Name: Múltiplas mouse-Imagem por Ressonância Magnética neuroanatômicos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-27T09:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Aprenda a realizar fenotipagem de alto rendimento em camundongos por ressonância magnética. Este método preserva a anatomia cerebral intacta e permite análise tridimensional completa, superando a histologia tradicional em estudos de modelos genéticos de doenças.

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Este trabalho é parte da imagem do rato Centre (ratos) no Hospital for Sick Children e da Universidade de Toronto.

1. Mouse-múltiplos in vivo Brain Imaging: Quando os animais imagens ao vivo, várias características-chave devem estar presentes durante toda a sessão de imagens: 1) um método seguro de anestesia, 2) de controle ambiental e 3) monitoração fisiológica. Além disso, os indivíduos quando imagens múltiplas em simultâneo, não são adicionados complexidades em relação a facilidade ea rapidez da preparação e da reprodutibilidade das posições animal para facilitar o registo de imagem. Conseqüentemente, três grandes componentes personalizados foram projetados e fabricados: a carga do sistema para inserir os ratos em bobinas de RF dentro da ressonância magnética, uma câmara de indução para facilitar a preparação e uma plataforma com monitoramento integrado leva para padronizar posição. O Sistema de carregamento: O sistema de carregamento do rato consiste de duas partes principais: o 'mouse hive' eo 'array de carga ". Função principal da colméia do mouse é posicionar sete bobinas Millipede RF (RMN Varian Systems, Palo Alto, CA) em uma matriz hexagonal dentro do magneto furo. A matriz de carregamento é projetado para manter e transportar vários mouses alojados em 50 tubos de centrífuga mililitro com furos através de suas dicas para permitir a entrada de gás anestésico. Depois de os ratos são anestesiados e interface com o equipamento de monitoramento em uma área de preparação nas proximidades do ímã, eles são inseridos os tubos de centrifugação modificado e montado sobre a matriz de carga. Depois de montar todos os ratos, a matriz de carga é transportada e inserido no ímã e posicionados em um sistema ferroviário. O sistema ferroviário permite que a matriz casal com a colméia do mouse quando pressionado para baixo o furo do ímã. Quando estiver totalmente inserido no ímã, a centrífuga doca tubos para o sistema de entrega de anestésico dentro das bobinas de RF. Isoflurano misturado com o oxigênio é fornecido a partir do final hive do mouse com o modelo através de um tubo ao longo do eixo de cada bobina individual. Esta mistura de gás anestésico fluxos dentro dos tubos, passando a ratos e é recolhido por uma unidade ativa limpeza conectado à parte traseira do conjunto de carga (Figura 1). A Câmara de indução: Desde os tempos de imagem pode demorar até três horas, minimizando o tempo de preparação de animais é fundamental para limitar a exposição dos camundongos à anestesia. Por isso, temos desenvolvido uma câmara de indução personalizado para agilizar o processo de preparação (Figura 2). A câmara de indução personalizado cria um ambiente único para indução e manipulação de vários mouses. Construído a partir de acrílico transparente, as características de indução de câmara fecho rápido portas silicone iris para minimizar as fugas de anestesia e permite ao usuário acessar o ambiente interno sem a necessidade de luvas especiais. Em comparação com máscara convencional e circuitos para um único rato, a câmara de indução é grande o suficiente para abrigar até vinte ratos e permite a manipulação livre dos ratos sem o anexo de tubos pesados ​​e máscaras. A unidade é fornecida com um fluxo constante de gás anestésico, que é coletado através de um sistema passivo de limpeza. Elementos de aquecimento resistivos são usados ​​para aquecer o chão da câmara para manter a temperatura corporal dos animais durante a preparação. O Trenó: Um dos aspectos mais difíceis e demorados de se preparar para os ratos de ressonância magnética são a aplicação de eletrocardiograma (ECG) eletrodos e sondas de temperatura retal. Além disso, muitos dos eletrodos convencionais, como o manguito e eletrodos de agulha, foram encontrados para distorcer a postura do animal, dificultando a padronização de posicionamento. Por isso, planejamos uma plataforma de posicionamento personalizado forma de embutidos equipados com ECG, respiração e sondas de temperatura chamado de "trenó" (Patente dos EUA 7.146.936) (Figura 3). Restrições de movimento feito de fechos de velcro foram usados ​​para limitar o movimento da cabeça. Mouse-em etapas múltiplas de imagem in vivo do cérebro: <ol><li> Todas as pesquisas locais mouse requer ACC (Comitê Animal Care), a aprovação IACUC (Animal Care Institucional e Comitê Use) ou equivalente para os procedimentos de manuseio do mouse. </li><li> Todos os procedimentos, tais como identificação e pesagem dos animais deve ser realizada sob um Gabinete de Segurança Biológica (CSB) e na Unidade de ressonância magnética. Os animais são transferidos para um recipiente de plástico autoclavável e transportados para a câmara de indução de ressonância magnética. </li><li> Os ratos são anestesiados em uma câmara de indução pré-aquecida com 4% de isoflurano e 4 L / min de oxigênio. Os animais são completamente anestesiados, uma vez que não respondem ao pinch pata. Pêlo do peito é removido através de um removedor de pêlos (NAIR) se necessário para proporcionar um melhor contato com ECG e dispositivos de monitoramento de temperatura