Name: Não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com Análise de Pulmões e Drenagem Linfática Nodes Lung por citometria de fluxo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-02T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Aprenda a instilação endotraqueal não-cirúrgica em camundongos para análise de células imunes pulmonares e linfonodos drenantes por citometria de fluxo. Este método permite entrega direcionada de materiais de teste aos pulmões.

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1. Antes do processo, preparar e recolher os itens a seguir <ol><li> Por favor, consulte a imagem da Figura 1a) e 1b) para a construção de uma plataforma de madeira para conter o mouse durante o procedimento. </li><li> Mix digestão para os gânglios linfáticos - HBSS + 1.25mg/ml colagenase TypeIV ou 2,5 mg / ml de colagenase D </li><li> Mix digestão para os pulmões - HBSS + 1 colagenase mg / ml </li><li> Diluir esferas de látex (1:20) em PBS para injeção intraperitoneal para visualizar a LDLNs </li></ol> Nota: LDLNs são pequenas e difíceis de encontrar. Para saber como encontrá-los, injetar 200μl das 01:20 diluída vermelho esferas de látex fluorescentes ip para o mouse. O peritônio é drenada para essas LDLNs 8. 24 hpi, expor a cavidade torácica do mouse, como descrito acima. O LDLNs aparecerá rosa das contas que drenada da cavidade peritoneal. <ol start="5"><li> Glóbulos vermelhos (RBC) Tampão de Lise - 0,15 M NH 4 Cl, 10mM KHCO 3, 0,1 mM Na 2 EDTA em 1L dH 2 0. Ajustar o pH a 7,2-7,4 e armazenar em temperatura ambiente. </li><li> Coador de células 70μm ou 100μm </li><li> Solução estoque de EDTA 0,5 M, pH = 8,0 </li><li> HBSS sem CaCl 2 e MgCl 2 </li><li> Tesouras e pinças de ponta e </li><li> Laringoscópio </li><li> Agulha de gavage dobrado (calibre 22) em um ângulo (Figura 2) </li><li> Isopor placa e pinos para espalhar o rato </li><li> Equilíbrio pan topo </li><li> Solução de anilina azul - 10mg/ml em H 2 O </li></ol> Nota: Nós estaremos usando esta solução para a demonstração de que a técnica de injecção. 2. Preparação e administração de anestésico do mouse <ol><li> Prepare uma mistura de xilazina e quetamina em PBS estéril, para que as concentrações finais são 2mg/ml e 10mg/ml respectivamente. </li><li> Pesar o mouse em uma balança de prato superior. </li><li> Calcular a dose necessária para cada rato. Dose de Xilazina (2-4 mg / kg) e ketamina (70-80 mg / kg) de peso corporal usando volume apropriado da mistura preparada e injetar intaperitoneally. Cada cepa do mouse pode exigir otimização de anestésico. Camundongos que receberam muito anestésico pode ter uma taxa de respiração reduzida que poderia ser fatal depois de inóculo é instilada nos pulmões. </li><li> Depois de 3-5 minutos, observe o mouse para os efeitos do anestésico. Verifique os seguintes sinais para confirmar que o mouse é totalmente anestesiado: <ol><li> A taxa de respiração deve desacelerar. </li><li> O rato não deve esticar seu braço quando pegou pelo pescoço. </li><li> Não deve haver qualquer resposta quando a membros posteriores são estimulados. Se estes critérios não forem atendidos, espere alguns minutos e verifique novamente antes de prosseguir para a próxima etapa. </li></ol></li></ol> 3. Injeção intratraqueal <ol><li> Preparar o inóculo em salina 50μl. Encher uma seringa de 1ml com uma agulha estéril dobrada gavage com o inóculo. A seringa deve ser carregado com uma bolsa de ar 100μl por trás do inóculo para garantir que todo o líquido é instilado no pulmão. </li><li> Posicione o mouse sobre a plataforma de madeira em ângulo pendurado pelas incisivos no fio e gentilmente contê-lo no lugar com um pedaço de fita. </li><li> Ligue