Name: Amida de hidrogênio / deutério Exchange and MALDI-TOF Análise Espectrometria de Massa de PAK2 Ativação (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 15 s
Description: Aprenda a monitorar troca hidrogênio/deutério na ativação da proteína quinase Pak2 usando espectrometria de massa MALDI-TOF. Este método revela dinâmica estrutural e mudanças conformacionais proteicas.

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Este trabalho é apoiado em parte do National Institutes of Health Grant GM-26738 (para JAT).

1. PAK2 Ativação <ol><li> Adicione a quantidade pré-testados apropriado de caspase 3-20 mL de 12 mg / ml em tampão PAK2 A e (50 mM DTT mM Tris-HCl, 150 mM NaCl, e 2 em pH 7,5) incubar a 34 ° C por 30 min plenamente decompor e PAK2 ativar. </li><li> Analisar os produtos de dissociação por SDS-PAGE (10%) e coloração Coommassie azul. </li><li> Adicione o PAK2 clivada para a ativação de buffer B (50 mM Tris-HCl, 150 mM NaCl, 15 mM MgCl 2, 10 mM ATP) em pH 7,5, em 20 l para uma concentração final de 10 mg / ml PAK2, e incubar a 34 ° C por 30 min para ativar completamente PAK2 por autofosforilação em 8 sites. </li><li> Confirmar clivagem cheio de PAK2 pela migração do p34 e p27 fragmentos como determinado por SDS-PAGE 10. Verificação adequada das condições autofosforilação é feita através de autoradiografia em um experimento separado usando (32 P) ATP ou espectrometria de massa para detectar fosfopeptídeos. </li></ol> 2. Identificaçãode pepsina-digerida PAK2 Fragments <ol><li> Adicionar 1 ml de 0,1% de ácido Trifluroacetic (TFA) em pH 2,5 para lavar as contas agarose duas vezes antes de usar. Então, centrifugue as amostras por 15 segundos a 2.000 xg para remover as contas. </li><li> Adicionar PAK2 (20 mg em 2 mL de 150 mM NaCl, 50 mM DTT mM Tris-HCl e 2, pH 7,5) para 100 l de TFA 0,1%, e incubar a amostra por 5 min com 30 mL de contas pepsina-conjugado de agarose . </li><li> Equilibrar uma coluna de HPLC de fase reversa C18 com um sistema primário de solvente de TFA 0,1% em pH 2.5. O resumo da pepsina (50 ul) é eluída usando um gradiente de 100 min-linear de 0-80% de acetonitrila contendo TFA 0,1% a uma vazão de 0,2 ml / min. Frações são coletadas a cada 2 min. </li><li> Seca as frações de HPLC com uma velocidade-vac (3 h) e ressuspender as amostras em uma solução de acetonitrila (5 mL) e TFA 0,1% (5 mL), pH 2.5. </li><li> Inicialmente, cada fração é testado para peptídios usando o MALDI-TOF PerSeptive Biosystems Voyager STR DE (PE Biosystems, Foster City, CA, EUA). </li><li> As 16 frações contendo peptídeos são submetidos a espectrometria de massa em tandem utilizando um espectrômetro de massa Q-TOF e um QStar XL oMALDI MS / MS para identificar os fragmentos. </li><li> A seqüência de cada peptídeo é verificado pelos íons produto gerado pela espectrometria de massa em tandem com a teórica m / z relações com base na seqüência primária de PAK2 usando a Protein Prospector website ( <a href="http://prospector.ucsf.edu/">http://prospector.ucsf.edu/</a> ) 11. </li></ol> 3. Medição de amida H / D Câmbio <ol><li> Mantenha todas as soluções e reagentes necessários para H / D de câmbio em 25 ° C em banho-maria. ATP é dissolvido em água eo pH é ajustado para 7,0 antes da utilização. O adicional de 4 mM ATP na 2 D O tampão é para prevenir ATP dissociada PAK2 após a diluição. </li><li> Iniciar H / D de troca através da adição de 18 mL de tampão D 2 O (50 mM pH 6,98 MOPS, 125 mM NaCl) a 2 mL (20 mg) De PAK2 em um tampão contendo 150 mM NaCl, 50 mM DTT mM Tris-HCl (pH 7,5) e 2, resultando em um nível PAK2 de 10 mg / ml e um pH de 7,0 a 0 ° C. </li><li> Incubar as amostras em triplicata na troca H / D de 0, 0,5, 1, 3, 5 e 10 min, ou 24 h. </li><li> Extinguir o H / D processo