Artigo de método

Aprimoramento da absorção de vírus adeno-associados recombinantes intestinais por uma fórmula da medicina tradicional chinesa

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DOI:

10.3791/70413

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24 de abril de 2026

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1Faculty of Traditional Chinese Medicine, Naval Medical University, 2Oncology Department of Traditional Chinese Medicine, Changhai Hospital, Naval Medical University, 3State Key Laboratory of Genetics and Development of Complex Phenotypes, School of Life Sciences, Zhongshan Hospital, Fudan University, 4Shanghai Key Laboratory of Gene Editing and Cell Therapy for Rare Diseases, Engineering Research Center of Gene Technology (Ministry of Education), Fudan University, 5Institutes of Integrative Medicine, Fudan University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer um modelo de saco intestinal evertido para avaliar as interações entre a Medicina Tradicional Chinesa (MTC) e o vírus adenoassociado recombinante (rAAV) durante a absorção intestinal, fornecendo uma plataforma ex vivo para otimizar estratégias orais de entrega gênica.

Resumo

A administração oral do vírus adenoassociado recombinante (rAAV) possui potencial terapêutico significativo, mas é limitada pela absorção intestinal ineficiente. A Medicina Tradicional Chinesa (MTC), amplamente utilizada em formulações orais, representa uma fonte promissora de potenciadores de absorção. No entanto, seus potenciais efeitos na absorção e transdução do rAAV permanecem amplamente inexplorados. O modelo do saco intestinal evertido fornece uma plataforma quantitativa ex vivo para investigar essas interações. Um protocolo detalhado é apresentado aqui, utilizando o modelo do saco intestinal evertido, para avaliar quantitativamente a translocação do vírus adenoassociado (rAAV) através do epitélio intestinal e a subsequente transdução gênica dentro do tecido intestinal sob condições experimentais controladas. Etapas principais incluem a colheita de segmentos do intestino delgado de roedores de laboratório, a transformação dos segmentos para formar sacos e o preenchimento de cada saco com tampão oxigenado. Os sacos evertidos são imersos em um tampão oxigenado contendo partículas de rAAV e incubados a 37 °C para permitir a exposição luminal e o transporte vetorial. As análises finais envolvem amostragem do fluido interno (serosal) para medir partículas de rAAV que atravessaram o epitélio, além de analisar o tecido do saco para expressão de transgenes e determinar a eficiência da transdução. Ao testar múltiplas regiões intestinais, o protocolo fornece insights sobre diferenças específicas de segmento na absorção de rAAV. Além disso, a inclusão de GZNG, uma fórmula clássica da MTC, durante a incubação permite avaliar seu impacto na captação e transdução de vetores. A abordagem do saco intestinal evertido oferece uma plataforma valiosa para triagem de sorotipos rAAV, potenciadores de entrega e interações entre vetores rAAV e componentes da MTC. Seu design simples e paralelizável também permite triagem de alto rendimento em estudos pré-clínicos.

Introdução

O vírus adenoassociado recombinante (rAAV) representa uma plataforma promissora para terapia gênica sistêmica, com três vias principais de administração atualmente exploradas: injeçãointravenosa 1, injeçãointraperitoneal 2 e administraçãooral 3. Embora as vias de injeções intravenosas e intraperitoneais tenham sido amplamente estudadas, a administração oral, uma abordagem não invasiva, ainda é relativamente pouco explorada. A viabilidade da entrega oral de rAAV foi demonstrada pela primeira vez por Xin et al.4, que relataram transdução bem-sucedida da mucosa intestinal e indução de uma resposta imune anti-HIV após administração oral de rAAV2. De forma semelhante, Hara et al.3,5 demonstraram que o rAAV/Aβ oral pode transducir a mucosa gastrointestinal e reduzir a deposição de amiloide cerebral, enquanto Steel et al.6 encontraram que a vacinação oral demonstrou sobrevivência superior e imunidade antitumoral em comparação com a injeção intramuscular. O mesmo estudo relatou que o rAAV6 apresentou tropismo intestinal mais forte do que o rAAV5. Além das aplicações vacinais, o potencial terapêutico foi alcançado em outros modelos de doença. Ma et al.7 e Hao et al.8 provaram que o rAAV oral levou à supressão tumoral e à terapia anti-fibrótica no fígado e no estômago, respectivamente, após transdução gastrointestinal. Huang et al.9 identificaram o sorótipo modificado Rec2 como transduzindo seletivamente tecido adiposo marrom após administração oral, em contraste com o tropismo hepático predominante observado na administraçãointravenosa 10. Apesar dessas descobertas pioneiras, a pesquisa sobre entrega oral de rAAV permanece limitada, em parte devido à falta de sistemas de triagem in vitro para avaliação em larga escala.

