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As células submetidas à apoptose - morte celular programada - exibem sinais de coma-me em sua superfície celular, facilitando a degradação por fagócitos - células imunes especializadas. Esse processo de depuração das células apoptóticas é chamado de eferocitose.
Para realizar o ensaio de eferocitose, primeiro tome uma suspensão de células apoptóticas de dupla coloração. As superfícies dessas células são marcadas com biotina, e o citoplasma é marcado com um corante de rastreamento celular, marcando materiais derivados de células apoptóticas.
Adicione a suspensão celular a uma cultura de células de macrófagos aderidas, que funcionam como eferócitos. Centrifugar, forçando o contato entre macrófagos e células apoptóticas, e incubar.
Os receptores eferocíticos nos macrófagos se ligam à fosfatidilserina - um sinal de coma-me - na membrana celular apoptótica, facilitando seu engolfamento. Pequenos fragmentos da célula apoptótica são absorvidos dentro de uma vesícula ligada à membrana, chamada eferrossomo.
Isso resulta em uma fração eferocitada - parte da célula apoptótica dentro do macrófago - e uma fração não eferocitada - a parte não internalizada da célula apoptótica.
Adicione estreptavidina marcada com fluorescência, que se liga às moléculas de biotina expostas na superfície da fração não eferocitada, diferenciando as porções não internalizadas e internalizadas da célula apoptótica.
Sob um microscópio de fluorescência, a fração de células apoptóticas não internalizadas mostra marcação com estreptavidina, enquanto os efernossomos aparecem como pontos discretos livres de estreptavidina.
Para quantificar a eferocitose, determine o número de eferrossomos discretos e meça a intensidade das frações de células apoptóticas eferocitadas e não eferrocitadas.
Depois de preparar macrófagos humanos e células Jurkat apoptóticas, use um hemocitômetro para contar as células apoptóticas. Em seguida, transfira uma quantidade suficiente de células apoptóticas para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitro.
Pulverize as células de Jurkat por centrifugação a 500 vezes g por 5 minutos. Em seguida, ressuspenda as células em 500 microlitros de PBS. Enquanto as células Jurkat estão na centrífuga, alíquota de 10 microlitros de DMSO em um novo tubo de microcentrífuga.
Em seguida, dissolva uma quantidade mínima de NHS-biotina no DMSO. Em seguida, transfira 500 microlitros da célula apoptótica e da suspensão de PBS para o tubo contendo DMSO e NHS-biotina. Em seguida, dilua um corante de rastreamento de células apropriado de acordo com as instruções do fabricante.
Incubar a suspensão celular à temperatura ambiente durante 20 minutos no escuro. Em seguida, adicione um volume igual de RPMI 1640 com 10% de FBS e incube a suspensão em temperatura ambiente no escuro por mais 5 minutos.
Depois disso, pulverize as células por centrifugação a 500 vezes g por 5 minutos. Em seguida, descarte o sobrenadante e ressuspenda as células coradas em 100 microlitros de RPMI 1640 com 10% de FBS. Adicione 100 microlitros de suspensão de células coradas gota a gota a cada poço de macrófagos. Em seguida, centrifugue a placa a 200 vezes g por 1 minuto. Incubar a placa a 37 graus Celsius com 5% de CO2 em uma incubadora de cultura de tecidos.
Após o período de incubação apropriado, remova as células da incubadora. Em seguida, lave as células duas vezes com 1 mililitro de PBS. Depois disso, adicione estreptavidina conjugada com FITC diluída a cada poço e incube a placa por 20 minutos no escuro.
Lave as células três vezes com 1 mililitro de PBS e agite suavemente as amostras por 5 minutos após cada enxágue. Em seguida, fixe as células com paraformaldeído a 4% em PBS por 20 minutos em temperatura ambiente. Enxágue as células uma vez com PBS para remover qualquer excesso de PFA.
Monte lamínulas em uma lâmina de imagem e transfira a lâmina para um microscópio de fluorescência. Capture pilhas z de um número suficiente de células para quantificação.