de troca, adicionando 180 mL de gelada TFA 0,1% em pH 2.2, que traz o pH para 2,5 em um volume final de 200 mL. Para as amostras contendo ATP, 180 mL de gelo frio TFA 0,11% em pH 2.2 é utilizado para manter o pH de 2,5 na condição saciada. </li><li> Adicionar uma alíquota (100 l) de cada amostra a 30 mL saciada de contas ativadas pepsina-conjugado de agarose. A digestão pepsina é permitido proceder em gelo por cinco minutos e as amostras são centrifugadas a cada 30 seg. </li><li> Terminar a digestão por centrifugação da amostra por 15 segundos a 5.000 xg a 4 ° C para remover a pepsina. </li><li> Rapidamente congelar as amostras em N 2 líquido e armazenar a -80 ° C para não mais de 2dias antes da MALDI-TOF análise. </li><li> A matriz para MALDI é de 5 mg / ml de α-ciano-4-hidroxicinâmicos ácido (CHCA) dissolvido em uma solução (1:1:1) de etanol, acetonitrila e TFA 0,1% em pH 2,5 e mantidos a 0 ° C. </li><li> Parcialmente descongelar cada amostra rapidamente e misture 1 ml de cada amostra com 1 ml de matriz e local em um 4 ° C placa-alvo MALDI. </li><li> Aplicar um vácuo moderado ao prato para secar os pontos em 30 segundos antes de MALDI-TOF análise. O tempo entre o descongelamento da amostra e recuperação de espectro é de cerca de 3 min. </li><li> Adquirir MALDI-TOF espectros de massa com um Voyager Biosystems PerSeptive STR DE. Aquisição de dados em uma taxa de amostragem de 2 GHz a 100 mil canais de dados, com uma tensão de 20.000 V de aceleração, e uma tensão de rede usando 65% de extração atrasada com um atraso de pulso de 180 ns. Cem exames são em média de 2 min. O instrumento MALDI-TOF não se restringe a qualquer marca ou qualquer outro software específico. </li><li> Usar o Data Explorer programa de computador 4.0 para calculcomeu o deuteração de cada fragmento. </li><li> Calcular o câmbio de volta com base na razão entre o número deuteron real incorporado em 24 hr de H / D troca dividido por todos os possíveis locais de troca, que são a espinha dorsal amidas exceto a amida N-terminal (Figura 1). </li></ol> 4. Resultados representativos: A clivagem caspase e autofosforilação são verificados por SDS-PAGE coloração Commassie. PAK2 inativos é uma banda única de 58 kDa. Clivagem da caspase PAK2 está completa, e produz dois fragmentos, p27 e p34 que migram separadamente. A migração de p27 e p34 autofosforilada mostra uma sobreposição no gel devido à migração retardada do p27 totalmente fosforilados fragmento (Figura 2). Experimentos H / D de câmbio são realizadas várias vezes entre 0 e 10 min (Figura 3). Como exemplo, o tempo de incorporação de deutério na m / zpeak 1.697,85 de PAK2 inativo é composto de vários picos de isótopos, como mostrado pela mudança do envelope de massa ao longo do tempo. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3602/3602fig1.jpg" /> Figura 1. Equação para o cálculo da deuteração. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3602/3602fig2.jpg" /> Figura 2. Autofosforilação e clivagem caspase de PAK2. Caspase clivada PAK2 (faixa esquerda), PAK2 inativos intacta (meio lane) e caspase clivada PAK2 autofosforilada (pista direita) foram analisadas por SDS-PAGE e coloração Coommassie azul. Adaptado de Hsu, YH et al 2. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3602/3602fig3.jpg" /> Figura 3. Espectro de massa de um curso do tempo de incorporação de deutério para PAK2 inativo. PAK2 inativos foi submetido a H / D exchaESL para 00-10 min e analisados ​​por MALDI-TOF. Um exemplo da distribuição expandida isotópica de MALDI-TOF de pico m / z 1.697,85 durante o curso do tempo de H / D de câmbio é mostrado. A linha vermelha pontilhada indica a média do envelope de massa e da mudança do envelope de massa mostra o deuteração de um peptídeo.