O modelo do saco intestinal evertido, desenvolvido por Wilson e Wiseman em1954-11, continua sendo uma valiosa plataforma in vitro para investigar mecanismos de absorção de fármacos intestinais. Ao contrário de outros aparelhos simuladores de absorção, este sistema explica de forma única múltiplos processos fisiológicos além da simples difusãopassiva 12. Essa característica o torna particularmente vantajoso para o estudo daMTC 13. Usando esse sistema, está documentado que compostos da MTC frequentemente exibem padrões de absorção intestinal dependentes de segmentos em todo o trato gastrointestinal. Por exemplo, um estudo demonstrou que múltiplos alcaloides do Wuwei Qingzhuo San são absorvidos seletivamente em diferentes segmentos intestinais, com o jejuno e o íleo apresentando a absorção maisativa 14. Além disso, a coadministração de constituintes da MTC pode modular a absorção intestinal. Liao et al.15 relataram que a coadministração com o extrato de Radix Angelicae dahuricae aumentou significativamente a absorção intestinal de puerarina, destacando a influência das interações da MTC na absorção segmentar. Portanto, o modelo do saco intestinal evertido serve como uma ferramenta ideal para elucidar os comportamentos complexos de absorção e as interações sinérgicas inerentes às formulações da MTC e outros medicamentos.

Selecionar um modelo apropriado para pesquisa de absorção de rAAV requer uma compreensão aprofundada dos compromissos entre precisão fisiológica, complexidade técnica e capacidade de produção. A tabela abaixo resume os principais modelos experimentais usados para estudar a absorção intestinal.

Este estudo fornece prova de conceito de que o modelo do saco do intestino evertido pode ser usado para investigar a absorção intestinal de vetores do vírus adenoassociado recombinante (rAAV). Ele fornece insights valiosos sobre como a coadministração da MTC influencia a absorção intestinal dos vetores rAAV, ressaltando a necessidade de caracterização adicional de suas interações mecanicistas sob condições fisiologicamente relevantes. Otimizar estratégias de administração oral aprimoradas pela MTC por meio dessa abordagem pode facilitar o desenvolvimento de terapias rAAV não invasivas, melhorando assim a adesão e a acessibilidade ao tratamento do paciente.

Os pesquisadores devem avaliar o modelo do saco digestivo evertido com base nos seguintes critérios para garantir que ele esteja alinhado com seus objetivos experimentais. Aplicações apropriadas incluem triagem rápida de sorótipos, avaliação por adjuvantes/potenciadores e cinética regional, enquanto aplicações e limitações inadequadas incluem estudos de expressão de longo prazo (>48 h) e farmacologia sistêmica.

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Protocolo

Todos os procedimentos com animais foram conduzidos em estrita conformidade com as diretrizes aprovadas pelo Comitê de Ética Animal da Universidade Médica Naval (aprovação CHEC (A.E)-2025011).

