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Pegue uma microplaca com inserções transwell revestidas com proteínas ECM para promover a adesão celular.
Adicione células endoteliais microvasculares do cérebro humano, ou HBMECs, nas inserções e um meio de crescimento nos compartimentos inferiores.
Incubar, permitindo que as células adiram e cresçam em uma monocamada. Essas células expressam junções apertadas, imitando o endotélio da barreira hematoencefálica que limita a passagem de células e moléculas.
Remova o meio. Adicione células mononucleares do sangue periférico, ou PBMCs, às inserções e um meio de cultura aos compartimentos inferiores.
Incubar, permitindo que os linfócitos PBMC interajam com as células endoteliais e depois passem entre elas, um processo chamado transmigração.
Enxágue o fundo da inserção, coletando as células transmigradas aderidas nos compartimentos inferiores.
Introduzir microesferas fluorescentes como referência para quantificação celular.
Transfira a suspensão para um tubo, centrifugue, descarte o sobrenadante e ressuspenda em um coquetel de anticorpos conjugado com fluoróforo para marcar os linfócitos.
Os linfócitos transmigrados estão prontos para quantificação por citometria de fluxo.
Para preparar as inserções de cultura de células para um ensaio de transmigração, primeiro adicione 100 microlitros de solução de fibronectina a cada inserção e a um poço de uma placa de fundo plano de 96 poços. Após três horas a 37 graus Celsius, substitua a solução de fibronectina por 100 microlitros de HBMEC e adicione 600 microlitros de meio ECM-b fresco aos compartimentos inferiores das inserções de cultura de células.
Em seguida, devolva as placas à incubadora de cultura de células por três a quatro dias. Ressuspenda a amostra de célula mononuclear do sangue periférico, ou PBMC, para uma concentração de 5 vezes 10 a 6 células por mililitro em meio RPMI suplementado com B27. Em seguida, aspire o meio dos compartimentos inferior e superior do número apropriado de inserções de cultura de células contendo as monocamadas confluentes de HBMEC e adicione 100 microlitros de PBMC por doador às inserções de cultura de células e a um poço de uma placa de 24 poços por controle in vitro.
Adicione 600 microlitros de RPMI mais B27 aos compartimentos inferiores das inserções de cultura de células e 500 microlitros aos poços de controle in vitro e devolva as placas à incubadora de cultura de células por seis horas. No final da incubação, use uma pinça para remover as inserções de cultura de células, enxaguando cuidadosamente o fundo com 400 microlitros de PBS sem tocar nas membranas.
Em seguida, misture completamente 20 microlitros de fluoroesferas de contagem de fluxo com as células nos poços de controle experimental e in vitro e transfira 1 mililitro das suspensões de PBMC resultantes para os tubos de citometria de fluxo correspondentes apropriados. Colete as células por centrifugação e adicione os anticorpos conjugados com fluorocromo de interesse em 100 microlitros de tampão de citometria de fluxo a cada amostra. Após 30 minutos a 4 graus Celsius, lave as células com 250 microlitros de tampão de citometria de fluxo fresco e ressuspenda os pellets no volume apropriado de tampão de citometria de fluxo para análise.