<ol><li>Anand, G. S., Hughes, C. A., Jones, J. M., Taylor, S. S., Komives, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amide+H%2F2H+exchange+reveals+communication+between+the+cAMP+and+catalytic+subunit-binding+sites+in+the+R%28I%29alpha+subunit+of+protein+kinase%5BTitle%5D)+AND+%22A.+J.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Amide H/2H exchange reveals communication between the cAMP and catalytic subunit-binding sites in the R(I)alpha subunit of protein kinase.</a> A. J. Mol. Biol. 323, 377-386 (2002).</li>
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<li>Rudel, T., Bokoch, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+and+morphological+changes+in+apoptotic+cells+regulated+by+caspase-mediated+activation+of+PAK2%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Membrane and morphological changes in apoptotic cells regulated by caspase-mediated activation of PAK2.</a> Science. 276, 1571-1574 (1997).</li>
<li>Roig, J., Traugh, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytostatic+p21+G+protein-activated+protein+kinase+gamma-PAK%5BTitle%5D)+AND+%22Vitam.+Horm%22%5BJournal%5D)">Cytostatic p21 G protein-activated protein kinase gamma-PAK.</a> Vitam. Horm. 62, 167-198 (2001).</li>
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<li>Clauser, K. R., Baker, P., Burlingame, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+accurate+mass+measurement+%28%2B%2F-+10+ppm%29+in+protein+identification+strategies+employing+MS+or+MS%2FMS+and+database+searching%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Role of accurate mass measurement (+/- 10 ppm) in protein identification strategies employing MS or MS/MS and database searching.</a> Anal. Chem. 71, 2871-2882 (1999).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Identificação dos fragmentos Pepsin-digerida é uma etapa crítica da experiência de troca H / D. Identificação incorreta do peptídeo pode levar a uma conclusão errada. PAK2 pepsina-digerida é eluído através de uma coluna de fase reversa HPLC C18 para obter um fundo limpo. Em nossos experimentos, um total de 40 frações foram coletadas e submetidas a MALDI-TOF. Peptídeos múltiplos puderam ser identificados em cada uma das frações. Os peptídeos foram submetidos a espectrometria de massa (Q-TOF MS / MS e oMALDI MS / MS) para identificar suas seqüências. Os espectros MS / MS de um peptídeo deve ter pelo menos três íons produto para confirmar a identificação do peptídeo. O Data Explorer programa de computador 4.0 (Applied Biosystems) realiza a correção inicial, e filtragem de ruído. Cada espectro deve ser calibrado com base em dois picos seqüenciado. Nós calibrar nosso espectro pela massa teórica do undeuterated m / z que são 923,45 e 1.697,84. TEle precisão massa após a calibração pode chegar a 10 ppm. Após deuteração, o mono-isótopos podem se deslocar para uma maior massa. Aumenta o passo unitário para estes índices m / z rendeu as massas melhorada associada deuteração. As intensidades de pico do envelope de massa não afetará o nível deuteração. No entanto, o pico de intensidade dos picos de isótopos em um envelope de massa específica são fundamentais para o cálculo da massa média. O primeiro passo do cálculo do deutério é incorporada subtraindo a massa de peptídeos da amostra não-deuterado a partir da amostra deuterado. Três outros fatores, a diluição D 2 O, os dêuterons residual nas cadeias laterais eo intercâmbio de volta, terá de ser ainda considerados no cálculo (Figura 1). A D 2 O diluição é o fator de diluição de D 2 O após a mistura da amostra e D 2 O tampão para iniciar a troca H / D. O deutério residual (4,5%) nas cadeias laterais da pepsina-digestpeptídeos ed precisa ser subtraído. A parte de trás de troca é a perda inevitável de deuteração em todos os peptídeos deuterado e pepsina-digerida no processo de medição de massa. O peptídeo mais acessíveis solvente (m / z = 1.105,60) após 24 horas de H / D de câmbio representa uma região deuteração completo. O número deuteron incorporados para cada um dos peptídeos é a diferença entre o centróide do deuterado e não deuterado peptídeos péptica PAK2. O peptídeo mais altamente deuterado m / z 1105 foi selecionado para representar deuteração cheia quando PAK2 foi de 24 h de H / D de câmbio. A Relação de Troca Voltar foi calculado pelo número deuteron real incorporado em 24 hr de H / D troca dividido por todos os possíveis locais de troca de peptídeo m / z 1105.