1. Preparação da solução de Tyrode e soluções virais

  1. Pré-condicionamento da solução de Tyrode:
    1. Prepare duas alíquotas de 500 mL da solução de Tirodo (pH 7,4) (Veja a Tabela de Materiais).
    2. Resfrie um aliquota a 4 °C e aqueça o outro a 37 °C.
    3. Faça bolhas em cada alíquota com 95% O₂/5% CO₂.
  2. Preparação da solução viral:
    1. Adicione AAV9-CMV-EGFP recombinante à solução do tirodo de 37 °C para alcançar uma concentração final de 1 x 1011 vg/mL (condição de controle).
    2. Para a condição experimental, suplemente a preparação AAV9-CMV-EGFP com uma fórmula TCM GZNG (Tabela 2) dissolvida no veículo até uma concentração final de 200 mg/mL.
    3. Para o controle apenas GZNG, adicione GZNG (200 mg/mL) à solução do Tyrode sem AAV9 CMV-EGFP.
      NOTA: Prepare diluições virais imediatamente antes do uso para preservar a infectividade. O pH da solução de GZNG é aproximadamente 5,0–6,0.

2. Preparação animal e colheita de tecido intestinal

  1. Jejum: Jejue os ratos Sprague–Dawley de 8 semanas por 24 horas antes da cirurgia. Garanta acesso livre à água durante esse período para manter a hidratação.
    NOTA: O jejum ajuda a minimizar o conteúdo intestinal e garante a medição precisa da absorção intestinal durante experimentos ex vivo .
  2. Verifique a saúde dos animais antes do jejum e certifique-se de que estão em boas condições. Exclua animais com sinais de sofrimento ou doença do estudo.
  3. Administre pentobarbital de sódio (200 mg/kg, intraperitoneal) para induzir anestesia profunda. Verifique se o animal está totalmente anestesiado, verificando a falta de reflexos e respiração estável.
    ATENÇÃO: Pentobarbital é uma substância controlada perigosa; manuseie com luvas e EPI em uma exaustão de fumo para evitar contato com a pele/inalação e siga as diretrizes institucionais para descarte seguro e resposta a emergências.
  4. Realize a eutanásia por luxação cervical assim que a anestesia profunda for confirmada.
  5. Faça uma coletânea de etanol 75% nas áreas abdominais e torácicas para desinfetar a pele e reduzir a contaminação microbiana durante a cirurgia.
  6. Faça uma incisão na linha média ao longo da região abdominal usando tesoura cirúrgica estéril para expor a cavidade peritoneal.
  7. Separe e exponha suavemente o estômago e os intestinos. Use uma cortina estéril para proteger os tecidos e órgãos ao redor durante o procedimento.
  8. Transecte cuidadosamente o esfíncter pilórico para separar o estômago do duodeno proximal. Certifique-se de que o duodeno permaneça intacto para procedimentos subsequentes.
  9. Dissecar o cólon distal na junção reto-anal evitando qualquer dano aos tecidos ao redor.
  10. Libere suavemente as fixações mesentéricas do intestino delgado usando pinças finas ou tesouras. Tenha cuidado para não esticar ou rasgar o mesenterio.
  11. Transfira imediatamente o intestino delgado intacto para uma solução gelada de tampão Krebs-Ringer oxigenado (solução de Tyrode, 4 °C).