que foram construídas em um trenó personalizado. Eve salve (Lágrimas Naturale PM) é aplicada para os olhos para evitar a secagem, e aproximadamente 0,3 mL de solução salina é administrada por via subcutânea para manter a hidratação. </li><li> Gd-DTPA-BMA (Omniscan) podeser usado se realce de contraste é desejada. Se Gd-DTPA é para ser usado, ele vai ser diluído em soro fisiológico (volume final 300uL) e administrado em uma dose única de 1 mmol / kg antes da sessão de MR via IP. </li><li> Os ratos são depois carregados em trenós individuais, imobilizados com tiras de cabeça e deslize em open-ended tubo cônico 50mL (Figura 3). Até 7 camundongos vivos podem ser digitalizados em uma hora. Uma vez que todos os animais são carregados com monitoração fisiológica conectado, defina o nível de isoflurano no ímã furo a 2% eo nível de oxigênio a 8 L / min. </li><li> Os tubos cônicos são montados em um sistema de encaixe (Figura 1) projetado para ratos posição uniformemente em cada bobina RF posicionado no centro do magneto furo. Uma vez carregado, o isoflurano pode ser reduzida a 0,9-2%. ECG e temperatura são monitoradas em cada animal durante todo o curso da verificação. Os animais são mantidos aquecidos durante o curso da verificação com o ar aquecido. </li><li> A duração de cada scan tridimensional é de aproximadamente 3 horas. Os detalhes são os seguintes: spin echo rápido com TR de 2300 ms e um TEeff de 36 ms. Echo comprimento do comboio de 8 com uma média. Resolução de imagem resultante é de 125 mM (Figura 4). </li><li> Quando a pesquisa estiver concluída, os animais são removidos do ímã e descarregado em uma câmara de indução morna preenchido com oxigênio a 100%. Os animais são transferidos para um recipiente de plástico selado e transportado em um BSC. Eles são colocados em uma gaiola projecto quente livre e permitiu a recuperação da anestesia. </li></ol> 2. Múltipla do mouse ex Brain Imaging vivo: Afetado por artefatos de movimento, fixa RM atinge resolução maior do que imagens ao vivo. De alta resolução, tridimensional conjuntos de dados oferecem flexibilidade máxima na extração de informações quantitativas e permitir a análise de imagem automática. Uma matriz bobina personalizado RF foi desenvolvido para a aquisição de 16 conjuntos de dados paralela de alta resolução de MR-crânio fixado em cérebros de camundongos durante a noite sessões de digitalização. Os 16 ex-Coil vivo Matriz Brain Imaging: A custom-built conjunto solenóide 16-coil foi criado à imagem de 16 amostras simultaneamente. Este projeto aperfeiçoa um protótipo anteriormente utilizado para a imagem de três amostras simultaneamente em um conjunto de 60 milímetros inserir gradiente. As bobinas de 8 turn-solenóides são mais de feridas nas extremidades para fornecer sensibilidade uniforme dentro de 10% em relação a um comprimento de 26 milímetros e são blindados individualmente dentro de compartimentos modulares (Idziak e Haeberlen, 1982). Os 16 compartimentos da bobina são montados em um frame (Figura 5), ​​que posiciona as bobinas dentro do gradiente e grampos no lugar usando uma bexiga pneumática para minimizar o movimento. Múltipla do mouse ex vivo de imagens do cérebro passos: <ol><li> Cavidade torácica aberta e inserir a agulha (ou Segurança de perfusão Winged, 25G X 3 / 4) para o ventrículo esquerdo do coração de um rato anestesiado (via injeção intraperitoneal de cetamina (150 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg) . Corte a aurícula direita. </li><li> Transcardíaca perfusão nivelado com 30 quartos temporários mL PBS 1 X + 1 mL / mL de heparina (1000 unidades USP / mL) + ProHance mM 2 a uma vazão de aproximadamente 100 mL / hr. </li><li> Passar fixação com 30 mL PFA 4% (temperatura ambiente) + ProHance mM 2 em 100 mL / hr. </li><li> Decapitar e remover a pele, mandíbula, orelhas, ponta do nariz cartilaginoso. </li><li> Coloque estrutura craniana restantes em 4% PFA + ProHance mM 2 overnight a 4 ° C. </li><li> Transferência para 1X PBS + 0,02% de azida de sódio + ProHance mM 2. </li><li> De alta resolução de varredura três dimensões de ressonância magnética em 7 Tesla ocorre entre 4 dias e não superior a 2,5 meses após a perfusão. Cérebros são colocados em uma matriz de bobina de 16 canais solenóide (Figura 5). </li><li> Parâmetros de imagem são os seguintes: spin echo rápido com TR 325 ms e um de 30 ms TEeff comprimento do comboio, echo de 6 com 4 médias. As imagens finais têm uma resolução isotrópica de 32 mM (Figura 6) ea duração da verificação é de aproximadamente 12 horas. </li><li> Após a digitalização, coloque o crânio em formalina a 10% + 2 ProHance mM para a preservação. </li></ol> 3. Resultados representativos: <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. O sistema de carregamento mouse. A "matriz de carga" e "mouse colméia" conectado com um sistema comum de fibra de vidro ferroviário. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. A câmara de indução. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. A) O trenó, mostrando sensores de monitoramento integrado e apoio de cabeça. b) Um rato anestesiado em um trenó com o apoio de cabeça em anexo. O conjunto de trenó desliza facilmente para dentro do tubo de centrífuga. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. in vivo imagens múltiplas do cérebro de um scan 3 horas tridimensional. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. 16 canais série bobina para a digitalização de 16 amostras do cérebro fixo. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Figura 6. Imagem do cérebro Representante ex-vivo.