<table border="1"></table><table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comments (opcional) </td></tr><tr><td> D 2 O </td><td> Aldrich </td><td> 7789-20-0 </td><td></td></tr><tr><td> α-ciano-4-ácido hidroxicinâmicos </td><td> Sigma </td><td> 28166-41-8 </td><td></td></tr><tr><td> MALDI-TOF </td><td> PE Biosystems </td><td> Voyager STR DE </td><td></td></tr><tr><td> Q-TOF espectrômetro de massa </td><td> Q-TOF Ultima-Global </td><td></td><td></td></tr><tr><td> QStar XL oMALDI MS / MS </td><td> Applied Biosystems </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Data Explorer programa de computador 4,0 </td><td> Applied Biosystems </td><td></td><td></td></tr&gt; </tbody></table>

amida de hidrogênio / deutério exchange &amp; maldi-tof análise espectrometria de massa de pak2 ativação

Amide Hydrogen/Deuterium Exchange &amp; MALDI-TOF Mass Spectrometry Analysis of Pak2 Activation

Troca hidrogênio / deutério amida (H / D de câmbio) acoplado com espectrometria de massa tem sido amplamente utilizado para analisar a interface de interações proteína-proteína, mudanças conformacionais de proteínas, dinâmica de proteína e proteína-ligante interações. H / D de câmbio sobre as posições amida espinha dorsal tem sido utilizada para medir as taxas de deuteração do micro-regiões em uma proteína por espectrometria de massa 1,2,3. A resolução deste método depende da digestão da proteína pepsina deuterado de interesse em peptídeos que, normalmente, faixa 3-20 resíduos. Embora a resolução de H / D de troca medido por espectrometria de massa é menor do que a resolução resíduo única medida pelo único método Quantum Coherence heteronucleares (HSQC) da RMN, a medição de espectrometria de massa em H / D de câmbio não é limitada pelo tamanho da proteínas 4. H / D de câmbio é realizada em uma solução aquosa que mantém a conformação da proteína. Nós fornecemos um método que utilizes o MALDI-TOF para a detecção de dois, em vez de um HPLC / ESI (ionização electrospray)-MS sistema 5,6. A MALDI-TOF fornece dados precisos intensidade de massa para os peptídeos da proteína digerida, neste caso, a proteína quinase PAK2 (também chamado de γ-Pak). Proteólise de Pak 2 é realizado em uma digestão pela pepsina offline. Este método alternativo, quando o usuário não tem acesso a uma coluna de HPLC e pepsina conectado a espectrometria de massa, ou quando a coluna de pepsina em HPLC não resultar em um mapa melhor digestão, por exemplo, o bissulfeto-ligados fortemente secretado Fosfolipase A 2 (SPLA 2). Utilizando este método, conseguimos monitoradas as mudanças no nível deuteração durante a ativação da caspase PAK2 por clivagem 3 e autofosforilação 7,8,9.

MALDI-TOF espectrometria de massa foi utilizado com sucesso para monitorar a troca hidrogênio / deutério amida em proteína quinase PAK2 ativação.

Amida de hidrogênio / deutério Exchange &amp; MALDI-TOF Análise Espectrometria de Massa de PAK2 Ativação

A troca hidrogênio/deutério (troca H/D) de amida acoplada à espectrometria de massas tem sido amplamente utilizada para analisar a interface de proteína-proteína...