3. Preparação ex vivo do saco intestinal evertido

  1. Selecione os segmentos intestinais da seguinte forma: um segmento de 8 cm localizado 10 cm distal ao pilor foi designado segmento duodenal.
  2. Colete um segmento jejunal de 8 cm começando 16 cm distal até o segmento duodenal.
  3. Obtenha um segmento ileal de 8 cm começando mais 16 cm distal até o segmento jejunal.
  4. Para o cólon, colete um segmento de 8 cm localizado a 5 cm proximal da extremidade cecal cecal.
    NOTA: Certifique-se de que o tecido esteja elástico e intacto, adequado para inversão durante a preparação.
  5. Enxágue o lúmen intestinal usando uma seringa de 2 mL cheia de solução de Tyrode oxigenada e gelada.
  6. Descarte o efluente seguindo protocolos institucionais de resíduos biológicos para manter a esterilidade e prevenir contaminação.
    ATENÇÃO: Manuseie resíduos biológicos usando luvas e equipamentos de proteção adequados para evitar exposição a material potencialmente infeccioso. Descarte todos os resíduos biológicos e efluentes seguindo as diretrizes institucionais de segurança contra riscos biológicos para evitar contaminação ambiental.
  7. Insira a extremidade proximal do segmento intestinal em uma haste de vidro polido de 4 mm. Certifique-se de que a superfície da haste esteja lisa para evitar rasgões mucosos.
  8. Amarre a extremidade distal do segmento com um ponto de seda 2-0 para fixar o tecido na haste. Confirme que o tecido permanece estável durante a inversão.
  9. Everte suavemente o segmento intestinal deslizando o tecido ao longo da haste até que a mucosa fique completamente exposta. Evite esticar ou torcer excessivamente para manter a integridade do tecido.
  10. Injete 2 mL de solução de Tirode gelada no lúmen para verificar vazamentos. O vazamento aceitável deve ser <5% em até 1 minuto. Se for detectado vazamento, ajuste os pontos e verifique a inversão completa da superfície mucosa.
    NOTA: Realize a eversão em ambiente frio para minimizar a degradação enzimática e preservar a viabilidade tecidual.
  11. Insira um capilar de vidro de 3 mm de 5 cm na extremidade aberta do segmento evertido para servir como entrada para a perfusão. Avance a cânula suavemente para evitar rasgos mucosos.
  12. Fixe a cânula usando suturas de seda 2-0. Certifique-se de que a cânula permaneça fixa na posição sem colapsar ou obstruir o fluxo de fluidos.
  13. Aplique uma tensão suave nos pontos para manter a forma correta do saco intestinal. Evite dobras ou torções, pois isso pode interromper a perfusão e alterar os resultados da absorção.
  14. Evite apertar excessivamente, pois isso pode danificar o tecido ou deformar o saco. Mantenha uma tensão uniforme durante todo o experimento. Examine regularmente o saco do intestino evertido para detectar vazamentos ou danos estruturais. Se o vazamento exceder 5%, repare ou substitua o segmento antes de continuar.

4. Transdução e incubação de AAV

  1. Coloque cada saco evertido em um tubo cônico de 7 mL contendo 4 mL de solução oxigenada de Tirodo a 37 °C.
  2. Adicione a solução viral da seguinte forma: Controle: AAV9-CMV-EGFP sozinho; Experimental: AAV9-CMV-EGFP + GZNG.
  3. Incubar estáticamente a 37 °C por 2 horas, durante as quais uma mistura gasosa de 95% O2/5% de CO2 foi continuamente bolhada na solução.