<ol><li>Bock, N. A., Konyer, N. B., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple-mouse+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple-mouse MRI.</a> Magn. Reson. Med. 49, 158-167 (2003).</li>
<li>Dazai, J., Bock, N. A., Nieman, B. J., Davidson, L. M., Henkelman, R. M., Chen, X. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+mouse+biological+loading+and+monitoring+system+for+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple mouse biological loading and monitoring system for MRI.</a> Magn. Reson. Med. 52, 709-715 (2004).</li>
<li>Spring, S., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexual+dimorphism+revealed+in+the+structure+of+the+mouse+brain+using+three-dimensional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Sexual dimorphism revealed in the structure of the mouse brain using three-dimensional magnetic resonance imaging.</a> NeuroImage. 35, 1424-1433 (2007).</li>
<li>Idziak, S., Haeberlen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+construction+of+a+high+homogeneity+rf+coil+for+solid-state+multiple-pulse+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Design and construction of a high homogeneity rf coil for solid-state multiple-pulse NMR.</a> J. Magn. Reson. 50, 281-288 (1982).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Tanto in vivo e ex vivo do mouse imaging assuntos imagem múltiplos sistemas de uma só vez para aumentar o rendimento de estudos de imagem consideravelmente, sem aumentar o tempo de imagem. As imagens do cérebro de ambos os in vivo e ex vivo várias técnicas mouse-imagem são de alta qualidade e são adequados para fenotipagem estruturas maiores e menores no cérebro do rato, respectivamente. Para minimizar o tempo de preparação de espécimes animais múltiplas, a paralelização de processos é de extrema importância. Por exemplo, o desenvolvimento da câmara de indução permitiu a indução de amostras simultaneamente, o trenó e sincronizou a aplicação do ECG e sondas de temperatura ao padronizar o posicionamento do corpo. Além disso, nosso sistema de imagem ex vivo permite-nos adquirir alta resolução imagens tridimensionais, de 16 de fixos cérebro todo de uma só vez o que é ideal para estudos de fenotipagem de alto rendimento. Possíveis limitações do nosso sistema de imagem in vivo incluem a incapacidade de controlar individualmente anestésico e temperatura para cada rato. Se necessário o controle anestésico individuais podem ser implementadas com a adição de vaporizadores anestésicos exclusivo para cada rato. Outra limitação do sistema de imagem in vivo é que a digitalização é restrita a camundongos que são menos do que aproximadamente 32 gramas. No entanto, há um plano atualmente para aumentar o tamanho da bobina para acomodar animais maiores.