Este experimento demonstra como utilizar a espectrometria de massas para monitorar a troca de hidrogênio por deutério associada à proteína. As alterações estruturais que levam aos estados ativados primeiro clivam a proteína quinase PAC2 com a caspase-3 e, em seguida, ativam a PAC2 por autofosforilação usando TP como substrato; na segunda etapa, digerem-se a PAC2 com pepsina e analisam-se os fragmentos proteolíticos da PAC2 por espectrometria de massas em tandem. Prossiga para analisar os padrões de troca de hidrogênio por deutério da PAC2 por meio de monitoramento "mold-off" do nível de deuteração de cada fragmento da PAC2. O nível preciso de troca de hidrogênio por deutério, determinado por análise "mold-to", fornece informações importantes sobre a clivagem pela caspase-3 e a autofosforilação da PAC2.Este método pode ajudar a responder questões sobre dinâmica proteica, como alterações conformacionais de proteínas, interações entre proteínas e ligantes, e interações proteína-proteína. A principal vantagem desta técnica em relação a métodos existentes, como a espectrometria de massa LCQ com troca de hidrogênio por deutério, é instrumental. Este procedimento não exige um sistema de espectrometria de massa acoplado a HPLC para analisar os resultados da troca de hidrogênio por deutério, e o procedimento é fácil de operar. Para clivar 0,6 microgramas de PAC dois.Adicione a caspase três e incube a reação a 34 graus Celsius por 30 minutos. Verifique o PAC dois e a clivagem completa do PAC dois mediante análise dos produtos por eletroforese em gel de poliacrilamida com SDS. Para a reação de ativação, adicione o PAC dois clivado a 20 microlitros do tampão de ativação B e incube a 34 graus Celsius por 30 minutos.Utilize a eletroforese em gel de SDS para confirmar a autofosforilação pela migração dos fragmentos P 34 e P 27. Primeiro, lave duas vezes as esferas de aro conjugadas com purina com um mililitro de ácido trifuoroacético 0,1%, dilua dois microlitros de 10 miligramas por mililitro. Coloque duas em 100 microlitros de TFA 0,1%, adicione 30 microlitros das esferas de agro conjugadas com Pepsi lavadas e incube por cinco minutos.Prossiga para equilibrar uma coluna de fase reversa H-P-L-C-C 18 com TFA 0,1% em pH 2,5. Agora, carregue o Pepin Digest e dilua utilizando um gradiente linear de 100 minutos. Colete frações a cada dois minutos após secar as frações de HPLC com um speed VAC reus.Suspenda as amostras em cinco microlitros de acetonitrila e 0,1% de TFA em pH 2,5. Como uma triagem inicial, analise cada fração quanto a peptídeos por moldy para todas as frações contendo peptídeos.Identifique os fragmentos por espectrometria de massa em tandem. Utilize a função de produto MS no protein prospector para associar íons filhos e as razões MZ teóricas com base na sequência primária do PAC dois. Primeiro, equilibre todas as soluções e reagentes para a troca de hidrogênio por deutério.Inicie a troca hidrogênio-deutério adicionando 18 microlitros de tampão D₂O a dois microlitros de 10 miligramas por mililitro. Embalagem dois, realize reações em triplicata ao longo de um curso temporal. Interrompa a reação de troca hidrogênio-deutério com 180 microlitros de TFA a 0,1% gelado, pH 2,2.Agora distribua alíquotas de 100 microlitros de hidrogênio deutério. Adicione duas alíquotas para cada 30 microlitros de esferas agregadas conjugadas com pepin ativadas. Incube esta digestão com pepin no gelo durante cinco minutos.Vortexie a cada 30 segundos para interromper efetivamente as reações de digestão por centrifugação, removendo rapidamente a Pepin. Congele as amostras em nitrogênio líquido para análise posterior. Prepare a matriz e armazene a zero graus Celsius, descongele parcialmente cada amostra rapidamente.Misture um microlitro da amostra com um microlitro de matriz, depois aplique em uma placa-alvo envelhecida a quatro graus Celsius 30 segundos antes da análise envelhecida. Aplique um vácuo moderado sobre a placa para secagem. Os pontos continuam a adquirir espectros de massas envelhecidos com média de 100 varreduras em dois minutos.Prossiga utilizando o programa de computador Data Explorer 4.0 para calcular a duração de cada fragmento. Em seguida, calcule a troca reversa com base na razão entre a incorporação real devido a um número após 24 horas de troca de hidrogênio deutério dividido por todos os sítios passíveis de troca, que são as amidas da cadeia principal, exceto a amida terminal final. Neste exemplo, a clivagem e a autofosforilação da CASP Bay são verificadas por meio de coloração com Kumasi em gel de SDS-PAGE.A PAC-2 inativa não fosforilada é uma única banda de 58 quilodaltons CASP bay's. A clivagem da PAC-2 é completa e produz dois fragmentos, P27, o domínio regulatório, e P34, o domínio catalítico, após autofosforilação. A migração dos fragmentos P27 e P34 autofosforilados mostra uma sobreposição no gel proteico devido à migração retardada do fragmento P27 completamente fosforilado em comparação com a PAC-2 não fosforilada.Este espectro de massa mostra um curso temporal da incorporação de deutério para o PAC inativo dois. O pico MZ 1697,85 é composto por múltiplos picos isotópicos, conforme indicado pelo deslocamento do envelope de massa. Com o tempo, a linha pontilhada vermelha indica a média do envelope de massa e o deslocamento do envelope de massa mostra a duração de um peptídeo após ser dominado.Essa técnica pode ser concluída em dois dias se for realizada corretamente. Não se esqueça de que trabalhar com nitrogênio líquido pode ser extremamente perigoso, portanto tome precauções, como furar um orifício na tampa do tubo EOL de 1,5 mil antes de colocá-lo no nitrogênio líquido.

