protocolo
A telemetria implantável é amplamente reconhecida como o padrão-ouro para monitoramento cardiovascular contínuo e de alta fidelidade em roedores conscientes e em movimento livre 31,32. Uma etapa crítica é a seleção do local de implantação do cateter, seja a artéria carótida ou a aorta abdominal, com base em objetivos experimentais. O implante da artéria carótida oferece simp...

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela Fundação de Ciências Naturais da China (82230012 de subvenção, 81830015 a N. Wang, 91939108 de subvenção 82570478 a L. Xiao).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Referência de Pressão Ambiente APR-1Ciências de Dados Internacional (DSI)A Base de Referência de Pressão Ambiente APR-1 é um componente obrigatório de cada sistema de telemetria DSI onde as medições de pressão são monitoradas para compensar dinamicamente os efeitos da mudança na pressão barométrica sobre as medições absolutas (em relação ao vácuo) realizadas pelos implantes de telemetria
Kit de adesivo de celuloseCiências de Dados Internacional (DSI)370-0036-001
GlutaraldeídoMetriCídio89132-856
Pinça Graefe curvada, com dentesCiências de Dados Internacional (DSI)11054-10
Implante (HD-S10)Ciências de Dados Internacional (DSI)825969
Implante (HD-S10)Ciências de Dados Internacional (DSI)910265
Implante (HD-X11)Ciências de Dados Internacional (DSI)1315981
Implante (HD-X11)Ciências de Dados Internacional (DSI)1315986
isofluranoCiências da Vida RWDR510-22-10
Tesoura Lexar-Baby - reta, 10 cmCiências de Dados Internacional (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) Ciências de Dados Internacional (DSI)A Matrix 2.0 (MX2) gerencia a comunicação entre os implantes de telemetria HD PhysioTel e PhysioTel e o computador de aquisição.
Caixa de Instrumentos MoriaCiências de Dados Internacional (DSI)20311-21
Soro fisiológico normalKelong PharmaceuticalC1250213B1
Suporte de Agulhas Olsen-Hegar - extra delicadoCiências de Dados Internacional (DSI)12002-12
Pentobarbital sódicoSigma-AldrichP3761
Receptores RPC-1Ciências de Dados Internacional (DSI)34668O receptor RPC-1 é mais frequentemente usado para monitorar animais alojados em gaiolas plásticas que podem ser colocadas sobre o receptor. O receptor RPC-1 fornece recepção confiável dos dados transmitidos via telemetria digital e possui duas antenas receptoras orientadas em ângulo reto para minimizar as falhas devido à direcionalidade do padrão de transmissão.
Receptores RPC-1Ciências de Dados Internacional (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Pinça de Canulação de Vaso, 11 cm de comprimentoCiências de Dados Internacional (DSI)00608-11
Dilatador do vaso - ponta inclinada de 45 graus, 13,5 cm de comprimentoCiências de Dados Internacional (DSI)00276-13
Adesivo de tecido VetbondEmpresa de Mineração e Manufatura de Minnesota (3M)1469SB
Xylazine 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Laboratórios Virbac

Referências

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
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