<table><tbody><tr><td>Isóflurano, USP (AErrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>CA2L9108</td><td></td></tr><tr><td>NAIR</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lágrimas Naturale P.M.</td><td>Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td>Omniscan (injeção de gadodiamida USP)</td><td>GE Healthcare</td><td>J-110A</td><td></td></tr><tr><td>Plataformas personalizadas</td><td>Dazai Research Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS sem Ca e Mg</td><td>Wisent Inc.</td><td>311-010-CL</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 10000USP/10ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>ProHance (injeção de gadoteridol USP)</td><td>Bracco Diagnostics</td><td>11181</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeído (pó)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6148-500g</td><td></td></tr><tr><td>Azida de sódio</td><td>Fisher Scientific</td><td>S227-100</td><td></td></tr><tr><td>Formalina 10%</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td></td></tr></tbody></table>

múltiplas mouse-imagem por ressonância magnética neuroanatômicos

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

O campo de fenotipagem do mouse com a ressonância magnética (MRI) está crescendo rapidamente, motivado pela necessidade de melhores ferramentas para a caracterização e avaliação de modelos do rato da doença humana. MRI é uma modalidade excelente para investigar animais geneticamente alterados. Ele é capaz de cobertura do cérebro inteiro, pode ser usado in vivo, e fornece mecanismos múltiplos contraste para investigar diferentes aspectos da neuranatomy e fisiologia. O advento de scanners de alto campo, juntamente com a capacidade de digitalizar vários mouses ao mesmo tempo permite a fenotipagem rápida de novas mutações. Estudos com ratos eficaz MRI requerem atenção a muitos aspectos do delineamento experimental. Neste artigo, vamos descrever métodos gerais para adquirir imagens de qualidade para fenotipagem do mouse usando um sistema que as imagens camundongos simultaneamente em freqüência de rádio blindados de transmissão / recepção (RF) bobinas em um ímã comum (Bock et al., 2003). Nós nos concentramos principalmente na fenotipagem anatômicas, uma aplicação importante e acessível, que mostrou um alto potencial de impacto em muitos modelos de ratos no nosso centro de imagem. Antes de podermos fornecer os passos detalhados para adquirir tais imagens, existem importantes considerações práticas para ambos in vivo de imagem cerebral (Dazai et al., 2004) e ex vivo de imagem cerebral (Spring et al., 2007) que devem ser observados. Estes são discutidos abaixo.

A ressonância magnética (RM) tornou-se uma ferramenta cada vez mais popular para examinar o fenótipo de camundongos geneticamente modificados. Este artigo ilustra os métodos necessários para alcançar alto rendimento fenotipagem de ratos geneticamente alterados usando vários mouse MRI.

Múltiplas mouse-Imagem por Ressonância Magnética neuroanatômicos

O campo da fenotipagem de camundongos com ressonância magnética (RM) está crescendo rapidamente, motivado pela necessidade de ferramentas aprimoradas para a caracterização e...