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Este fluxo de trabalho descreve o desempenho do enriquecimento tempo e econômico de múltiplas modificações pós-translacionais de proteínas (PTMs) simultaneamente para análise proteômica global quantitativa. O protocolo utiliza o enriquecimento ptm em nível de peptídeo com múltiplos anticorpos conjugados, seguido pela análise de espectrometria de aquisição independente de dados para obter insights biológicos sobre o crosstalk PTM.

Enriquecimento de afinidade simultânea de duas modificações pós-translacionais para quantificação e localização do site

As sintetizações lanthipeptide catalisam reações multistep durante a biossíntese de produtos naturais de peptídeos. Aqui, descrevemos um fluxo de trabalho contínuo, de baixo para cima, de espectrometria de massa de troca de hidrogênio -deutério (HDX-MS) que pode ser empregado para estudar a dinâmica conformacional das sintetizações de lanthipeptídeo, bem como outras enzimas semelhantes envolvidas na biossíntese de produtos naturais peptídeos.

Uma plataforma de espectrometria de massa de troca de hidrogênio (HDX-MS) para investigar enzimas biossintéticas de peptídeos

A rotulagem isotópica precursora combinada e a marcação isobárica (cPILOT) é uma estratégia de multiplexação de amostra aprimorada que é capaz de aumentar o número de amostras que podem ser analisadas simultaneamente com tags isobáricas disponíveis. A incorporação de uma plataforma robótica aumentou consideravelmente o rendimento experimental, a reprodutibilidade e a precisão quantitativa.

Multiplexação automatizada da amostra usando rotulagem isotópica precursora combinada e marcação isobárica (cPILOT)

A capacidade de avaliar o engajamento de alvos por inibidores candidatos em células intactas é crucial para a descoberta de drogas. Este protocolo descreve um ensaio de mudança térmica celular de formato 384 que detecta de forma confiável o engajamento de alvos celulares de inibidores visando shp2 tipo selvagem ou suas variantes oncogênicas.

Avaliando o engajamento de alvos celulares por inibidores de fosfattase de PHOsphatase

Aqui, apresentamos um protocolo para o enriquecimento de fosfatrofames fosfoproteínas e suas proteínas interativas a partir de células e tecidos e sua identificação e quantificação por proteômica baseada em espectrometria de massa.

Uma abordagem baseada em espectrometria de massa para identificar fosfofamina fosfates e seus interacttores

Aprenda a monitorar troca hidrogênio/deutério na ativação da proteína quinase Pak2 usando espectrometria de massa MALDI-TOF. Este método revela dinâmica estrutural e mudanças conformacionais proteicas.

Amida de hidrogênio / deutério Exchange & MALDI-TOF Análise Espectrometria de Massa de PAK2 Ativação

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