o laringoscópio com a mão esquerda (se você for destro) e pegar um par de fórceps blunt terminou. Use a ponta do laringoscópio e as pinças para gentilmente forçar a abertura da boca. </li><li> Com a pinça, puxar a língua para fora e segure-o para o lado. Guia da lâmina do laringoscópio para a parte traseira da boca. Mantenha o laringoscópio pressionado muito suavemente em um ângulo de 90 ° até ver a abertura da traquéia. Segure o laringoscópio no lugar. Cuidados devem ser tomados quando puxar a língua da boca e isso deve ser feito com cuidado para não danifica o tecido ocorre. </li><li> Com a outra mão, pegue a seringa de 1ml contendo o inóculo, equipado com a agulha torta gavage com as mãos direita e inserir a agulha para dentro da traquéia até a curva da agulha é por os incisivos da frente. Empurre o êmbolo uniformemente para entregar o inóculo. O inóculo não deve bolha. Retire a agulha da traquéia, logo que possível. Camundongos vai sufocar e morrer se a traquéia é bloqueada por muito tempo. Segure o mouse na vertical por alguns segundos para permitir inóculo para ser inalado para os pulmões. </li><li> Leve o mouse para fora da plataforma e colocá-lo perto de uma lâmpada de aquecimento. Não deixe os ratos sob o calor direta por longos períodos de tempo. O mouse deve ser totalmente desperto dentro de 30 min após o procedimento (tempo de recuperação pode variar de acordo com cepas). Camundongos devem ser observados com diligência durante este tempo e não devem ser autorizados a ficar muito quente ou muito frio, isso também poderia colocar os ratos em angústia respiratória levando à morte. </li></ol> 4. Colheita e processamento de pulmão linfonodos drenantes e pulmões para a citometria de fluxo<ol><li> Sacrifício camundongos usando o método desejado de acordo com as diretrizes da eutanásia AVMA. Isso pode variar, dependendo dos resultados da colheita individual. Administração de um letal de pentobarbital sódico não é um exemplo de um procedimento de eutanásia apropriado. Não temos visto efeitos negativos pulmonar de eutanásia por CO 2. </li><li> Pin dos braços e pernas em uma placa de dissecção. Faça uma incisão ao longo do meio do lado ventral com uma tesoura. Puxe a pele e expor os músculos da parede torácica. </li><li> Fazer incisões através dos músculos da parede torácica para expor os órgãos abdominais. </li><li> Segure a ponta do esterno com a pinça e punção do diafragma. Corte o diafragma ao longo dos lados da caixa torácica. </li><li> Com a tesoura paralela à superfície da placa de dissecação, corte através da cavidade torácica ao longo da linha dorso-ventral em ambos os lados. </li><li> Levante ligeiramente a caixa torácica para cima. No lado direito do coração, logo abaixo do timo, olhar para dois linfonodos. Um nó de linfa ligeiramente maior terceiro está localizado por baixo um pequeno vaso sanguíneo arterial que corre perpendicular à traquéia. Colheita gânglios linfáticos em 1 ml de linfa mix digestão nó. </li><li> Após a colheita os gânglios linfáticos, segure o coração com uma pinça e pegar os pulmões com o outro. Pulmões colheita em 3 ml de PBS gelado em uma placa de 6 poços. </li><li> Separam os lobos dos pulmões, aspirado PBS e pique os lobos em pedaços pequenos usando uma pinça e tesouras. Adicionar 3 ml da mistura de digestão para os pulmões. Mantenha a placa de 6 poços em gelo durante esta etapa. </li><li> Incubar os linfonodos por 25-30 min e pulmões por 30 min a 37 ° C. Adicionar EDTA para uma concentração final de 10mM de cada uma das misturas digestão para parar a reação e colocar no gelo. </li><li> Usando uma seringa de 3ml, passar pedaços de pulmões através de uma agulha 18GA 3 vezes. Mash as