5. Amostragem, processamento de endpoints e análise

  1. Amostragem por curso temporal
    1. Retire 50 μL de fluido soroso de cada saco intestinal em 0, 30, 60, 90 e 120 min usando uma microseringa calibrada. Garanta amostragem precisa sem introduzir bolhas de ar.
    2. Substitua imediatamente o fluido retirado por 50 μL de solução de Tirode pré-aquecida (37 °C) para manter o equilíbrio osmótico e o volume interno. Minimize o tempo entre a retirada e a substituição para preservar condições experimentais consistentes.
      NOTA: Ao usar uma microseringa (por exemplo, seringa Hamilton), mantenha a esterilidade e manuseie com cuidado para evitar danos à membrana do saco intestinal.
    3. Realize amostras rápidas em cada momento para minimizar a perturbação do ambiente de incubação.
  2. Determinação do título do vírus
    1. Extraia o DNA total do fluido soroso usando um Kit de Extração de DNA Genômico Animal comercialmente disponível, conforme as instruções do fabricante.
    2. Realize a quantificação absoluta do número de cópias do genoma do vetor rAAV por qPCR. Use um Kit Verde SYBR com primers ITR. Realize a amplificação qPCR em uma placa padrão de 96 poços usando um termociclador com as seguintes condições de ciclo: Desnaturação inicial: 95°C por 10 min; Desnaturação: 95°C por 15 s; Recozimento e extensão: 60°C por 1 min; 40 ciclos no total
    3. Para quantificar o número de cópias do genoma, gere uma curva padrão usando diluições seriadas de plasmídeos rAAV-CMVp-gfp (1 ng, 0,1 ng e 0,01 ng). Use essas diluições para calcular o número de cópias do genoma viral com base nos valores correspondentes do limiar do ciclo (Ct).
    4. Determinar o número de cópias do genoma vetoral no fluido seosal coletado usando a curva padrão. Os resultados foram reportados como cópias do genoma por 100 ng de DNA extraído.
      NOTA: Certifique-se de que todos os reagentes e equipamentos estejam estéreis para evitar contaminação durante a extração de DNA e a análise de qPCR. Use controles apropriados para verificar a precisão da qPCR, incluindo controles sem molde (NTC) e padrões de plasmídeos.
    5. Realize qPCR em triplicado para cada amostra para garantir a reprodutibilidade e confiabilidade dos resultados.
  3. Processamento de tecidos terminais
    1. Aspire todo o líquido luminal residual de cada saco intestinal usando uma pipeta estéril. Manuseie com cuidado para evitar romper o tecido.
    2. Enxágue cada saco três vezes com soro tampão fosfatado (PBS) contendo 1% de penicilina–estreptomicina (P/S) para remover o meio residual, bactérias e impurezas. Garanta uma lavagem cuidadosa para manter a esterilidade para aplicações posteriores.
    3. Corte o tecido intestinal em fragmentos de 2mm 3 (2 mm * 2 mm * 0,5 mm) usando tesouras cirúrgicas ou lâminas estéreis. Mantenha os fragmentos de tamanho uniforme para incubação consistente.
    4. Incubar os fragmentos de tecido em 10 mL de DMEM suplementado com 10% de FBS e 1% (v/v) P/S a 37 °C por 48 horas em uma incubadora umidificada com 5% de CO₂. O meio de cultivo deve ser renovado a cada 12 horas durante a incubação.
      NOTA: Esta etapa mantém a viabilidade dos tecidos e permite a recuperação celular após o experimento. Garanta que a mucosa permaneça intacta durante o corte e a lavagem. Realize três lavagens completas de PBS para eliminar detritos e contaminantes microbianos. Mantenha temperatura constante (37 °C) e alta umidade para apoiar a atividade metabólica e a saúde dos tecidos.
      ATENÇÃO: Manuseie fragmentos de tecido com ferramentas estéreis e evite estresse mecânico para preservar a integridade epitelial.
  4. Análises pós-incubação
    1. Aliquota A (Análise histológica):
      1. Fixe as amostras de tecido em paraformaldeído (PFA) a 4% por 24 horas a 4 °C para preservar a arquitetura celular.
      2. Após a fixação, insuflar os tecidos no composto OCT e realizar coloração por Hematoxilina e Eosina (H&E) para avaliar a integridade e morfologia dos tecidos.
        ATENÇÃO: O paraformaldeído é um fixador perigoso; manusee-o dentro de uma exaustão usando o equipamento de proteção individual adequado
    2. Aliquota B (Análise de fluorescência e quantificação do genoma):
      1. Congele rapidamente o tecido restante em nitrogênio líquido e armazene a -80 °C até o processamento adicional.
      2. Use as amostras congeladas para microscopia de fluorescência para detectar a expressão de EGFP, avaliando a eficiência da transfecção ou a captação viral.
      3. Realize extração de DNA seguida de qPCR para determinar o número de cópias do genoma viral ou a expressão do transgene.

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Resultados

Esse protocolo foi usado para avaliar a eficiência da entrega gênica mediada por AAV9 em diferentes segmentos do intestino delgado, bem como o impacto do tratamento GZNG na melhoria da transferência e expressão gênica. Vários desfechos importantes foram observados, demonstrando tanto a aplicação bem-sucedida do protocolo quanto alguma variabilidade que pode surgir sob certas condições.

A avaliação da expressão de EGFP mediada por AAV9 por análise histológica (...

