Separação de neutrófilos sem marcação da secreção traqueal usando canal microfluídico espiral

Neutrófilos - células imunes com núcleos multilobados, regulam a imunidade traqueal engolindo patógenos invasores.

Para separar os neutrófilos da secreção traqueal, comece com um canal microfluídico espiral.

O canal espiral se origina da entrada central, estendendo-se progressivamente e bifurcando-se em saídas de parede interna e externa. O canal de bifurcação tem espessuras variadas, garantindo uma separação eficiente. Cada canal curvo se assemelha a um trapézio, com a altura da parede externa maior que a da parede interna, gerando um padrão de fluxo variável.

Encha a entrada com uma secreção traqueal humana diluída e pré-filtrada composta por agregados de mucina, neutrófilos e eritrócitos - como contaminantes incidentais. Flua a amostra a uma taxa de fluxo específica através do microcanal espiral que leva à dispersão das células e agregados.

À medida que as células viajam pelo canal trapezoidal, elas experimentam o arrasto de Dean e as forças de sustentação inercial. A interação entre essas duas forças cria um equilíbrio, separando as células por seus tamanhos. Como resultado, neutrófilos de tamanho maior se acumulam perto da parede interna do canal, enquanto eritrócitos e agregados de mucina permanecem perto da parede externa do canal.

Finalmente, os neutrófilos se movem através do canal mais amplo e são coletados na saída da parede interna.

Em contraste, o canal estreito coleta eritrócitos e agregados de mucina na saída da parede externa, garantindo uma separação eficiente dos neutrófilos.

Use uma seringa de 10 mililitros para coletar 1 mililitro de amostras de secreção das vias aéreas em 9 mililitros de solução salina tamponada com fosfato. Em seguida, com a ajuda de uma pipeta romba, homogeneizar a amostra de muco. Em seguida, use um filtro de células de náilon de 40 micrômetros para coar o diluente e remova grandes pedaços de tecido ou coágulos sanguíneos. Após a conclusão do coamento, coloque a amostra no gelo.

Em seguida, adicione 50 mililitros de solução salina tamponada com fosfato ao diluente de amostra de 0,5 mililitro para atingir uma concentração final de 1.000 vezes a amostra diluída. Use a guia de fluido para montar o chip PDMS para aplicar um fluxo uniforme a cada um dos quatro microcanais espirais. Em seguida, use um conector luer macho com diâmetro de 1/16 de polegada para conectar à entrada, à tomada de parede interna e às portas de saída de parede externa da guia de fluido.

Em seguida, conecte um tubo de silicone à suspensão da amostra. Em seguida, conecte a bomba peristáltica à tubulação de entrada. Coloque a tubulação de saída da parede externa no reservatório de resíduos. Em seguida, posicione a extremidade da tubulação de entrada e a tubulação de saída da parede interna no sample reservatório.

Depois de posicionar o tubo, deixe um tubo de 50 mililitros cheio de 5 mililitros de solução salina tamponada com fosfato sem cálcio e magnésio no reservatório da amostra. Em seguida, para escorvar o dispositivo, comece a bombear a uma vazão de aproximadamente 1 mililitro por minuto.

Depois de colocar a amostra no reservatório de amostra, ligue a bomba peristáltica e ajuste a vazão em 4 mililitros por minuto. Depois que o volume de amostra atingir o volume desejado de aproximadamente 1 a 2 mililitros, interrompa a operação e desconecte a tubulação.