peças dos pulmões e os linfonodos através de filtros de 70 100μm célula usando o back-end de um êmbolo da seringa de 1ml. Lavar os filtros de células com 10 ml de HBSS sem Ca 2 + e Mg 2 +. Centrifugar a 500 xg por 5 min. </li><li> Ressuspender o sedimento em 5 ml de tampão de lise RBC e incubar por 3 min à temperatura ambiente. Adicionar 10 ml de HBSS sem Ca 2 + e Mg 2 + para saciar a lise. Centrifugar a 500 xg por 5 min. Abrir o pulmão e suspensões de células LDLN único para 10ml e 5ml respectivamente. Contagem de células vivas usando um hemocitômetro por exclusão de tripan azul. Células estão agora prontos para mancha de citometria de fluxo. Um lobo do pulmão pode ser suficiente para citometria de fluxo. Outros lobos pode ser usado para outras questões experimentais na mesmo mouse, como homogenatos de citocinas ou tecido para exame histológico. </li></ol> 5. Resultados representativos: PMA e macrófagos alveolares nos pulmões adquirir antígeno dos espaços alveolares dos pulmões imediatamente a seguir que a injeção. A Figura 3 mostra percentuais de CD11c + (expressa em países menos desenvolvidos e nos macrófagos alveolares), as células que são positivas para os esporos de Bacillus anthracis fluorescente etiquetado, pós 30 min que a injeção. Neste momento, ~ 15,9% de CD45 + CD11c + células em suspensão de células de pulmão único abrigou esporos de Bacillus anthracis (Figura 3, painéis inferiores). Para uma melhor caracterização de células CD11c + nos pulmões, referem-se a Kim e Braciale 4. Fluorescente etiquetado contas são rotineiramente usados ​​para avaliar o tráfico de antígenos particulados para LDLNs 9. Para avaliar este transporte dos pulmões para LDLNs, miçangas fluorescentes de látex foram injetados com LPS e LDLNs foram analisados ​​em 24 hpi. Cerca de 4% de células CD11c oi na LDLNs abrigou partículas fluorescentes em 24hpi (Figura 4). Estas experiências mostram representante que este protocolo pode ser eficientemente usado para rastrear células que adquirir antígenos particulados inalado nos pulmões e, posteriormente, o tráfego los para o LDLNs. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Plataforma de madeira para imobilizar ratos durante a mesma injeção. Um bloco de madeira foi cortada em um ângulo e barras de metal foram instalados, front view figura 1a) e laterais figura 1b vista). Um pequeno pedaço de fio foi enrolado ao redor da barra de metal para ancorar os incisivos frente do mouse. Um pedaço de fita foi anexada à plataforma para amarrar ao redor do mouse para mantê-lo no lugar durante o procedimento. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Gavagem agulha de injeção para ele. Uma agulha gavage (direita) foi dobrada em um ângulo de aproximadamente 135 ° (esquerda) para que a injeção. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Porcentagem de todas as células CD11c + nos pulmões que porto se expressando GFP injetado Bacillus anthracis (Sterne-p6GFP), o desafio pós 5hrs. Camundongos foram AJ desafio com 1x10 8 esporos GFP Bacillus anthracis, e os pulmões foram analisados ​​em 5 horas após a infecção. Os gráficos de pontos mostram porcentagem de CD11c + células do pulmão que são positivos para o Bacillus anthracis. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Detecção de partículas fluorescentes (amarelo / verde) no pulmão linfonodos drenantes 24 horas após a i. Injeção t. AJ ratos receberam ou PBS (painel esquerdo) ou 5x10 9 Fluoresbrite Microesferas YG (0.5μm) com 10μg de LPS (painel direito) que foram analisados ​​e LDLNs 24hpi. Parcelas representativas dot mostram porcentagem de células CD11c oi na LDLNs que contas porto fluorescentes conspiraram contra um canal vazio.

