Um ensaio de citometria de fluxo para identificar subconjuntos de células imunes em células mononucleares do sangue periférico

0 vistas4:57 min • July 8th, 2025

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Pegue as células mononucleares do sangue periférico ou PBMCs, uma população de células mistas que inclui linfócitos e monócitos.

Adicione um corante de viabilidade fluorescente para discriminar células mortas e um coquetel de anticorpos marcado com fluorescência para identificar diferentes tipos de células.

Os anticorpos conjugados com fluorocromo A ligam-se a marcadores de superfície - CD3 em células T, receptor de células T γδ ou TCR em células T γδ e CD56 em células natural killer ou NK.

Os anticorpos conjugados com fluorocromo B ligam-se a CD4 e CD8 em células T, CD19 em células B e CD14 em monócitos.

Usando citometria de fluxo, identifique os subconjuntos de células vivas.

Enquanto as células T CD8+ e CD4+ são CD3+, as células CD4+ situam-se entre as células CD3 uni-positivas e as células CD3-CD8 duplamente positivas.

As células T γδ expressam TCRs γδ e CD3 mais altos em comparação com as células CD4+ e CD8+.

As células B e as células NK são CD3-, mas são identificadas por CD19 nas células B e CD56 nas células NK.

Os monócitos são identificados pela expressão de CD14.

Para preparar os PBMCs para coloração, transfira 100 microlitros de cada amostra para uma placa de fundo em V de 96 poços. Centrifugar a placa a 350 vezes g durante três minutos à temperatura ambiente. Aspire cuidadosamente o sobrenadante sem perturbar o sedimento celular. Para cada poço, adicione 100 microlitros de PBS contendo um corante fixável vivo / morto que reage com amina livre nas proteínas e ressuspenda a mistura de PBMC com cuidado.

Em seguida, deixe a placa descansar por 10 minutos em temperatura ambiente para a marcação das células mortas. Para cada amostra, prepare 30 microlitros de uma mistura contendo todos os sete anticorpos. Nesta fase, anticorpos titulados contra diferentes moléculas-alvo e em diferentes fluorocromos também podem ser adicionados. Centrifugar a placa de 96 poços a 350 vezes g durante três minutos à temperatura ambiente e aspirar cuidadosamente o sobrenadante sem perturbar o sedimento da célula.

Adicione o coquetel de anticorpos a cada poço e ressuspenda cuidadosamente sem gerar bolhas. Incube por 30 minutos em temperatura ambiente no escuro. Após 30 minutos, adicione 150 microlitros de tampão de coloração a cada poço e centrifugue a placa a 350 vezes g por três minutos em temperatura ambiente. Aspire cuidadosamente o sobrenadante sem perturbar o pellet celular e ressuspenda as células em 200 microlitros de PBS. As células agora estão prontas para análise de citometria de fluxo.

Para iniciar esta estratégia de gating de dois fluorocromos e sete marcadores, selecione a porta de linfócitos e crie um gráfico de pontos com um dos dois fluorocromos usados neste protocolo em cada eixo. Gate em células T CD8-positivas, identificadas como células CD3 e CD8 duplamente positivas no canto superior direito do gráfico de pontos. Exclua a população CD8 fraca, que pode conter células T NK. Gate em células T CD4-positivas, identificadas como a população entre as células T CD8-positivas e as populações CD3 single-positivas.

Gate em células T gama-delta, identificadas como células CD3 altas. Subdivida as células T gama-delta em CD8-positivas e CD8-negativas. Gate em células NK, identificado como a população entre células CD3-positivas e CD3-negativas. Subdivida as células NK em Gate CD8-positivo e CD8-negativo nas células B, identificado como a população CD3-negativa e CD19-positiva no canto inferior direito do gráfico de pontos.

Selecione a porta do monócito e crie um gráfico de pontos com um dos dois fluorocromos usados neste protocolo em cada eixo. Gate na população CD3-negativa e CD14-positiva.

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Última atualização: 15 agosto 2026