O objetivo geral deste procedimento é realizar fenotipagem de alto rendimento com camundongos vivos ou fixados, utilizando ressonância magnética múltipla do cérebro de camundongos. Isso é realizado primeiramente anestesiando cada camundongo. Em seguida, para a aquisição in vivo, coloque cada camundongo em um suporte de tamanho apropriado antes de montá-lo em uma matriz de carregamento e posicioná-lo no interior do orifício do ímã.Ou, para imagem ex vivo, realize uma perfusão transcardíaca, isole a estrutura do crânio e coloque-a em tubos de imagem, os quais são então posicionados em uma matriz de bobina solenoide de 16 canais posicionada no interior do orifício do ímã. Em última análise, podem ser obtidos volumes tridimensionais de imagens por ressonância magnética que mostram imagens cerebrais de alta qualidade, adequadas para fenotipagem, incluindo estruturas maiores e menores no cérebro do camundongo. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como a histologia, é que ela preserva a anatomia macroscópica dos espécimes ainda dentro de seus crânios e permite cobertura completa do cérebro e análise tridimensional.Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais nas áreas biomédicas, como a relação entre genes e distinções anatômicas que representam fenótipos no modelo murino de doenças. Geralmente, indivíduos novos nesta técnica encontrarão desafiadora a elaboração de sistemas personalizados de posicionamento de camundongos e de matrizes de bobinas de radiofrequência necessárias para a aquisição de imagens cerebrais de alto rendimento. O mais desafiador: antes de iniciar este protocolo, obtenha aprovação para todos os procedimentos de manipulação em massa junto ao comitê institucional de cuidados com animais, comitê institucional para o uso e cuidado de animais ou órgão equivalente, além de realizar primeiros procedimentos como identificação e pesagem.Os registros dos animais devem ser realizados dentro de uma câmara de segurança biológica. Em seguida, transfira os animais para um recipiente plástico autoclavável para transporte até a câmara de indução de ressonância magnética. Anestesie os animais a serem escaneados na câmara de indução pré-aquecida utilizando 4% de ISO fluoreto e quatro litros por minuto de oxigênio.Os animais estão totalmente anestesiados quando deixam de responder ao aperto na pata. O pêlo do tórax pode ser removido usando um depilador, como o nare, se necessário, para proporcionar melhor contato com os dispositivos de ECG e monitoramento de temperatura integrados à plataforma personalizada. Além disso, aplique ISV, como lágrimas artificiais PMM, nos olhos para prevenir ressecamento e administre aproximadamente 0,3 mililitros de soro fisiológico por injeção subcutânea.Para hidratar os animais. Agora, coloque os camundongos em trenós individuais com sondas embutidas de ECG, respiração e temperatura. Tenha cuidado para posicionar as apêndices dianteiras e traseiras nas depressões encontradas nos trenós.Quando for necessário monitoramento ECG, certifique-se de que as regiões livres de pelos na parte inferior do camundongo estejam alinhadas com as sondas de ECG, imobilize cada animal com uma tira craniana e uma tira nasal e, em seguida, deslize cada suporte em um tubo cônico de 50 mililitros aberto nas extremidades. Até sete camundongos vivos podem ser preparados para varredura em uma única sessão de imagem. Em seguida, fixe os tubos cônicos no arranjo de carregamento.Certifique-se de conectar todas as linhas de monitoramento fisiológico assim que todos os animais forem posicionados. Ajuste o nível de isoflurano no interior do ímã para 2% e o nível de oxigênio para oito litros por minuto. Agora transporte o conjunto de posicionamento até o ímã e coloque-o no sistema de trilhos.Utilize o sistema de trilhos para acoplar o conjunto de carregamento com a colmeia de camundongos, que foi projetada para posicionar os camundongos uniformemente em cada bobina de radiofrequência posicionada no centro do orifício do ímã. Quando inserido completamente no ímã, os tubos de centrífuga se acoplam ao sistema de fornecimento de anestésico dentro das bobinas de RF, conforme mostrado aqui; o flúor ISOF misturado com oxigênio é fornecido pela colmeia de camundongos ao espécime através de um tubo