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<li>Broeck, W. V. anden, Derore, A., Simoens, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+and+nomenclature+of+murine+lymph+nodes%3A+Descriptive+study+and+nomenclatory+standardization+in+BALB%2FcAnNCrl+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">Anatomy and nomenclature of murine lymph nodes: Descriptive study and nomenclatory standardization in BALB/cAnNCrl mice.</a> J Immunol Methods. 312, 12-12 (2006).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Nós utilizamos esse protocolo para estudo do tráfico de esporos de Bacillus anthracis dos pulmões para o LDLNs. Para aplicações semelhantes, o número de partículas entregues para os pulmões devem ser cuidadosamente escolhidos para que o material injetado pode ser detectado no LDLNs por citometria de fluxo. Temos também utilizado com sucesso este método para a transferência adotiva de células e rotulagem das populações específicas de células do pulmão através de anticorpos fluorescente etiquetado. Além disso, es...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentários (opcional) </th></tr><tr><td> Stariner celular 70μm </td><td> BD </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Anilina Azul </td><td> Pescador </td><td> A967-25 </td><td></td></tr><tr><td> Agulha de Alimentação Animal </td><td> Popper and Sons Inc </td><td> 7920 </td><td></td></tr><tr><td> Colagenase </td><td> Sigma </td><td> C2139 </td><td></td></tr><tr><td> Colagenase TypeIV </td><td> Worthington </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Colagenase D </td><td> Roche </td><td> 11088974103 </td><td></td></tr><tr><td> DPBS </td><td> Invitrogen </td><td> 14190 </td><td></td></tr><tr><td> Fluoresbrite Microesferas YG (0.5μm) </td><td> Polysciences, Inc </td><td> 17152 </td><td></td></tr><tr><td> HBSS sem cloreto de cálcio e cloreto de magnésio </td><td> Invitrogen </td><td> 14170 </td><td></td></tr><tr><td> Ketamina HCl (100mg/ml) </td><td> Hospira Inc </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lâmina de laringoscópio </td><td> PennCentury, Inc </td><td> Para o modelo LS-1 </td><td> Referem-se a <a href="http://www.penncentury.com">www.penncentury.com</a> </td></tr><tr><td> Laringoscópio de Fibra Óptica leve </td><td> WelchAllyn </td><td> 80814 </td><td></td></tr><tr><td> Red Beads Fluorescente (0.5μm) </td><td> Invitrogen </td><td> F8812 </td><td> Para injeção ip </td></tr><tr><td> Xilazina (100mg/ml) </td><td> Lloyd Laboratories </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com análise de pulmões e drenagem linfática nodes lung por citometria de fluxo

