Ensaio de Separação de Fase de Proteína: Um Método Optogenético para Separação de Fase de Proteína de Ligação a RNA Mutante em Neurônios Motores Espinhais de Larvas de Peixe-Zebra

0 vistas4:38 min • July 8th, 2025

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As proteínas de ligação ao RNA nuclear, RBPs, são proteínas multifuncionais compostas por regiões ordenadas com estrutura tridimensional bem definida e regiões menos estáveis e intrinsecamente desordenadas, IDRs.

Em várias doenças neurodegenerativas, as mutações específicas do IDR fazem com que os RBPs se localizem incorretamente no citoplasma e se envolvam aberrantemente em interações fracas, formando inclusões dinâmicas e sem membrana - um fenômeno chamado separação de fases. Eventualmente, essas inclusões amadurecem em agregados tóxicos e insolúveis, resultando em disfunção neuronal e degeneração.

Para investigar a separação de fases RBP in vivo usando optogenética, comece com uma larva de peixe-zebra transgênica anestesiada e descorionada, expressando uma RBP com mutação IDR fundida a um repórter fluorescente e um domínio fotorreceptor sensível à luz azul, em tampão adequado.

Em seguida, monte a larva lateralmente em uma gota de agarose derretida para imagens da medula espinhal. Deixe a agarose solidificar, imobilizando a larva. Usando um microscópio confocal, adquira imagens da medula espinhal para visualizar os RBPs fluorescentes, localizados dentro dos núcleos neuronais.

Agora, remova a larva da agarose e transfira para uma placa de vários poços contendo tampão. Posicione a placa em um painel de diodo emissor de luz azul otimizado e ilumine a larva.

Após a exposição à luz azul, os RBPs mutantes se localizam incorretamente no citoplasma, onde os domínios fotorreceptores oligomerizam e formam clusters, aproximando os IDRs dos RBPs e facilitando sua auto-associação em inclusões sem membrana.

Após a iluminação, incorpore a larva em agarose e obtenha imagens de sua medula espinhal. As RBPs fluorescentes aparecem como compartimentos discretos dispersos no citoplasma neuronal.

Para imagens das larvas de peixe-zebra que expressam TDP-43 optogenético, descorione os peixes duplamente transgênicos e anestesize-os em tampão E3 contendo 250 microgramas por microlitro de tricano.

Em seguida, pré-aqueça a agarose a 1% de baixa temperatura de fusão contendo 250 microgramas por microlitro de metanossulfonato de etil 3-aminobenzoato a 42 graus Celsius e, em seguida, coloque uma gota da agarose no prato de base de vidro. O diâmetro da gota de agarose em forma de cúpula no prato de vidro deve ser de 8 a 10 milímetros.

Em seguida, usando uma pipeta Pasteur, adicione o peixe anestesiado à agarose no prato de base de vidro. Minimize a quantidade de tampão E3 adicionado à agarose junto com o peixe. Em seguida, misture pipetando algumas vezes.

Durante a solidificação da agarose, mantenha o peixe de lado com uma agulha de seringa, de modo que a medula espinhal fique em uma posição horizontal apropriada. Depois que a agarose solidificar, adicione algumas gotas de tampão E3 no peixe montado em agarose em forma de cúpula.

Usando um microscópio confocal equipado com uma lente objetiva de imersão em água de 20x, adquira seções z confocais seriais da medula espinhal. Inclua a cloaca no lado ventral dos peixes nas regiões de interesse como referência para identificar e comparar os segmentos da coluna vertebral ao longo dos pontos de tempo.

Assim que a imagem estiver concluída, use uma agulha de seringa para quebrar cuidadosamente a agarose e remover o peixe da agarose. Mantenha a quantidade de tempo que o peixe fica embebido na agarose o mais curto possível, embora a incorporação de agarose por menos de 30 minutos não afete a viabilidade do peixe.

Adicione 7,5 mililitros de tampão E3 a um poço de um prato de 6 poços e coloque o peixe transgênico duplo com imagem nesse poço. Em seguida, coloque a antena no painel de LED, mantendo a antena e o painel de LED separados por 5 milímetros com um espaçador, e acenda a luz LED azul.

Mantenha alguns peixes transgênicos duplos em um prato separado de 6 poços coberto com papel alumínio para peixes de controle não iluminados. Após o tempo de iluminação desejado, faça uma imagem da medula espinhal do peixe iluminado, conforme demonstrado anteriormente.

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Última atualização: 15 agosto 2026