ao longo do eixo de cada bobina individual. Essa mistura de gás anestésico flui para dentro dos tubos, passando pelos camundongos, e é coletada por uma unidade de aspiração ativa conectada à parte traseira do conjunto de carregamento.Com base nas leituras fisiológicas dos animais, como respiração e temperatura, os níveis de isof devem ser ajustados entre 0,9 e 2%. Agora, realize a varredura dos animais utilizando uma sequência de eco rápido por bin. A duração de cada varredura tridimensional é de aproximadamente três horas, com uma resolução de imagem resultante de 125 micrômetros. Certifique-se de monitorar as leituras de ECG, respiração e temperatura de cada animal durante todo o procedimento de varredura.Os animais também devem ser mantidos aquecidos durante a sessão de varredura com um fluxo de ar aquecido. Quando a varredura estiver concluída, remova o conjunto de carregamento do ímã e coloque-o em uma câmara de indução aquecida contendo 100% de oxigênio. Descarregue os animais dos tubos e transfira-os para recipientes plásticos herméticos para transporte até uma câmara de segurança biológica.Por fim, coloque os animais em uma gaiola aquecida e livre de correntes de ar e permita que se recuperem da anestesia para a imagem ex vivo dos animais. Primeiro, anestesie completamente os animais por meio de injeção intraperitoneal de uma combinação de cetamina e xilazina. Antes de iniciar a perfusão, avalie o plano cirúrgico da anestesia por meio da compressão do dedo do pé ou da pata.Abra a cavidade torácica e insira uma agulha ou um conjunto de infusão com segurança no ventrículo esquerdo do coração. Em seguida, corte o átrio direito para iniciar a perfusão transcardíaca. Primeiro, realize uma lavagem com 30 mililitros de solução salina tamponada com fosfato 1x à temperatura ambiente, misturada com uma microlitro por mililitro de heparina e dois milimolares de pro hands, utilizando uma taxa de fluxo de aproximadamente 100 mililitros por hora.Isso deve levar cerca de 20 minutos. Em seguida, realize uma passagem de fixação com 30 mililitros de paraformaldeído a 4% em temperatura ambiente, misturado com dois milimolares de pro hands, a uma velocidade de 100 mililitros por hora. Agora, decapite o animal e remova a pele, a mandíbula inferior, as orelhas e a ponta cartilaginosa do nariz.Em seguida, coloque a estrutura craniana remanescente em paraformaldeído 4% misturado com dois milimolares de pro hands e deixe durante a noite a quatro graus Celsius. No dia seguinte, transfira o espécime para uma solução de tampão salino fosfato 1x misturado com 0,02% de azida de sódio e dois milimolares de pro hands para conservação. A aquisição de imagens tridimensionais de alta resolução por ressonância magnética em sete Tesla deve ocorrer pelo menos quatro dias, mas não mais do que dois meses e meio após a fixação.Após a perfusão, coloque os cérebros a serem imageados em uma matriz de bobina solenoide de 16 canais e posicione-a no escâner. Em seguida, realize a aquisição das amostras utilizando uma sequência de eco de spin rápido.A duração deste exame é de aproximadamente 12 horas, e as imagens finais terão uma resolução isotrópica de 32 micrômetros. Após a conclusão do exame, remova os espécimes da bobina de imagem e coloque cada crânio em uma solução de formalina 10% com pro hands a dois milimolares para preservação representativa in vivo. Múltiplas imagens cerebrais de camundongo obtidas a partir de um exame de três horas são mostradas aqui.Esta figura mostra três eixos de visualização para cada um dos sete camundongos escaneados. Exibido. Aqui temos uma imagem representativa de cérebro ex vivo com resolução isotrópica de 32 mícrons. E aqui podemos ver uma renderização 3D de um volume de imagem ex vivo após dominado.Essa técnica in vivo pode ser realizada em três a quatro horas se for executada corretamente. Essa técnica pode ser utilizada por pesquisadores em diversas áreas biomédicas para investigar doenças como lúpus, Huntington e doença de Alzheimer no modelo de camundongo. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como obter imagens cerebrais de alta qualidade por meio de ressonância magnética, tanto em espécimes vivos quanto fixados.Obrigado por assistir.

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