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Células fagocíticas, tais como macrófagos alveolares e células dendríticas pulmonares (PMD) continuamente amostra antígenos dos espaços alveolares nos pulmões. PMD, em particular, são conhecidos a migrar para o pulmão linfonodos de drenagem (LDLNs) onde apresentam antígenos inalados para células T iniciar uma resposta imune apropriada para uma variedade de imunógenos 1,2. Para modelar interações entre os pulmões e antígenos no ar em camundongos, os antígenos podem ser administradas por via intranasal 1,3,4, intratraqueal 5 ou 6 como aerossóis. Entrega por cada rota envolve distintas habilidades técnicas e limitações que precisam ser considerados antes de projetar um experimento. Por exemplo, a exposição intranasal e aerossol oferece antígenos para ambos os pulmões e do trato respiratório superior. Daí antígenos pode acessar o tecido linfóide associado nasal (NALT) 7, potencialmente complica a interpretação dos resultados. Além disso, engolir espirros, ea taxa de respiração do mouse também pode levar a inconsistências nas doses administradas. Embora o envolvimento do trato respiratório superior pode ser preferível para alguns estudos, pode complicar experimentos com foco em eventos especificamente iniciada nos pulmões. Neste cenário, a rota (it) intratraqueal é preferível, uma vez que fornece materiais de teste diretamente para os pulmões e ignora o NALT. Muitos protocolos que envolvem injeção de intubação ou cego da traquéia através da cavidade oral ou exposição cirúrgica da traquéia para acessar os pulmões. Relata-se um simples, consistente, o método não-cirúrgico para que a instilação. A abertura da traquéia é visualizado através de um laringoscópio e uma agulha torta sonda é inserido diretamente na traquéia para entregar o inóculo. Descrevemos também os procedimentos de colheita e processamento de LDLNs e pulmões para a análise do tráfico de antígeno por citometria de fluxo.