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Discussão

Neste estudo, foi estabelecida uma abordagem in vitro inovadora para avaliar a absorção intestinal de rAAV adaptando o modelo clássico de saco do intestino evertido. Esse método permite a análise segmentada da eficiência da transdução do AAV no intestino delgado sob condições controladas e a avaliação dos efeitos sinérgicos entre MTC e rAAV. Aqui, são discutidos os passos críticos, a solução de problemas e modificações, limitações e suas amplas aplicações na terapia gênica e na ...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer a todos os colegas e colaboradores que forneceram discussões valiosas e assistência técnica ao longo deste estudo. Também agradecemos o apoio institucional que tornou esse trabalho possível. Este trabalho foi financiado pela bolsa #82474349 da Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (para CL).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
DMEMWISENT319-005-CLLíquido, com 4,5 g/L de D-Glicose, com L-Glutamina, fenol vermelho e piruvato de sódio
Primers qPCR da região CDS do EGFPTSINGKEF: 5'-ACTTCTTCAAGTCCGCCATG-3'; R: 5'-TGTCGGCCATGATATAGACG-3'
Soro Fetal BovinoWISENT086-550Qualidade superior, grau de cultura celular primária
Penicilina-Estreptomicina (P/S)WISENT450-201-ELEsta solução contém 10.000 unidades/mL de penicilina e 10.000 & micro; g/mL de estreptomicina.
PrimeScript RT Master Mix (Tempo Real Perfeito)TaKaRaRR036A
Kit Universal de Extração de RNA TaKaRa MiniBESTTaKaRa9767
TSINGKE TSE401 ArtiCanCEO SYBR qPCR MixTSINGKETSE401Este produto é adequado para experimentos quantitativos de fluorescência utilizando o método SYBR Green dye e é compatível com vários instrumentos de PCR quantitativa de fluorescência em tempo real.
TSINGKE TSP202-200 Trelief  Kit de DNA Genômico Animal Hi-PureTSINGKETSP202-200
Solução de TyrodeYuan YeR20268-500mlConsiste principalmente em cloreto de sódio, cloreto de potássio, cloreto de magnésio, fosfatos, cloreto de cálcio, glicose e HEPES.