Nós ilustramos não-cirúrgico de entrega de materiais de teste para os pulmões de ratos anestesiados através da traquéia. Este método permite a exposição de pulmão a patógenos virais e bacterianas, citocinas, anticorpos, miçangas, químicos ou corantes. Iremos descrever colheita e processamento dos pulmões e dos gânglios linfáticos de drenagem de pulmão (LDLNs) para citometria de fluxo.

Não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com Análise de Pulmões e Drenagem Linfática Nodes Lung por citometria de fluxo

Células fagocíticas, tais como macrófagos alveolares e células dendríticas pulmonares (CDPs), amostram continuamente antígenos dos espaços alveolares nos pulmões. As CDPs, ...

O objetivo geral deste procedimento é introduzir de forma não cirúrgica material de teste nos pulmões de camundongos utilizando uma cânula de gavagem e, posteriormente, analisar os pulmões e os linfonodos drenantes dos pulmões. Isso é realizado primeiramente inserindo um laringoscópio iluminado e uma cânula de gavagem curvada na traqueia de um camundongo anestesiado. O material de teste é então instilado nos pulmões do animal por meio do laringoscópio e da cânula de gavagem.Em seguida, os pulmões e os linfonodos drenantes são extraídos. Por fim, os pulmões e linfonodos são processados em suspensões de células únicas. Em última instância, este método facilita a análise por citometria de fluxo da associação do material testado com células imunes pulmonares e do tráfego dessas células para os linfonodos drenantes dos pulmões.A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como exposições intranasais e aerossóis, é que ela permite a administração direcionada do material testado aos pulmões, contornando o tecido linfóide associado ao nariz. Além disso, é simples de realizar em comparação com métodos cirúrgicos de instilação traqueal. O procedimento será demonstrado por Elizabeth Enti, pós-doutoranda no laboratório de Richie, e Manji, estudante de pós-graduação no laboratório de lens.Após anestesiar o camundongo, prepare o inóculo em 50 microlitros de solução salina. Encha uma seringa de um mililitro equipada com uma agulha estéril curva para gavagem com o inóculo. Carregue a seringa com um bolsão de ar de 100 microlitros atrás do inóculo para garantir que todo o fluido seja administrado nos pulmões.Coloque o camundongo sobre a plataforma de madeira inclinada, pendurado pelos incisivos no fio, e segure-o suavemente no lugar com um pedaço de fita. Em seguida, ligue o laringoscópio com uma das mãos e use a outra mão para pegar um par de pinças rombas. Use a ponta do laringoscópio e as pinças para abrir suavemente a boca com as pinças.Puxe a língua para fora e segure-a para o lado. Direcione a lâmina do laringoscópio para a parte posterior da boca. Mantenha o laringoscópio levemente pressionado para baixo em um ângulo de 90 graus até que a abertura da traqueia possa ser visualizada.Enquanto segura o laringoscópio no lugar com uma das mãos, pegue a seringa de um mililitro equipada com a agulha de gavagem curvada contendo o inóculo com a outra mão. Insira a agulha na traqueia até que a curvatura da agulha fique próxima aos incisivos anteriores. Empurre o êmbolo de forma uniforme para administrar o inóculo sem formar bolhas.Retire a agulha da traqueia o mais rápido possível. Mantenha o camundongo na posição ereta por alguns segundos para permitir que o inóculo seja inalado pelos pulmões. Coloque o camundongo próximo a uma lâmpada de aquecimento e permita que ele acorde.Após a eutanásia, fixe os membros do camundongo em uma tábua de dissecação. Faça uma incisão ao longo da linha média do lado ventral com uma tesoura. Puxe suavemente a pele e exponha o peritônio.Realize incisões no peritônio para expor os órgãos abdominais. Segure a ponta do esterno com a pinça e perfure o diafragma com a tesoura. Corte o diafragma ao longo dos lados da caixa torácica com a tesoura paralelamente à superfície da mesa de dissecação.Corte a cavidade torácica ao longo da linha dorsoventral em ambos os lados levemente. Levante a caixa torácica no lado direito do coração. Logo abaixo do timo, procure por dois linfonodos.Um terceiro linfonodo ligeiramente maior está localizado sob um pequeno vaso sanguíneo arterial que corre perpendicularmente à traqueia. Colete os linfonodos em um mililitro de solução de digestão de linfonodo, misture e coloque no gelo. Após a coleta dos linfonodos, colete os pulmões em uma placa de seis poços.Mantendo a placa de seis poços sobre gelo, aspire o PBS e pique os lobos em pequenos pedaços usando pinça e tesoura. Segure cada linfonodo com uma agulha de calibre 26 e desagregue-o com uma segunda agulha de calibre 26. Para garantir a liberação de todas as células, adicione três mililitros da mistura de digestão para os pulmões e um mililitro para os linfonodos.Após incubar os linfonodos por 25 a 30 minutos e os pulmões por 30 minutos a 37 graus Celsius, adicione EDTA até uma concentração final de 10 milimolar a cada uma das misturas de digestão para interromper a reação e, em seguida, coloque-as no gelo. Usando uma seringa de três mililitros, passe os fragmentos dos pulmões através de uma agulha de calibre 18. Triture três vezes os fragmentos dos pulmões e dos linfonodos através de peneiras celulares de 70 a 100 mícrons.Usando a extremidade traseira do êmbolo de uma seringa de um mililitro, lave os filtros celulares com 10 mililitros de HBSS sem cálcio e magnésio. Centrifugue as amostras celulares a 500 × g durante cinco minutos a quatro graus Celsius. Resuspenda os pellets em cinco mililitros de tampão de lise de glóbulos vermelhos e incube por três minutos.À temperatura ambiente, adicione 10 mililitros de HBSS sem cálcio e magnésio para interromper a lise e centrifugue as amostras a 500 × g durante cinco minutos. Reconstitua a suspensão de células únicas do pulmão e dos linfonodos drenantes do pulmão em 10 mililitros e 5 mililitros, respectivamente. Utilize a exclusão com azul de tripano em um hemocitômetro para contar as células.Nessas duas figuras, camundongos AJ foram desafiados com uma vez 10 à oitava potência de esporos de basillas rassis, e os pulmões foram analisados por citometria de fluxo aos 30 minutos pós-infecção. Esses gráficos de dispersão mostram a estratégia de seleção de eventos. Esses painéis mostram a porcentagem de células pulmonares positivas para CD45 e positivas para CD11C que são positivas para esporos de Bacillus anthracis.Nesta figura, camundongos AJ foram injetados por via intratraqueal e, em seguida, seus linfonodos drenantes pulmonares foram analisados. Gráficos de dispersão representativos mostram a porcentagem de células CD11C altas nos linfonodos drenantes pulmonares que abrigam microesferas fluorescentes, plotadas contra um canal vazio. O painel esquerdo mostra os resultados de camundongos que receberam injeção de PBS, e o painel direito mostra os resultados de camundongos que receberam injeção de cinco vezes 10 à nona floras, microesferas verde-amarelo brilhantes com 10 microgramas de LPS.Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área, como quais eventos são especificamente iniciados nos pulmões e como os antígenos inalados são transportados dos pulmões até os linfonodos drenantes.

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Research

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Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

A utilização de um modelo que simula a condição de doenças pulmonares em humanos é fundamental para o estudo da fisiopatologia e / ou etiologia de uma doença em particular e para o desenvolvimento da intervenção terapêutica. Aqui um método de intubação orotraqueal não invasivo que pode entregar diretamente materiais exógenos aos pulmões do rato é apresentado.

Não invasiva Intratraqueal intubação para estudar a Patologia e Fisiologia do Rato Lung

A resposta imune do hospedeiro à infecção do agente patogénico é um processo fortemente regulado. Utilizando um modelo de exposição do pulmão lipopolissacarídeo em ratos, é possível realizar avaliações de alta resolução dos complexos mecanismos associados à patogênese da doença.

A utilização de orofaringe Intratraqueal Administração PAMP e Lavagem Broncoalveolar para avaliar a resposta imune do hospedeiro em camundongos

A instilação intratraqueal mediada por intubação (IMIT) de reagentes é um método excelente e não invasivo para estudar doenças respiratórias, bem como um método para instilar reagentes terapêuticos diretamente no pulmão. É um método rápido e altamente reprodutível, adequado para testes pré-clínicos.

Intratraqueal (IMIT) instilação mediada por intubação: A não-invasiva, sistema de entrega Lung-specific

O objetivo deste artigo é descrever métodos simples que vai ajudar muito na configuração e análise dos pulmões do rato com câncer de pulmão ou outras patologias. Nós apresentamos 3 protocolos simples e confiável para realizar injeções de pulmão, fixação e medidas de volume pulmonar.

Instilação e fixação métodos úteis no mouse Lung Cancer Research

Este artigo apresenta um método rápido e simples para a administração de bleomicina diretamente na traquéia do mouse através de intubação. As principais vantagens deste método é que ele é altamente reprodutível, fácil de dominar, e não requer equipamento especializado ou tempos de recuperação longos.

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

Descreve-se um método para a geração de corte de precisão pulmonar fatias (PCLS) e imunocoloração-los para visualizar a localização de vários tipos de células imunitárias no pulmão. Nosso protocolo pode ser estendido para visualizar a localização e função de muitos tipos diferentes de células sob uma variedade de condições.

Rato pulmão Slices para Visualize células vivas pulmonar dendríticas precisão de corte

Aqui descrevemos um modelo de transplante ortotópico syngeneic minimamente invasiva de células de adenocarcinoma do pulmão como um modelo de redução de custos e tempo para estudar o câncer de pulmão não-pequenas células.

Ortotópico transplante de células de Adenocarcinoma de pulmão Syngeneic para estudar a expressão de PD-L1

A administração intratraqueal (TI) de agentes experimentais em camundongos geralmente resulta em parto assimétrico para os pulmões distais.  Neste relatório, nós descrevemos uma aproximação intrabronchial direta (IB) para canular cada pulmão em ratos vivos não-operatively.  Essa abordagem pode ser usada para administrar seletivamente agentes a um pulmão ou pode ser adaptada para melhorar a entrega do agente simétrico para ambos os pulmões.

Administração Intrabronquial direta para melhorar a deposição do agente seletivo dentro do pulmão do rato

Neste estudo, apresentamos um protocolo eficaz e reprodutível para isolar as populações imunes do sistema respiratório murino. Também fornecemos um método para a identificação de todas as células imunes inatas e adaptativas que residem nos pulmões de camundongos saudáveis, usando um painel de citometria de fluxo baseado em 9 cores.

Análise Citométrica de Fluxo para Identificação das Células Imunes Inatas e Adaptativas do Pulmão murino

Neste trabalho, propomos um protocolo para a administração intratraqueal de lipopolissacarídeo (LPS) via intubação endotraqueal orofaríngea não invasiva. Este método minimiza o trauma do procedimento cirúrgico para o animal e entrega com precisão LPS para a traqueia e, em seguida, para os pulmões.

Instilação não invasiva de lipopolissacarídeo intratraqueal em camundongos

O modelo de transplante traqueal intrapulmonar murino (TTPI) é valioso para o estudo da doença obliterativa das vias aéreas (DAO) após o transplante pulmonar. Oferece informações sobre o comportamento imunológico e angiogênico pulmão-específico na obliteração das vias aéreas após alotransplante com alta reprodutibilidade. Descrevemos aqui o procedimento do IPTT e seus resultados esperados.

Transplante de Traqueia Intrapulmonar Purino: Modelo para Investigação de Doença Obliterativa das Vias Aéreas Após Transplante Pulmonar

Aprenda a instilação endotraqueal não-cirúrgica em camundongos para análise de células imunes pulmonares e linfonodos drenantes por citometria de fluxo. Este método permite entrega direcionada de materiais de teste aos pulmões.

Não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com Análise de Pulmões e Drenagem Linfática Nodes Lung por citometria de fluxo (Vídeo) | JoVE Journal

Não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com Análise de Pulmões e Drenagem Linfática Nodes Lung por citometria de fluxo

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