Referências

  1. Wang, J. H., et al. Adeno-associated virus as a delivery vector for gene therapy of human diseases. Signal Transduct Target Ther. 9 (1), 78(2024).
  2. Durbacz, M. Z., et al. Optimized genomic editing of a common Duchenne muscular dystrophy mutation in patient-derived muscle cells and a new humanized mouse model. Mol Ther Nucleic Acids. 36 (2), 102569(2025).
  3. Hara, H., et al. An oral Aβ vaccine using a recombinant adeno-associated virus vector in aged monkeys: reduction in plaque amyloid and increase in Aβ oligomers. J Alzheimers Dis. 54 (3), 1047-1059 (2016).
  4. Xin, K. Q., et al. Oral administration of recombinant adeno-associated virus elicits human immunodeficiency virus-specific immune responses. Hum Gene Ther. 13 (13), 1571-1581 (2002).
  5. Hara, H., et al. Development of a safe oral Abeta vaccine using recombinant adeno-associated virus vector for Alzheimer's disease. J Alzheimers Dis. 6 (5), 483-488 (2004).
  6. Steel, J. C., et al. Oral vaccination with adeno-associated virus vectors expressing the neu oncogene inhibits the growth of murine breast cancer. Mol Ther. 21 (3), 680-687 (2013).
  7. Ma, H., et al. Oral adeno-associated virus-sTRAIL gene therapy suppresses human hepatocellular carcinoma growth in mice. Hepatology. 42 (6), 1355-1363 (2005).
  8. Hao, Z. M., et al. Oral administration of recombinant adeno-associated virus-mediated bone morphogenetic protein-7 suppresses CCl4-induced hepatic fibrosis in mice. Mol Ther. 20 (11), 2043-2051 (2012).
  9. Huang, W., et al. Genetic manipulation of brown fat via oral administration of an engineered recombinant adeno-associated viral serotype vector. Mol Ther. 24 (6), 1062-1069 (2016).
  10. Liu, X., et al. Adipose tissue insulin receptor knockdown via a new primate-derived hybrid recombinant AAV serotype. Mol Ther Methods Clin Dev. 1, 8(2014).
  11. Alam, M. A., Al-Jenoobi, F. I., Al-Mohizea, A. M. Everted gut sac model as a tool in pharmaceutical research: limitations and applications. J Pharm Pharmacol. 64 (3), 326-336 (2012).
  12. Lassoued, M. A., Khemiss, F., Sfar, S. Comparative study of two in vitro methods for assessing drug absorption: Sartorius SM 16750 apparatus versus everted gut sac. J Pharm Pharm Sci. 14 (1), 117-127 (2011).
  13. Yang, Y. N., Zhan, J. G., Cao, Y., Wu, C. M. From ancient wisdom to modern science: Gut microbiota sheds light on property theory of traditional Chinese medicine. J. Integr. Med. 22 (4), 413-444 (2024).
  14. Liao, C. P., et al. Intestinal absorption components and absorption characteristics of Wuwei Qingzhuo San by everted intestinal sac models. Zhongguo Zhong Yao Za Zhi. 49 (2), 509-517 (2024).
  15. Liao, Z. G., et al. Transport properties of puerarin and effect of extract of Radix Angelicae Dahuricae on puerarin intestinal absorption using in situ and in vitro models. Phytother Res. 28 (9), 1288-1294 (2014).
  16. During, M. J., Xu, R., Young, D., Kaplitt, M. G., Sherwin, R. S., et al. Peroral gene therapy of lactose intolerance using an adeno-associated virus vector. Nat. Med. 4 (10), 1131-1135 (1998).
  17. Hao, Z., Yang, X., Lv, Y., Li, S., Purbey, B. K., et al. Intracolonically administered adeno-associated virus-bone morphogenetic protein-7 ameliorates dextran sulphate sodium-induced acute colitis in rats. J. Gene Med. 14 (7), 482-490 (2012).
  18. Meng, J. S., et al. Melittin analog p5RHH enhances recombinant adeno-associated virus transduction efficiency. J. Integr. Med. 22 (1), 72-82 (2024).
  19. Sun, H., et al. The Caco-2 cell monolayer: usefulness and limitations. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 4 (4), 395-411 (2008).
  20. Meneses, A. M. C., et al. Intestinal organoids—current and future applications. Vet Sci. 3 (4), 31(2016).
  21. Thomson, A., et al. The Ussing chamber system for measuring intestinal permeability in health and disease. BMC Gastroenterol. 19 (1), 98(2019).
  22. Caldeira, T. G., et al. Determination of intestinal permeability using in situ perfusion model in rats: challenges and advantages to BCS classification applied to digoxin. Int J Pharm. 551 (1-2), 148-157 (2018).
  23. Dahlgren, D., Lennernäs, H. Intestinal permeability and drug absorption: predictive experimental, computational and in vivo approaches. Pharmaceutics. 11 (8), 411(2019).
  24. Mateer, S. W., et al. Ex vivo intestinal sacs to assess mucosal permeability in models of gastrointestinal disease. J Vis Exp. (108), e53250(2016).
  25. Liu, W., et al. Developments in methods for measuring the intestinal absorption of nanoparticle-bound drugs. Int J Mol Sci. 17 (7), 1171(2016).
  26. Lengler, J., et al. Crucial aspects for maintaining rAAV stability. Sci Rep. 14, 27923(2024).
  27. Benskey, M. J., et al. Targeted gene delivery to the enteric nervous system using AAV: a comparison across serotypes and capsid mutants. Mol Ther. 23 (3), 488-500 (2015).
  28. Polyak, S., et al. Gene delivery to intestinal epithelial cells in vitro and in vivo with recombinant adeno-associated virus types 1, 2, and 5. Dig Dis Sci. 53 (5), 1261-1270 (2008).
  29. Dudhatra, G. B., et al. A comprehensive review on pharmacotherapeutics of herbal bioenhancers. Scientific World Journal. 2012, 637953(2012).

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